Giáo trình Kí sinh trùng thực hành (dành cho đào tạo cử nhân xét nghiệm)

BỘ Y TẾ








GIÁO TRÌNH

KÝ SINH TRÙNG
THỰC HÀNH
(DÙNG CHO ĐÀO TẠO CỬ NHÂN XÉT NGHIỆM)
MÃ SỐ: ĐK.01.Z.15

NHÀ XUẤT BẢN GIÁO DỤC
HÀ NỘI – 2008



Chỉ đạo biên soạn:
VỤ KHOA HỌC VÀ ĐÀO TẠO – BỘ Y TẾ


Chủ biên:
PGS. TS. LÊ THỊ XUÂN



Những người biên soạn:
CN. VÕ THỊ MỸ DUNG
CN. NGUYỄN THỊ HIỆN
CN. TRỊNH TUYẾT HUỆ
CN. NGUYỄN HỒ PHƯƠNG LIÊN
PGS.TS. LÊ THỊ XUÂN



Tham gia tổ chức bản thảo:
ThS. PHÍ VĂN THÂM
TS. NGUYỄN MẠNH PHA

LỜI GIỚI THIỆU


Thực hiện một số điều của Luật Giáo dục, Bộ Giáo dục & Đào tạo và Bộ Y tế đã ban hành
chương trình khung đào tạo Cử nhân xét nghiệm. Bộ Y tế tổ chức biên soạn tài liệu dạy – học các
môn cơ sở và chuyên môn theo chương trình trên nhằm từng bước xây dựng bộ sách đạt chuẩn chuyên
môn trong công tác đào tạo nhân lực y tế.
Giáo trình KÝ SINH TRÙNG THỰC HÀNH được biên soạn dựa vào chương trình giáo dục của
Trường Đại học Y Dược TP Hồ Chí Minh trên cơ sở chương trình khung đã được phê duyệt. Giáo
trình được PGS.TS. Lê Thị Xuân (Chủ biên), CN. Võ Thị Mỹ Dung, CN. Nguyễn Thị Hiện, CN.
Trịnh Tuyết Huệ, CN. Nguyễn Hồ Phương Liên biên soạn theo phương châm: kiến thức cơ bản, hệ
thống; nội dung chính xác, khoa học; cập nhật các tiến bộ khoa học, kỹ thuật hiện đại và thực tiễn Việt

Nam.
Giáo trình KÝ SINH TRÙNG THỰC HÀNH đã được Hội đồng chuyên môn thẩm định sách và
tài liệu dạy – học chuyên ngành Cử nhân xét nghiệm của Bộ Y tế thẩm định năm 2008. Bộ Y tế quyết
định ban hành tài liệu dạy – học đạt chuẩn chuyên môn của ngành trong giai đoạn hiện nay. Trong
thời gian từ 3 đến 5 năm, sách phải được chỉnh lý, bổ sung và cập nhật.
Bộ Y tế chân thành cảm ơn các tác giả và Hội đồng chuyên môn thẩm định đã giúp hoàn thành
cuốn sách; cảm ơn PGS.TS. Vũ Đức Chính, PGS.TS. Hoàng Tân Dần đã đọc và phản biện để cuốn sách
sớm hoàn thành, kịp thời phục vụ cho công tác đào tạo nhân lực y tế.
Lần đầu xuất bản, chúng tôi mong nhận được ý kiến đóng góp của đồng nghiệp, các bạn sinh viên và
các độc giả để lần xuất bản sau sách được hoàn thiện hơn.

VỤ KHOA HỌC VÀ ĐÀO TẠO – BỘ Y TẾ






LỜI NÓI ĐẦU

Giáo trình Ký sinh trùng thực hành được biên soạn cho sinh viên khoa Kỹ thuật Y học có
mục đích hướng dẫn cho những sinh viên học môn Ký sinh trùng nhằm hoàn thiện khả năng chẩn
đoán dựa trên một số thông tin lâm sàng cơ bản và xét nghiệm bệnh phẩm bằng cách xem kính
hiển vi, cấy. Một số kỹ thuật miễn dịch cũng được đề cập đến.
Giáo trình gồm có ba phần:
Phần một: Phần kỹ thuật trình bày những kỹ thuật xét nghiệm cơ bản bao gồm phương pháp
thu thập, bảo quản, xử lý bệnh phẩm.
Phần hai: Định danh, gồm các hình ảnh các ký sinh trùng và vi nấm gây bệnh thường gặp ở
nước ta.
Ngoài việc các sinh viên phải nắm vững các kỹ thuật được giới thiệu, điều chúng tôi quan

tâm hơn nữa là sinh viên phải biết được ưu, nhược điểm của các phương pháp được chọn, phải
hiểu ích lợi và hạn chế của nó. Sinh viên cần phải biết lựa chọn các phương pháp chẩn đoán phù
hợp với từng loại ký sinh trùng và từng loại bệnh phẩm.
Nội dung các kỹ thuật trình bày trong giáo trình này có thể không được đầy đủ, nhưng nó
cũng chứa đựng các phương pháp phổ biến nhất và đủ dùng cho các phòng xét nghiệm lâm sàng ở
nước ta.
Trong cuốn giáo trình này, chúng tôi đã cố gắng trình bày những điểm đặc trưng về hình thể để
phân biệt ký sinh trùng và giải thích làm thế nào để xác định chúng.
Phần ba: Phụ lục, giới thiệu các hóa chất thường dùng trong xét nghiệm ký sinh trùng đường ruột;
các hóa chất, thuốc nhuộm và môi trường trong xét nghiệm nấm.
Những hình ảnh minh họa, mặc dù không hoàn chỉnh nhưng cũng khá đầy đủ về số lượng và
chất lượng, cung cấp một cách khái quát về hình thái của ký sinh trùng và vi nấm cũng như các kỹ
thuật phát hiện chúng.
Các tác giả là những người làm việc ở phòng thí nghiệm trong nhiều năm qua và có kinh nghiệm
giảng dạy về môn Ký sinh trùng, hy vọng rằng cuốn sách này sẽ cung cấp những thông tin có giá trị cho
sinh viên nhằm giúp họ có kiến thức về thực tiễn chẩn đoán ký sinh trùng, giúp cho việc phòng, chữa
bệnh đạt hiệu quả.
Do trình độ và thời gian có hạn, chúng tôi không tránh khỏi những thiếu sót về chuyên môn
cũng như in ấn, rất mong nhận được sự góp ý của các sinh viên và đồng nghiệp để lần xuất bản
sau giáo trình được hoàn thiện hơn.
Xin chân thành cảm ơn.
CÁC TÁC GIẢ

