XÁC ĐỊNH KHẢ NĂNG ức CHẾ tảo LAM (OSILLATORIA LIMOSA) của BACILLUS SP CHỌN lọc

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THUỶ SẢN

NGUYỄN THỊ MỸ NGÂN

XÁC ĐỊNH KHẢ NĂNG ỨC CHẾ TẢO LAM
(OSILLATORIA LIMOSA) CỦA BACILLUS SP
CHỌN LỌC

LUẬN VẶN TỐT NGHIỆP ĐẠI HỌC
NGÀNH NUÔI TRỒNG THỦY SẢN

2012


TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THUỶ SẢN

NGUYỄN THỊ MỸ NGÂN

XÁC ĐỊNH KHẢ NĂNG ỨC CHẾ TẢO LAM
(OSILLATORIA LIMOSA) CỦA BACILLUS SP CHỌN LỌC.

LUẬN VẶN TỐT NGHIỆP ĐẠI HỌC
NGÀNH NUÔI TRỒNG THỦY SẢN

CÁN BỘ HƯỚNG DẪN
Ts. PHẠM THỊ TUYẾT NGÂN

2012

LỜI CẢM ƠN
Tôi chân thành cảm ơn đến cô Phạm Thị Tuyết Ngân đã hướng dẫn, giúp
đỡ, đóng góp ý kiến và tạo mọi điều kiện thuận lợi trong suốt thời gian thực hiện
đề tài. Tôi xin chân thành cảm ơn đến quý thầy cô cán bộ khoa và các anh chị
trong bộ môn Thủy Sinh Vật Ứng Dụng đã tận tình giúp đỡ trong thời gian thực
hiện đề tài .
Ngoài ra, tôi cũng gửi lời cám ơn đến tập thể lớp nuôi trồng thủy sản K35
đã giúp đỡ tôi trong quá trình học tập cũng như trong thời gian thực hiện đề tài.
Cuối cùng tôi xin chân thành cảm ơn đến gia đình, cha mẹ đã giúp đỡ về
vật chất cũng như tinh thần để tôi hoàn thành tốt đề tài
Xin chân thành cảm ơn!


MỤC LỤC
CHƯƠNG 1: GIỚI THIỆU .......................................................................... 1
1.1. Mục tiêu đề tài ...................................................................................... 2
1.2. Nội dung đề tài ..................................................................................... 2
CHƯƠNG 2: LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU
2.1 Lịch sử phát triển của Bacillus............................................................... 3
2.2 Đặc điểm sinh học của Bacillus ............................................................. 3
2.2.1 Vị trí phân loại của Bacillus ............................................................. 3
2.2.2 Đặc điểm chung của Bacillus............................................................ 3
2.3 Vai trò của Bacillus subtilis trong nuôi trồng thủy sản .......................... 4
2.4 Những nghiên cứu về khả năng tiết ra chất ức chế của Bacillus ............. 5
2.5 Vị trí phân loại tảo Oscillatoria limosa................................................ 6
2.5.1 Đặc điểm chung của tảo lam (Cyanophyta)..................................... 7
2.5.2 Đặc điểm phát triển của tảo............................................................ 7
2.5.3 Tảo lam trong nuôi trồng thủy sản ................................................. 8
2.6 Mối quan hệ giữa tảo và vi khuẩn trong môi trường thủy sinh ............. 10

2.7 Tổng quan Chlorophyll........................................................................ 11

CHƯƠNG 3: VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CƯÚ
3.1 Vật liệu nghiên cứu ............................................................................... 12
3.2 phương pháp nghiên cứu ...................................................................... 12
3.2.1 Phương pháp nuôi tăng sinh vi khuẩn ............................................. 12
3.2.2 Phương pháp xác định mật độ vi khuẩn Bacillus ............................ 13
3.2.3 Phương pháp xác định Chlorophyll-a ............................................. 13
3.3 Thí nghiệm khảo sát sự ảnh hưởng của Bacillus lên sự phát triển của tảo
lam Osillatoria limosa.................................................................................. 14
3.3.1 Thí nghiệm 1................................................................................. 14
3.3.2 Thí nghiệm 2 .................................................................................. 14
3.4 Xủ lý số liệu ......................................................................................... 16
CHƯƠNG 4: KẾT QỦA VÀ THẢO LUẬN