PHẦN MỘT
KỸ THUẬT



Bài 1

CÁCH SỬ DỤNG VÀ BẢO QUẢN KÍNH HIỂN VI



Đa số ký sinh trùng (KST) không thể nhận thấy bằng mắt thường mà cần có những dụng cụ
quang học để phóng đại chúng lên như kính lúp, kính hiển vi. Tùy theo yêu cầu của kỹ thuật, kính
hiển vi còn cần có những phụ tùng để đo kích thước KST, tụ quang nền đen,…
1. NHẮC LẠI CẤU TRÚC CỦA KÍNH HIỂN VI
Kính hiển vi là một công cụ thường dùng và quan trọng nhất của một phòng xét nghiệm KST.
Kính hiển vi có thể có những hình dạng khác nhau tùy theo mẫu sản xuất, nhưng cấu tạo cơ bản
giống nhau, gồm có những bộ phận:
 Thị kính là một thấu kính nằm ở phía trên để mắt nhìn ảnh qua vật kính. Có 3 loại thị kính
x5, x10, x15; loại x10 thường được dùng nhiều nhất.
 Ống kính là một ống mà ánh sáng phải đi qua từ vật kính đến thị kính và có chức năng giữ
thị kính và vật kính nằm cách nhau một khoảng nhất định.
 Đĩa mang vật kính là một bộ phận có 4 lỗ để gắn vật kính, khi xoay sẽ đưa vật kính cần sử
dụng vào ống kính.
 Vật kính: ánh sáng đi qua vật quan sát rồi đến thấu kính này. Có 4 loại vật kính, nhưng
thường dùng 3 loại:
– Vật kính x10: có thị trường lớn nhất, sau khi điều chỉnh để thấy rõ mẫu vật, vật kính này
thường cách kính mang vật khoảng 16mm.
– Vật kính x 40: có độ phóng đại trung bình, sau khi điều chỉnh để thấy rõ mẫu vật, vật kính
này thường cách kính mang vật khoảng 4mm.
– Vật kính x100: có độ phóng đại lớn nhất, sau khi điều chỉnh để thấy rõ mẫu vật, vật kính
này thường cách kính mang vật khoảng 1mm. Sử dụng vật kính với dầu soi kính và dùng ốc vi cấp
để điều chỉnh.
 Kính tụ quang: tập trung ánh sáng.
 Màng chắn ánh sáng: để cho ánh sáng qua nhiều hay ít để vào vật kính.
 Gương tròn dùng để lấy ánh sáng, thường có 2 mặt:
– Mặt lõm: khi sử dụng vật kính x10, x40.

– Mặt phẳng: khi sử dụng vật kính x100.
Những loại kính dùng ánh sáng của bóng đèn gắn trong thân máy không có gương.
 Tiểu xa: dùng để giữ tiêu bản được gắn với một trục có một ốc dùng để di chuyển sang
trái, sang phải và một ốc dùng để di chuyển phía trước, về sau.
 Thân kính mang ống kính, bàn mang mẫu vật, kính tụ quang, ốc vi cấp, ốc thứ cấp và
gương.
 Chân: có chức năng giữ cho kính được vững và ổn định.


Cấu tạo kính hiển vi quang học
2. CÁCH SỬ DỤNG KÍNH HIỂN VI
 Đặt tiêu bản lên bàn mang tiêu bản.
 Điều chỉnh ánh sáng với gương tròn, kính tụ quang và màn chắn sáng.
 Xoay trục mang vật kính x10 vào đúng vị trí.
 Vặn ốc thứ cấp để thấy rõ vật.
 Nếu cần quan sát với độ phóng đại lớn thì đổi qua vật kính lớn hơn x40, dùng ốc vi cấp để
điều chỉnh đến khi thấy rõ vật. Khi sử dụng vật kính x100, ta phải dùng dầu soi kính. Nhỏ 1 giọt
dầu lên tiêu bản rồi đổi qua vật kính x100.
3. CÁCH BẢO QUẢN KÍNH HIỂN VI
 Đặt kính hiển vi đúng chỗ, xa hơi nóng và chỗ ẩm ướt.
 Cầm kính hiển vi bằng thân kính, tay kia đỡ chân của kính. Phải để đứng kính hiển vi,
không được để kính nghiêng.
 Cẩn thận không làm rơi chất ăn mòn hay bất cứ một dung dịch nào lên bàn kính.
 Không được để tay ướt hay bẩn lên kính hiển vi.
 Lau thị kính và vật kính bằng giấy lau kính trước và sau khi dùng. Khi soi với vật kính
dầu, thấm giấy lau kính với một giọt xylen để lau vật kính. Sau khi lau với xylen, phải lau khô
ngay bằng giấy lau kính, nếu không xylen có thể làm bong những thấu kính gắn trong vật kính.
 Trước khi cất kính hiển vi, để vật kính nhỏ ở vị trí quan sát và hạ thấp ống kính bằng ốc lớn.
Vặn nhẹ nhàng, đừng ấn mạnh ống kính. Nếu cẩn thận hơn, hạ tụ quang kính xuống. Nếu tụ quang
kính bẩn, lau bằng giấy lau kính khô.

 Để gương nghiêng, mặt phẳng ra phía ngoài để tránh bụi.
 Che kính hiển vi bằng bao của kính. Cất kính vào đúng chỗ của kính, để lui vào phía trong,
đừng để mấp mé phía ngoài.

CÂU HỎI LƯỢNG GIÁ
1. Trình bày cách sử dụng kính hiển vi để quan sát một mẫu phân tươi.
2. Khi sử dụng kính hiển vi để soi lam máu, anh (chị) cần chú ý đến yếu tố nào để có thể nhìn
thấy rõ KST sốt rét (KST SR) trên phết máu nhuộm?
3. Sau khi soi lam máu tìm KST SR, anh (chị) bảo quản kính hiển vi như thế nào trước khi cất
vào tủ kính?


Bài 2
CÁCH CHUẨN ĐỘ KÍNH HIỂN VI



Xác định loài KST cần dựa vào nhiều tiêu chuẩn, trong đó có tiêu chuẩn kích thước của KST.
Ta có thể ước lượng kích thước KST bằng cách so sánh với một vật đã biết kích thước trước như
hồng cầu, nhưng cách này không cho ta kết quả chính xác. Để đo được chính xác kích thước KST,
ta dùng thước trắc vi đặt trong thị kính.
1. DỤNG CỤ
– Kính hiển vi 2 mắt với các vật kính x 10, x 40, x 100
– Dầu
– Giấy lau kính
– Thước trắc vi thị kính (chia thành 50 đơn vị)
– Thước trắc vi nền với 2 độ chia 0,1 và 0,01mm
– Thị kính (nên sử dụng thị kính x10):
+ Thước trắc vi nền có kích thước bằng lam kính bình thường và ở giữa có những gạch cách
nhau 0,1 và 0,01mm

+ Thước trắc vi đặt ở thị kính là một đường thẳng được chia thành 50 vạch. Tùy theo độ
phóng đại của vật kính, các vạch này có các số đo khác nhau.

2. QUY TRÌNH KỸ THUẬT
 Tháo thị kính ra và đặt thước trắc vi thị kính vào (mặt khắc vạch hướng xuống dưới). Đặt
thị kính trở lại vị trí cũ.
 Đặt thước trắc vi nền lên bàn kính hiển vi.
 Di chuyển bàn kính sao cho 2 thước nằm chồng lên nhau, vạch 0 trên thước trắc vi thị kính
trùng với vạch 0 trên thước trắc vi nền.
 Nhìn phía bên phải vạch 0 của thước trắc vi nền để tìm điểm mà 1 vạch của thước trắc vi thị
kính trùng với 1 vạch của thước trắc vi nền, điểm trùng này gọi là điểm Y. Khoảng cách sẽ thay đổi
tùy theo các vật kính sử dụng (x10, x40, x100).
 Đếm số vạch chia trên thước trắc vi thị kính, từ số 0 đến vạch trùng lắp (Y). Đếm số vạch
chia (0,1mm) trên thước trắc vi nền từ vạch 0 đến vạch trùng lắp (Y), Tính đoạn đếm được trên
thước trắc vi thị kính theo công thức sau:

N = Số vạch đếm được trên thước trắc vi nền (mm).
n = Số vạch đếm được trên thước trắc vi thị kính (mm).
Ví dụ: Ở vật kính x10, ta có N = 0,3mm, n = 40.




Ví dụ: Đo chiều dài của trứng giun kim.
Đặt tiêu bản lên bàn kính, quan sát trứng với vật kính 10, chiều dài của trứng giun kim
tương ứng với 8 khoảng chia của thước trắc vi thị kính.
Ta đã có đơn vị thị kính ở vật kính x10 là 7,5mm, chiều dài của trứng giun kim sẽ là 7,5mm x
8 = 60mm.
Lưu ý:
– Mỗi độ phóng đại của vật kính (x10, x40 và x100) có đơn vị thị kính khác nhau, vì mỗi

vạch của thước trắc vi nền sẽ thay đổi kích thước trong khi vạch của thước trắc vi thị kính vẫn
duy trì kích thước cũ. Vì vậy, cần phải chuẩn độ cho từng loại vật kính và ghi lại các đơn vị này
lên kính hoặc tờ giấy dán gần kính để dễ tra cứu.
– Khi muốn có số đo của KST thì chỉ cần nhân số vạch đo được với đơn vị thị kính để có kích
thước thật.
– Sau khi mỗi vật kính đã được chuẩn độ, ta không trao đổi thị kính chứa thước trắc vi và
những vật kính của kính hiển vi này với thị kính hoặc vật kính của kính hiển vi khác. Phải sử
dụng vật kính và thị kính đã được chuẩn độ.
– Nên chuẩn độ định kỳ để bảo đảm tính chính xác.

CÂU HỎI LƯỢNG GIÁ
1. Tạo sao cần phải biết kích thước của KST?
2. Trình bày cách tính đơn vị thị kính.
3. Làm thế nào để đo kích thước của trứng giun đũa?

Bài 3
THU THẬP VÀ BẢO QUẢN PHÂN
ĐỂ XÉT NGHIỆM TÌM KÝ SINH TRÙNG



1. THU THẬP BỆNH PHẨM
Có nhiều phương pháp lấy bệnh phẩm, việc quyết định chọn phương pháp nào dựa vào giá trị và
giới hạn của mỗi phương pháp. Nếu bệnh phẩm không được lấy và xử lý đúng yêu cầu kỹ thuật,
chúng ta có thể không phát hiện được mầm bệnh.
1.1. Chuẩn bị bệnh nhân trước khi lấy phân
Nhiều kết quả xét nghiệm phân là âm giả tạo do bệnh nhân không được hướng dẫn đầy đủ hay
hướng dẫn không đúng cách. Phải hướng dẫn bệnh nhân một cách cẩn thận; tốt nhất là phòng thí
nghiệm đưa cho bác sĩ điều trị những bản in sẵn những chi tiết cần thiết để phát cho bệnh nhân được
chỉ định xét nghiệm phân.
Dặn bệnh nhân trong 3 ngày trước khi lấy bệnh phẩm, tránh dùng những loại thuốc và thực
phẩm có thể làm cho việc nhận dạng KST khó khăn như:
– Thuốc: Bismuth, Magnesium, Kaolin, Baryte, thuốc đặt vào hậu môn có dầu, mỡ.
– Thực phẩm nhiều cặn bã: ngũ cốc, bắp cải, salad, quả có nhiều hạt nhỏ, nhiều chất béo, dầu,
mỡ.
Bệnh nhân nên ăn chế độ ít chất bã như: bánh, đồ ăn loãng, trứng, sữa, gan,….
1.2. Lấy bệnh phẩm
1.2.1. Tại phòng xét nghiệm
Tốt nhất nên lấy phân tại phòng xét nghiệm.
– Lọ đựng phân:
+ Cần phải khô và sạch, bằng nhựa trong hoặc giấy carton không thấm nước hoặc thủy tinh.
+ Có miệng rộng, nắp vặn chặt.

+ Có dán nhãn để ghi họ, tên, tuổi, địa chỉ của bệnh nhân và ghi ngày, giờ lấy bệnh phẩm.
– Cách lấy phân:
+ Có thể lấy bất cứ chỗ nào của khuôn phân để tìm trứng giun, sán. Nhưng để phát hiện đơn
bào, nên lấy phân ở chỗ bất thường như máu, nhày, lỏng, bọt hoặc lấy phân ngay trong trực tràng.
+ Không được lấy phân lẫn với nước tiểu, dầu, các chất muối Mg, Al, Ba, Bi, Fe vì các chất
đó làm biến dạng đơn bào.
+ Nếu cho bệnh nhân uống thuốc xổ, chỉ nên cho uống sulfat natri và sẽ lấy phân khi bệnh
nhân đi ngoài lần thứ hai hay thứ ba sau khi uống thuốc.
– Lượng phân cần lấy:
+ Thay đổi tùy theo mục đích và kỹ thuật xét nghiệm, thường chỉ cần khoảng 5 – 10 gam phân
(khoảng bằng hạt lạc) để có thể đủ làm nhiều phương pháp.
+ Trong một số trường hợp như tìm giun, đốt sán, các bệnh về bộ tiêu hoá phải lấy toàn bộ số
lượng phân được thải ra để có thể thấy được KST và màng nhày hay mô bì bị tróc ra cùng với
phân.
1.2.2. Ngoài phòng xét nghiệm
Lấy phân ở ngoài phòng xét nghiệm là điều bất đắc dĩ, cần tôn trọng những nguyên tắc sau:
– Phải gửi đến phòng xét nghiệm trong thời gian ngắn nhất, đặc biệt là đơn bào, phân phải
luôn được giữ ấm.
– Không được giữ ở nhiệt độ lạnh quá.
– Nếu ở xa: giữ hộp phân trong nước ấm 37
o
C và đồng thời lấy một chút phân cho vào một
trong những dung dịch cố định:
+ MIF: Merthiolate Iod Formol.
PVA: Polyvinyl Alcohol.
F2AM: Formol + Phenol + Alcool + Xanh Methylene.
1.3. Thời gian xét nghiệm phân
Sau khi thu hồi bệnh phẩm cần xét nghiệm ngay, càng sớm càng tốt. Thời gian từ khi lấy mẫu
đến khi khảo sát:
– Phân bình thường cần xét nghiệm trong vòng 12 – 24 giờ hoặc có thể để 1 – 2 ngày trong tủ