4.1 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a ở thí nghiệm 1........................... 17
4.2 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a ở thí nghiệm 2........................... 18
4.3 Biến động mật độ vi khuẩn Bacillus ...................................................... 20
CHƯƠNG 5: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT
5.1 Kết luận.................................................................................................. 22
5.2 Đề xuất................................................................................................... 22
TÀI LIỆU THAM KHẢO ........................................................................... ..23
PHỤ LỤC

..................................................................................... 25


TÓM TẮT
Đề tài “Xác định khả năng ức chế tảo lam của Bacillus sp chọn lọc” được

thực hiện từ tháng 8/2012 đến tháng 11/2012. Nội dung đề tài gồm có 2 thí nghiệm
Thí nghiệm 1 được bố trí 4 nghiệm thức, 3 nghiệm thức được bổ sung vi
khuẩn Bacillus B2, B7, B38 và đối chứng không bổ sung vi khuẩn, mỗi nghiệm
thức được lặp lại 3 lần.Thí nghiệm 2 được bố trí 5 nghiệm thức, 4 nghiệm thức bổ
sung vi khuẩn Bacillus B2, B7, B38, hỗn hợp (B2+B7+B38) và đối chứng không
bổ sung vi khuẩn, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần.
Kết quả cho thấy hàm lượng Chlorophyll-a ở tất cả các nghiệm thức có bổ
sung vi khuẩn đều giảm có ý nghĩa (p<0,05) so với đối chứng không bổ sung vi
khuẩn. Trong đó hỗn hợp (B2+B7+B38) có hàm lượng Chlorophyll-a giảm nhiều
nhất so với các nghiệm thức có bổ sung vi khuẩn còn lại.


DANH SÁCH BẢNG VÀ HÌNH
Trang
Hình 3.1 Bố trí thí nghiệm ..................................................................... 15
Hình 4.1 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 1..... 17
Hình 4.2 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 2..... 18
Hình 4.3 Sự biến động mật độ Bacillus ................................................. 21
Bảng 4.1 Hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 1 ......................... 18
Bảng 4.2 Hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 2 ......................... 19


CHƯƠNG 1: GIỚI THIỆU
Hiện nay, sử dụng chế phẩm vi sinh trong nuôi trồng thủy sản là một xu
hướng tích cực và ngày càng được mở rộng. Chế phẩm vi sinh giúp cải thiện môi
trường nước, phân hủy chất hữu cơ, làm giảm thiểu hàm lượng khí độc trong ao,
kích thích hệ tiêu hóa,… Theo nghiên cứu của Moriarty (1998), khi sử dụng
probiotic chứa chủng Bacillus spp tỷ lệ sống của tôm sú tăng và hạn chế được
mầm bệnh vi khuẩn phát sáng Vibrio spp trong nước và trong bùn đáy ao. Một
trong những cơ chế tác động của Bacillus spp là tiết ra kháng sinh cạnh tranh