lạnh.
– Phân mềm, nhão, lỏng hay có màng nhày và máu cần phải xem ngay trong vòng 30 phút sau
khi lấy.
Trong trường hợp sau khi lấy phân mà chưa xét nghiệm ngay hoặc lấy phân tại nhà ở xa, nên
bảo quản phân bằng cách để phân trong các dung dịch định hình (fixative) để trứng giun, sán
không phát triển, đơn bào không bị thoái hóa.
2. HÓA CHẤT BẢO QUẢN PHÂN
– Để bảo quản hình thể và ngăn sự phát triển tiếp tục của trứng và ấu trùng giun, sán, phân
được đựng trong chất bảo quản ngay lập tức sau khi lấy (bệnh nhân lấy) hoặc khi phòng xét
nghiệm nhận bệnh phẩm.
– Một số chất cố định được ưa dùng là: formol, sodium acetat–acetic acid–formol (SAF),
dung dịch Schaudinn, polyvinyl alcohol (PVA).
– Khi chọn phương pháp cố định, phải đảm bảo chất cố định được chọn phù hợp với kỹ thuật
xét nghiệm sẽ làm. Vì mỗi chất cố định có tính chất riêng, không thể dùng cho tất cả các loại kỹ
thuật xét nghiệm.
2.1. Formol
Formol đặc biệt thích hợp để cố định ấu trùng giun, sán và bào nang đơn bào. Hai nồng độ
thường dùng là 5% cho bào nang đơn bào và 10% cho trứng và ấu trùng giun, sán.
Để giữ hình dạng đơn bào được tốt, nên pha loãng formol với dung dịch đệm phosphat, tạo
thành formol trung hòa.

Ghi chú: Formaldehyd bán thị trường thường chỉ 37 – 40% HCHO, tuy nhiên vẫn được xem
là 100%.
Bào nang đơn bào, trứng nang của trùng bào tử, trứng giun, sán và ấu trùng được bảo quản
lâu dài trong formol 10%. Formol nóng (60
O
C) có thể dùng đối với bệnh phẩm có trứng giun, sán
(vì trong formol lạnh, một vài loại trứng dày sẽ tiếp tục phát triển, gây nhiễm và sống trong một
thời gian dài).
Lấy vài gram phân trộn kỹ trong dung dịch formol 5 – 10%.

Ưu điểm:
– Cố định toàn bộ phân.
– Pha chế dễ, bảo quản lâu.
– Cặn lắng có thể làm thử nghiệm miễn dịch.
Nhược điểm:
– Không bảo quản thể hoạt động.
– Hình dạng KST không đẹp trên phết nhuộm cố định.
2.2. Sodium acetat – acetic acid formol (SAF)
SAF được dùng để bảo quản trứng và ấu trùng giun, sán, bào nang và thể hoạt động đơn bào,
trứng nang trùng bào tử và bào tử Microsporidia.
Bệnh phẩm cố định trong SAF đều dùng được với phương pháp tập trung phân và làm phết
nhuộm cố định. Khi làm phết phân để nhuộm, nên trộn thêm albumin vào phân để tăng độ dính
của bệnh phẩm vào lam kính.
SAF được coi là chất cố định mềm hơn thủy ngân clorua. Hình dạng KST sẽ không sắc nét
bằng khi cố định trong dung dịch có thủy ngân clorua. Kết hợp cố định SAF với nhuộm
hematoxylin sắt cho hình dạng tốt hơn nhuộm Trichrome.
– Thành phần:

Pha chế Albumin Mayer: trộn một thể tích lòng trắng trứng với một thể tích glycerin. Cho
một giọt hỗn hợp này lên lam kính, cho thêm một giọt cặn lắng phân SAF, trộn đều, để khô ở
nhiệt độ phòng 30 phút rồi nhuộm.
Ưu điểm:
– Dùng cho tiêu bản tập trung và cố định.
– Không có hợp chất thủy ngân.
– Dễ pha chế, bảo quản lâu.
– Cặn lắng có thể làm kỹ thuật miễn dịch men.
Nhược điểm:
Bệnh phẩm ít bám vào lam kính.
2.3. Dung dịch Schaudinn
Được dùng với phân tươi hoặc bệnh phẩm niêm mạc ruột, có thể dùng cho tiêu bản nhuộm cố

định và phương pháp tập trung.
Cách pha chế:
Dung dịch thủy ngân clorua bão hoà:

Dùng một cốc để chưng, đun sôi đến khi thủy ngân clorua tan. Để yên vài giờ đến khi tạo tinh
thể.
Dung dịch cố định Schaudinn (dung dịch mẹ):

Thêm 5ml acid acetic lạnh vào 100ml dung dịch mẹ ngay khi sử dụng.
Ưu điểm:
– Cố định tiêu bản từ mẫu phân tươi hoặc niêm mạc ruột.
– Bảo quản tốt thể hoạt động và bào nang đơn bào.
Nhược điểm:
– Không khuyến cáo dùng trong phương pháp tập trung.
– Dung dịch có chứa thủy ngân clorua, nên đặt ra vấn đề xử lý nước thải.
– Ít dính với bệnh phẩm lỏng hoặc nhày.
2.4. Polyvinyl alcohol (PVA)
PVA là một nhựa dẻo phối hợp với dung dịch cố định Schaudinn. Bột PVA được dùng như
chất dính cho bệnh phẩm phân khi hỗn hợp phân – PVA được trải trên lam kính, còn việc cố định
vẫn là dung dịch Schaudinn.
Dung dịch cố định PVA được dùng để bảo quản tất cả các thể của KST đường ruột, nhất là bào
nang và thể hoạt động đơn bào cho những kỹ thuật chuyên sâu.
PVA cũng được dùng để cố định bệnh phẩm cần gửi qua bưu điện đến những phòng thí
nghiệm chuyên sâu, rất tốt với bệnh phẩm lỏng và pha theo tỷ lệ 3 phần PVA với 1 phần phân.
Cách pha chế:

Trộn các dịch lỏng vào cốc 500ml, thêm bột PVA vào (không khuấy). Đậy cốc bằng đĩa Petri lớn,
giấy sáp hoặc lá kim loại, để qua đêm. Đun từ từ đến 75
o
C, lấy cốc ra và khuấy trong khoảng 30 phút

đến khi có dung dịch đồng nhất như sữa.
Ưu điểm:
– Có thể làm tiêu bản cố định và phương pháp tập trung.
– Bảo quản tốt bào nang và thể hoạt động đơn bào.
– Bảo quản lâu (hàng năm) trong lọ kín ở nhiệt độ phòng.
– Bệnh phẩm có thể gửi bằng bưu điện đến phòng thí nghiệm chuyên sâu.
– Trứng Trichuris trichura và bào nang Giardia lambia trong phương pháp tập trung dễ nhận
ra như trong phương pháp formol–ether.
Nhược điểm:
– Hình dạng ấu trùng Strongyloides stercoralis không đẹp như cố định bằng formol. Trứng
nang Isospora belli có thể không quan sát được (formol tốt hơn).
– Dung dịch có chứa thủy ngân, nên đặt ra vấn đề xử lý nước thải.
– Có thể trở nên trắng và sệt do mất nước hay do làm lạnh.
– Khó pha chế trong phòng thí nghiệm.
– Không thể dùng tiêu bản để làm kỹ thuật miễn dịch men.
2.5. PVA cải tiến
PVA được cải tiến không chứa thủy ngân, mà thay vào đó người ta dùng sulfat đồng hoặc
sulfat kẽm. Sulfat đồng không cho kết quả tốt như thủy ngân clorua. Sulfat kẽm được dùng trong
nhuộm Trichrome.
Ưu điểm:
– Dùng được cho phết nhuộm cố định và phương pháp tập trung.
– Không chứa thủy ngân.
– Cố định bằng sulfat kẽm cho kết quả tốt hơn vì thế nhiều người thích dùng PVA có chứa
sulfat kẽm hơn sulfat đồng.
Nhược điểm:
– Hình dạng của bào nang và thể hoạt động đơn bào khó thấy khi cố định bằng sulfat đồng,
đặc biệt khi so sánh với thủy ngân clorua.
– Đặc điểm cấu tạo của đơn bào khi nhuộm không ổn định: có thể rõ, có thể không rõ. Vì vậy,
việc định danh có thể gặp khó khăn, đặc biệt đối với những bào nang của đơn bào nhỏ như
Endolimax nana.

3. KỸ THUẬT LƯU GIỮ KÝ SINH TRÙNG TRONG BỆNH PHẨM
Giữ bệnh phẩm ở 40
o
C, có thể giữ được trứng giun, sán và bào nang đơn bào nhiều ngày,
nhiều tuần mà vẫn có thể định danh được dễ dàng. Muốn giữ lâu phải dùng dung dịch định hình.
3.1. Trứng, ấu trùng giun, sán và bào nang đơn bào
a) Lưu giữ trên tiêu bản làm từ phân ướt
– Để tránh loang phải dùng lam kính sạch, rửa sạch mỡ trong dung dịch đồng thể tích cồn –
ether.
– Để tránh khô do tiếp xúc với không khí, không bay hơi, người ta hàn tiêu bản bằng:
+ Vaselin: mẫu không giữ lâu hơn vài giờ, dùng để quan sát KST sống.
+ Paraffine:
Loại paraffine dùng cho mô học, hơ nóng chảy hay để ở tủ ấm 56
o
C. Phương pháp này dễ
thực hiện nhưng tiêu bản dễ bị vỡ khi va chạm.
+ Thuốc sơn móng tay:
* Phải để tiêu bản bốc hơi, khô bớt ở viền hàn, ấn xem còn hở không. Sau đó hàn lần thứ 2 và
để khô. Phương pháp này giản dị không cần dụng cụ đặc biệt.
* Nếu hàn kín, mẫu lưu giữ tốt, trứng giun, sán còn nguyên vẹn; ngược lại bào nang và dạng
hoạt động lưu giữ không tốt.
b) Lưu giữ KST lâu dài
Dùng dung dịch formol mà nồng độ tùy thuộc vào độ cứng của phân (phân rắn dùng formol
5%; phân sệt: formol 10%), phân có trứng giun có sức chịu đựng cao (20%, F2AM).
– Quy trình thực hiện:
 Cho phân vào dung dịch cố định theo thể tích:
1 thể tích phân + 3 thể tích dung dịch bảo quản.
 Nghiền đều, lược qua lưới kim loại để loại những cặn bã lớn.
 Để 1 phút ở bình thủy tinh có chân để loại trừ những phần tử nặng.
 Đổ phần trên vào chai có nút và có nhãn.

 Ghi KST có trong mẫu, ngày lấy mẫu, nồng độ dung dịch cố định.
+ KST được giữ tốt ở cặn lắng trong chai.
+ Để làm giảm sự bốc hơi của formol, thêm vào dung dịch bảo quản 10% glycerine.
Đối với dạng hoạt động của amíp.
+ Dùng dung dịch cố định và lưu giữ kể trên, dung dịch formol 10% chỉ giữ được amíp vài
tuần, sau đó amíp sẽ bị ly giải.
+ Dung dịch MIF: dung dịch này đắt tiền nhưng giữ được dạng hoạt động của amíp nhiều
năm.
+ Dung dịch PVA: giữ được dạng hoạt động của amíp và có thể làm phết nhuộm
Hematoxyline sắt.
Đối với dạng hoạt động của trùng roi đường ruột:
Những cách kể trên đều dùng được nhưng không tốt vì những dạng hoạt động thường thu tròn
lại, không thấy được như khi quan sát trực tiếp. Dung dịch tương đối tốt là MIF, F2AM.
3.2. Giun, sán trưởng thành
a) Giun, sán tìm thấy đã chết trong phân
– Ít có giá trị vì chúng thường đã bị hủy hoại.
– Hóa chất thường dùng là formol 5% hoặc cồn ethylic 70
0
.
b) Giun, sán còn sống trong phân
– Rửa bằng nước muối sinh lý.
– Phương thức cố định thay đổi tùy theo loại giun, sán:
+ Giun:
* Lấy giun ra khỏi nước rửa để trong hộp Petri hay bát sứ.
* Đổ ngay cồn ethylic 70
0
sôi (đun sôi cồn trong bình Erlenmeyer có khuấy từ). Cách cố định
này làm giãn giun ngay lập tức.
* Giữ trong bình thủy tinh có nút mài. Không đậy bằng nút bấc hay cao su vì sẽ làm hư
mẫu mau chóng.

Lưu ý:
* Không cố định bằng cồn lạnh.
* Không làm chết giun trong NaCl 0,85%.
* Không dùng dung dịch formol.
+ Sán dây và sán lá:
* Kẹp sán giữa 2 lam kính ở trạng thái trải rộng, để cả trong hộp Petri lớn.
* Cho dung dịch cố định:
•Cồn ethylic 70
0
sôi.
• Dung dịch đồng thể tích dung dịch formol 10% và cồn 70
0
sôi. Ngâm sán tối thiểu nửa
giờ rồi mới lấy sán ra.
Lưu mẫu:
* Bỏ dung dịch cố định.
* Lưu mẫu trong cồn 70
0
, trong chai thủy tinh nút mài hoặc nút cao su.
c) Loại giun có kích thước nhỏ
– Để từng lô giun trong ống nghiệm chứa cồn ethylic 70
0
, đậy nút bông gòn không thấm
nước, bao miệng.
– Phải dán nhãn, viết ngày bằng bút mực tàu, bút mỡ.
– Để cả lô vào bình có nắp, dưới lót bông thấm nước, đổ đầy cồn ethylic 70
0
, đậy nắp. Tránh
cồn bay hơi (nắp phải có vòng cao su).
3.3. Những điều cần biết khi lưu giữ KST lâu dài

– Giun mất độ trong và màu tự nhiên: khi bị cố định trở nên đục và hơi trắng nhưng giữ được
rất lâu trong cồn.
– Trứng giun, sán thì dễ nhận nhưng không giống hệt như trong phân tươi. Vài loại trứng như
trứng giun đũa, trứng giun móc sẽ bị phân bào nếu dung dịch cố định không đủ nồng độ (dạng phân
bào không bao giờ gặp trong phân tươi).
– Bào nang đơn bào ở dạng tươi thì nhân có màu kém. Sau một thời gian lưu, những nhân này
không nhuộm màu nhưng lại rõ hơn là ở trạng thái tươi.
– Dạng hoạt động của amíp mất nhanh chóng độ chiết quang trong dung dịch formol.
– Trong MIF, amíp không bị ly giải, nhận ra dễ. Ngược lại, sau khi để trên lam kính và đậy
bằng lá kính, màu của chúng biến mất, không thể dùng làm mẫu để lâu dài trên lam kính và lá
kính.

CÂU HỎI LƯỢNG GIÁ
1. Thế nào là thu thập phân đúng quy cách?
2. Đối với anh (chị), điều gì quan trọng trong khâu thu thập phân?
3. Theo anh (chị) hiện nay, các phòng xét nghiệm trong nước ta có chú trọng đến việc lấy bệnh
phẩm? và kết quả của việc có/không chú trọng đến việc lấy bệnh phẩm là gì?
4. Bảo quản bệnh phẩm có ích lợi gì?
5. Nêu tên những hóa chất bảo quản phân thường được dùng, cho biết ưu và nhược điểm của
từng hóa chất bảo quản được nêu.
6. Cách bảo quản đơn bào khác với cách bảo quản giun, sán như thế nào?
7. Hóa chất bảo quản có ảnh hưởng gì đến KST khi KST được ngâm trong thời gian lâu dài?

Bài 4
KỸ THUẬT XÉT NGHIỆM PHÂN TÌM KÝ SINH TRÙNG







I. ĐẠI CƯƠNG
Trong phòng xét nghiệm, khi nhận được bệnh phẩm, nếu là phân tươi không có chất bảo
quản, chúng ta cần quan sát bằng mắt (đại thể) trước để có được những nhận xét sơ bộ về mẫu
phân, ghi nhận những đặc tính của mẫu phân, phân loại bệnh phẩm để xét nghiệm: mẫu phân lỏng,
có chất nhày, máu phải xét nghiệm ngay.
Không nên để phân ngoài trời, không có nắp đậy; không nên để lọ phân trên phiếu xét nghiệm
hoặc để dồn mẫu vào cuối buổi mới xét nghiệm.
Đối với phân được bảo quản trong dung dịch cố định thì quan sát đại thể không thực hiện
được.
Để phát hiện được KST chúng ta cần phải dùng kính hiển vi để quan sát (vi thể).
1. QUAN SÁT ĐẠI THỂ
Quan sát đại thể (bằng mắt hoặc kính lúp) để ghi nhận trạng thái, màu sắc, các chất lạ, tìm
kiếm và xác định các loại giun, sán được thải ra theo phân.
1.1. Trạng thái phân
Phân có thể ở các trạng thái:

– Cứng rắn (khó đâm thủng).
– Cứng (đâm thủng được).
– Mềm (cắt được).
– Nhão (có thể biến dạng).
– Lỏng.
– Lỏng như nước.
1.2. Màu sắc
Thay đổi từ đen, nâu đậm, nâu, nâu nhạt, vàng, xanh, màu đất sét hay đôi khi đỏ, trắng.
1.3. Các chất lạ
– Chất nhày: thường đục, có thể kết thành sợi, hình dáng giống như ký sinh trùng. Chất này được
xem xét cẩn thận để tìm các đơn bào, các trứng Schistosoma.
– Mô liên kết: màu trắng như xà cừ. Xem dưới kính hiển vi sau khi làm trong với acid acetic
sẽ thấy những sợi dài.
– Máu: chỉ cần ghi nhận sự hiện diện máu tươi hoặc đã được tiêu hóa làm phân có màu đen
đều.
– Mủ: gồm có nhiều bạch cầu đã biến dạng.
– Các cặn bã thực vật chưa tiêu hóa, thường dưới hình thức sợi.
2. QUAN SÁT VI THỂ
Quan sát vi thể có thể được thực hiện với kỹ thuật xét nghiệm phân trực tiếp, tập trung KST
trong phân, kỹ thuật chuyên biệt, cấy và nhuộm cố định.
II. KỸ THUẬT XÉT NGHIỆM PHÂN TRỰC TIẾP
Kỹ thuật xét nghiệm phân trực tiếp sử dụng phân hòa tan trong nước muối cho phép phát hiện
sự di động của thể hoạt động đơn bào, trứng giun, sán, ấu trùng giun và các vật thể bất thường
trong phân (hồng cầu, bạch cầu,…).

1. DỤNG CỤ
– Kính hiển vi
– Lam kính, lá kính
– Viết (bút) chì sáp
– Que gỗ

– Khăn vải
– Bình đựng dung dịch sát trùng
– Kẹp.
2. HÓA CHẤT

3. QUY TRÌNH LÀM TIÊU BẢN PHÂN
 Lấy một tấm lam kính sạch, khô. Dùng viết chì sáp chia lam kính ra làm 3 phần. Ghi tên
bệnh nhân vào ô nhỏ ở đầu lam kính.
 Nhỏ lên lam kính 1 giọt NaCl 0,85% vào ô giữa, 1 giọt Lugol ở ô cuối.
 Dùng que gỗ lấy một ít phân bằng đầu que diêm, hòa tan phân vào giọt NaCl 0,85%.
 Lấy phân lần thứ hai rồi hòa tan phân vào giọt Lugol.
 Bỏ que gỗ vào dung dịch sát trùng.
 Đậy lá kính lên 2 giọt phân.
 Khảo sát tiêu bản dưới kính hiển.


4. TIÊU CHUẨN CỦA MỘT TIÊU BẢN TỐT
– Không quá dày: phân nhiều sẽ làm tiêu bản đục tối, che lấp KST, khó phát hiện.
– Không quá mỏng: ít phân quá sẽ không tìm thấy KST, trừ khi chúng
quá nhiều.
– Tiêu bản có độ dày vừa phải khi thấy được chữ in trên tờ báo đặt dưới tiêu bản.
– Tiêu bản không có bọt khí, dung dịch phân không tràn ra quanh lá kính.
5. KHẢO SÁT TIÊU BẢN DƯỚI KÍNH HIỂN VI
– Khảo sát tiêu bản phân bằng vật kính x10, khi muốn nhìn rõ chi tiết thì chuyển sang vật
kính x40.
– Khảo sát mẫu phân theo hình chữ chi (zic zac) để không bỏ sót vi trường nào.

Lưu ý:
– Nên để ánh sáng vừa phải.
– Mẫu phân được xét nghiệm càng sớm càng tốt, để lâu KST sẽ chết hoặc thay đổi hình dạng,

khó xác định.
– Mẫu phân tìm trứng giun, sán: không để quá 10 giờ.
– Mẫu phân tìm đơn bào: không để quá 2 giờ.
6. NHỮNG SAI LẦM NÊN TRÁNH
– Phết phân không đều, chỗ dày, chỗ mỏng.
– Nếu phết phân loãng quá hoặc đặc quá, nên bỏ đi, làm lại phết phân khác.
– Đậy lá kính làm tiêu bản có bọt khí.
– Dung dịch phân tràn ra xung quanh lá kính.
– Quên không đặt lá kính lên phết phân thì phết phân sẽ chóng khô, vật kính bị bẩn và màu
nhuộm sẽ nhạt rất nhanh.
– Dùng nước thường để hòa tan phân thay vì dùng dung dịch NaCl 0,85%, nước thường sẽ
làm biến dạng hay hủy hoại thể hoạt động của đơn bào.
– Dùng nhiều ánh sáng quá. Nên để tụ kính gần với bàn kính. Giảm ánh sáng bằng cách đóng
bớt màng chắn sáng hay dùng kính lọc màu xanh da trời lấy ánh sáng.
7. CÁCH TRẢ LỜI KẾT QUẢ XÉT NGHIỆM PHÂN
Trên phiếu trả lời kết quả xét nghiệm phân, phải ghi các nội dung sau:
– Đặc tính của phân: phân cứng, mềm, nhão, có khuôn, lỏng,…
– Màu sắc của phân: vàng, xanh, nâu, đen,….
– Các yếu tố bất thường thấy được bằng mắt: chất nhày, máu, đốt sán,…
– Kỹ thuật sử dụng: soi trực tiếp, kỹ thuật tập trung Willis,….
– Kết quả:
+ Âm tính: tìm không thấy trứng và bào nang của KST đường ruột.
+ Dương tính, viết ra các chi tiết sau:
* Tên tiếng Việt và tên khoa học của KST.
* Trứng, thể hoạt động, bào nang, ấu trùng.
* Mật độ nhiễm trên tiêu bản:

Ví dụ: Tìm thấy trứng giun đũa (Ascaris lumbricoides): (+).
8. CÁCH XỬ LÝ DỤNG CỤ ĐÃ DÙNG VÀ BỆNH PHẨM
8.1. Bệnh phẩm và que xét nghiệm

Sau khi xét nghiệm xong, cho lọ đựng phân và que xét nghiệm vào dung dịch sát trùng rồi
hấp diệt trùng trước khi bỏ. Nếu không có lò hấp, có thể nấu sôi 30 phút hoặc chôn vào hố sâu.
8.2. Dụng cụ
– Lam kính: cho vào dung dịch sát trùng, hấp khử trùng, rửa nước thường cho sạch, ngâm vào
xà bông, rửa sạch, ngâm trong dung dịch acid sulfochromic 24 giờ. Rửa lại bằng nước thường,
tráng lại bằng nước cất, sấy khô.
– Lá kính: rửa tương tự như lam kính nhưng chỉ sấy khô ở 60
0
C.

CÂU HỎI LƯỢNG GIÁ
1. Mô tả kỹ thuật làm tiêu bản phân để soi trực tiếp tìm KST.
2. Nêu những sai lầm có thể gặp khi làm tiêu bản phân soi trực tiếp.
3. Trình bày cách ghi phiếu trả lời kết quả xét nghiệm phân.
Kỹ thuật làm tiêu bản phân
TT
Thao tác
Yêu cầu phải đạt
1
Chuẩn bị dụng cụ và hóa chất để làm
tiêu bản phân.
Dụng cụ và hóa chất đầy đủ để làm tiêu bản
phân.
2
Ghi tên bệnh nhân lên lam kính.
Ghi rõ tên hoặc ký hiệu, đối chiếu với tên
trên phiếu xét nghiệm.
3
Nhỏ lên lam kính 1 giọt NaCl 0,85% và 1
giọt Lugol.

Lượng dung dịch vừa đủ, 2 giọt nước không
quá gần hoặc quá xa.
4
Cho phân vào giọt NaCl 0,85% và khuấy.
Lượng phân vừa đủ, khuấy tan đều, tiêu bản
không quá dày, không quá mỏng.
5
Cho phân vào giọt Lugol và khuấy.
Lượng phân vừa đủ, khuấy tan đều, tiêu bản
không quá dày, không quá mỏng.
6
Đậy lá kính.
Không có bọt khí, bọt nước. Dung dịch phân
không tràn ra mép lá kính.
7
Đặt tiêu bản lên bàn kính hiển vi. Tìm KST.
Soi đúng theo quy trình và quy định.

Bài 5
KỸ THUẬT TẬP TRUNG KÝ SINH TRÙNG TRONG PHÂN




Tập trung KST trong phân là một phương pháp thường quy để chẩn đoán bệnh nhiễm KST,
cho phép phát hiện thêm một số mầm bệnh mà xét nghiệm trực tiếp không phát hiện được.
Kỹ thuật tập trung KST trong phân có mục đích là tách KST ra khỏi các chất cặn bã. Có 2
cách: làm nổi KST và làm lắng KST xuống đáy ống nghiệm.
Kỹ thuật này có thể sử dụng phân tươi hoặc cố định, độ phóng đại thấp (100 và 400 lần) để
quan sát tiêu bản, phát hiện được trứng và ấu trùng giun, sán, bào nang đơn bào, trứng nang của
trùng bào tử.
1. PHƯƠNG PHÁP LÀM NỔI
Trong phương pháp làm nổi, dùng một dung dịch hoặc hỗn hợp có tỷ trọng cao hơn tỷ trọng
của các bào nang, trứng giun, sán làm cho chúng nổi lên mặt nước, chất bã lắng xuống đáy ống
nghiệm. Tiêu bản soi sạch, ít cặn, nhưng có một số trứng giun, sán không nổi mà chìm xuống đáy
như trứng giun đũa, trứng có nắp. Vì vậy, với phương pháp làm nổi, cần soi luôn cặn để không bỏ
sót KST.
1.1. Kỹ thuật dùng nước muối bão hòa (Phương pháp Willis)
– Phương pháp này được dùng để tìm trứng các loại giun, sán trong phân: trứng giun móc (rất
tốt), giun đũa, giun tóc, trứng sán dải (dây) và sán dải (dây) Hymenolepis sp.
– Không dùng để tìm trứng sán lá, sán máng, ấu trùng giun lươn, bào nang và thể hoạt động
của đơn bào.
a) Nguyên tắc
Phân được hòa tan trong nước muối bão hòa. Trứng giun, sán có tỷ trọng nhẹ hơn tỷ trọng
của nước muối bão hòa nên nổi trên mặt nước, dính vào thủy tinh (lá kính) và được lấy ra để quan
sát dưới kính hiển vi.
b) Dụng cụ

– Kính hiển vi
– Lam kính
– Lá kính
– Lọ penicilin hoặc ống nghiệm 18 x 25mm
– Que gỗ
– Hộp Petri
– Kẹp.
c) Hóa chất
– NaCl
– Cồn ethylic 95
0

– Ether
– Nước.
+ Dung dịch nước muối bão hoà:

Hoặc cho muối vào trong nước cho đến khi muối không còn tan được nữa, ta có dung dịch
nước muối bão hòa.
+ Dung dịch cồn – ether

* Rửa lá kính sạch dầu, mỡ bằng cồn – ether :
 Đổ dung dịch cồn – ether vào hộp Petri.
 Cho lá kính từng chiếc vào hộp Petri, ngâm trong 10 phút.
 Lấy ra lau khô từng chiếc và cất trong hộp Petri để dùng dần.
d) Quy trình kỹ thuật
 Cho khoảng 5g phân vào lọ penicilin hoặc ống nghiệm.
 Đổ vào lọ một ít nước muối bão hòa, khoảng 1/3 lọ.
 Dùng que khuấy tan phân trong nước muối.
 Cho thêm nước muối bão hòa vào đến khi mực nước ngang miệng lọ.
 Vớt bỏ các cặn bã nổi lên mặt nước.

 Nhỏ thêm vài giọt nước muối bão hòa vào lọ cho đến khi mặt nước cong vồng lên (không
để nước muối tràn miệng lọ).
 Đậy lá kính lên miệng lọ, tránh có bọt khí giữa lá kính và mặt nước.
 Để yên trong khoảng 10 phút.
 Nhấc thẳng lá kính lên (lá kính mang theo giọt nước muối ở mặt dưới) và đặt lên lam kính.
 Khảo sát tiêu bản dưới kính hiển vi.


Lưu ý:
– Nếu thời gian để ngắn quá trứng sẽ chưa nổi lên.
– Nếu để lâu quá trứng sẽ ngấm nước muối và chìm xuống đáy.
– Thời gian dài hay ngắn tùy theo độ cao của ống nghiệm hoặc chai lọ khi sử dụng. Tốt nhất nên
thử thời gian trứng nổi với ống nghiệm và chai lọ khác nhau.
1.2. Kỹ thuật dùng dung dịch Sulfat kẽm
– Phương pháp này dùng để tìm trứng các loại giun và bào nang đơn bào trong phân.
– Không dùng để tìm trứng sán dây, sán lá, sán máng, ấu trùng giun lươn. Không dùng với
phân có nhiều mỡ.
a) Nguyên tắc
Phân được hòa tan trong dung dịch sulfat kẽm bão hòa, có tỷ trọng 1,18. Trứng giun, sán có
tỷ trọng nhẹ hơn nên nổi trên mặt nước và được vớt ra để quan sát dưới kính hiển vi.
b) Dụng cụ
– Kính hiển vi
– Ống nghiệm, ống ly tâm
– Gạc
– Khuyên cấy vi trùng
– Que gỗ
– Lam kính
– Lá kính
– Kẹp.
c) Hóa chất

Dung dịch Sulfat kẽm bão hoà:

d) Quy trình kỹ thuật
 Hòa tan 5g phân với 2 – 3ml nước trong ống nghiệm.
 Thêm nước cho đủ 10ml.
 Lọc dung dịch trên qua tấm gạc vào ống ly tâm.
 Ly tâm 2000 vòng/phút trong 2 phút, đổ bỏ phần nước trong bên trên.
 Cho vào ống ly tâm một ít dung dịch Sulfat kẽm, khuấy đều, tiếp tục cho thêm dung dịch Sulfat
kẽm vào ống cho đến cách miệng ống nghiệm khoảng 2 – 3cm.
 Ly tâm 2000 vòng/phút trong 2 phút.
 Dùng khuyên cấy trùng lấy phần nổi trên mặt dung dịch để lên lam kính.
 Đậy lá kính.
 Khảo sát tiêu bản dưới kính hiển vi.
2. PHƯƠNG PHÁP LẮNG
Tập trung KST trong phân theo cách làm lắng cặn, KST tập trung ở đáy ống nghiệm, có thể
phát hiện được nhiều loại KST, kể cả đơn bào, nhưng bệnh phẩm soi lại chứa nhiều cặn hơn.
2.1. Phương pháp lắng trọng lực
a) Nguyên tắc
– Mẫu phân được hòa tan với nước và để lắng tự nhiên. Trong cặn lắng có chứa tất cả KST có
trong phân.
– Phương pháp này cho phép phát hiện các loại trứng giun, ấu trùng và trứng sán máng (trong
trường hợp nước có pha glycerin).
b) Dụng cụ
– Kính hiển vi
– Lam kính
– Lá kính
– Ly có chân
– Que gỗ.
c) Hóa chất
Glycerin 0,5%.

d) Quy trình kỹ thuật
 Dùng nước hoặc nước có pha glycerin 0,5%.
 Khuấy đều phân trong ly có chân.
 Để lắng khoảng 1 giờ.
 Đổ bỏ phần nước nổi bên trên.
 Thêm nước, khuấy đều, để lắng 1 giờ, gạn bỏ phần nước nổi.
 Lập lại nhiều lần cho đến khi nước bên trên trong hẳn.
 Gạn bỏ phần nước nổi.
 Khuấy đều phần cặn, lấy 1 hoặc 2 giọt cặn khảo sát dưới kính hiển vi.
2.2. Phương pháp ly tâm: Kỹ thuật dùng Formol – Ether
a) Nguyên tắc
Mẫu phân được xử lý với formol để bảo quản KST có trong phân. Chất bã được lược bỏ, dầu,
mỡ trong phân sẽ được tách ra bởi ether. Sau khi ly tâm, cặn lắng xuống đáy và chứa tất cả KST
có trong phân.
b) Dụng cụ
– Kính hiển vi
– Máy ly tâm
– Lam kính
– Lá kính
– Ống nghiệm
– Giá đựng ống nghiệm
– Ống nghiệm ly tâm 15ml
– Que gỗ
– Lưới lọc kim loại
– Ống hút Pasteur
– Cốc có mỏ.
c) Hóa chất
– Dung dịch formol 10%.
– Ether hoặc ethyl acetat hoặc xăng.
d) Quy trình kỹ thuật

 Dùng que gỗ lấy khoảng 5g phân cho vào trong ống ly tâm.
 Cho 7ml dung dịch formol 10% vào ống ly tâm.
 Hòa tan phân và lọc phân qua lưới lọc vào ống ly tâm khác hoặc vào cốc có mỏ.
 Ly tâm 2000 vòng/phút trong 1 – 2 phút. Hút bỏ phần nước nổi. Có thể lặp lại nhiều lần cho
đến khi phần nước nổi trong.
 Cho 10ml dung dịch formol 10% và 3ml ether vào trong ống ly tâm.
 Đậy ống nghiệm bằng nút cao su, trộn đều bằng cách lắc mạnh trong vòng 10 giây.
 Mở nắp cao su, cho ống nghiệm vào máy ly tâm, quay 2000 vòng/phút trong 1 – 2 phút.
 Lấy ống nghiệm ra khỏi máy ly tâm, chất dịch trong ống nghiệm được chia thành 4 lớp:
– Lớp trên cùng: ether
– Lớp thứ 2: một nút gồm các mảnh với chất béo dính vào thành ống
– Lớp thứ 3: formol
– Lớp thứ 4: cặn chứa KST.
 Dùng que gỗ tách nhẹ nhàng lớp chất béo ra khỏi thành ống bằng cách xoáy theo hình
xoắn.
 Đổ bỏ 3 lớp dung dịch trên cùng bằng một động tác nhanh gọn, dốc ngược ống ly tâm.
 Dùng ống hút Pasteur lấy 1 giọt cặn nhỏ lên lam kính và khảo sát dưới kính hiển vi (có thể
khảo sát cặn với dung dịch Lugol).
Lưu ý:
Ether, ethyl acetat hoặc xăng là dung môi rất dễ bay hơi và dễ cháy nên để xa nguồn điện,
nguồn lửa. Bảo quản các chất này trong bình hoặc chai lọ rộng, để nơi thoáng mát. Không đặt các
bình chứa Ether vào tủ lạnh, hơi Ether sẽ thoát ra và gây nổ.