dinh dưỡng có sẵn trong môi trường. Nghiên cứu của Stein (2005) vài trăm dòng
vi khuẩn B. subtilis có khả năng tiết ra hơn 20 chất kháng sinh với cấu trúc khác
nhau. Các chất kháng sinh này làm rào cản sự nhân lên của vi khuẩn cơ hội gây
ức chế các vi sinh vật gây bệnh. Rico-Mora (1998), đã đưa một dòng vi khuẩn có
khả năng phát triển trên môi trường nghèo hữu cơ. Cấy vi khuẩn này vào bể nuôi
tảo khuê cùng với Vibrio alginolyticus, kết quả Vibrio không phát triển. Điều này
chứng tỏ vi khuẩn được chọn lọc cạnh tranh lấn át Vibrio trong điều kiện nghèo
hữu cơ.
Trong các mô hình nuôi tôm sú, đặc biệt là mô hình nuôi tôm bán công
nghiệp (bán thâm canh) và nuôi tôm công nghiệp (thâm canh), mật độ nuôi tôm
dày, sử dụng thức ăn công nghiệp dạng viên và các loại thuốc, men sinh học
thường xuyên. Sau một thời gian ao nuôi bắt đầu xuất hiện một số hiện tượng
như màu nước ao nuôi trở nên xanh đậm hoặc xanh đen, kèm theo tảo lam xuất
hiện ngày càng dày đặc, các dề bùn (lab lab) nổi lên từng mảng. Nước ao nuôi trở
nên keo, đặc quánh, đôi khi hiện tượng rong nhớt, rong đáy xuất hiện với mật độ
cao. Tôm nuôi có hiện tượng dơ mang, đen mang. Vỏ tôm mềm trong thời gian
kéo dài. Các vấn đề trên trực tiếp ảnh hưởng tôm nuôi trong ao, thông qua dinh
dưỡng, tăng trưởng, đồng đều, sức đề kháng và dịch bệnh…. Trong môi trường
thủy sinh thì có sự tương tác nhiều mặt giữa nhiều loài vi khuẩn và nhiều loài vi
tảo khác nhau. Ngoài khả năng kích thích sự tăng trưởng của vi tảo ở một số loài
vi khuẩn thì khả năng ức chế sự phát triển của vi tảo đặc biệt là tảo gây nên hiện
tượng hồng triều của một số giống loài vi khuẩn khác cũng đã được công bố
(Fukami et al., 1997). Vậy liệu chất kháng sinh do Bacillus spp có ảnh hưởng
như thế nào đến sự phát triển của tảo lam. Để làm rõ vấn đề trên nên đề tài “xác
định khả năng ức chế tảo lam (Osillatoria limosa) của Bacillus sp chọn lọc” .

1


1.1 Mục tiêu đề

Tìm hiểu ảnh hưởng của 3 dòng Bacillus (B2, B7 và B38) lên sự phát triển của
tảo lam Oscillatoria limosa trong môi trường nuôi cấy ở phòng thí nghiệm.
1.2 Nội dung đề tài :
Theo thõi sự biến động số lượng hàm lượng Chlorophyll-a tảo lam
Oscillatoria limosa trong suốt chu kì sống khi cho từng dòng Bacillus (B2, B7,
B38 và hỗn hợp) vào môi trường nuôi tảo từ đó đánh giá ảnh hưởng của 3 dòng
vi khuẩn này lên sự phát triển của tảo lam Oscillatoria limosa.

2


CHƯƠNG 2: LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU

2.1 Lịch sử phát triển của Bacillus
Bacillus subtilis được phát hiện lần đầu tiên trong phân ngựa (1941) bởi
Tổ chức y học Nazi của Đức. Lúc đầu, chủ yếu được sử dụng để phòng bệnh lị
cho các binh sĩ Đức đang chiến đấu ở Bắc Phi.
Việc sử dụng để điều trị bệnh phải đợi đến những năm 1949 - 1957 khi
Henry, Albot và các cộng sự tách được các chủng thuần khiết của Bacillus
subtilis. Từ đó, “subtilistherapie” có nghĩa là thuốc subtilin ra đời trị các chứng
viêm ruột, viêm đại tràng, chống tiêu chảy do rối loạn tiêu hoá. Ngày nay,
Bacillus còn được sử dụng rộng rãi trong y học, chăn nuôi, thực phẩm.
2.2 Đặc điểm sinh học của Bacillus
2.2.1 Vị trí phân loại của Bacillus
Giới: Bacteria
Ngành: Fimicutes
Lớp: Bacilli
Bộ: Bacillales
Họ: Bacillaceae
Giống: Bacillus

2.2.2 Đặc điểm chung của Bacillus
Vi khuẩn Bacillus phân bố hầu hết trong tự nhiên. Là loài vi khuẩn gam
dương, hai đầu tròn, có khả năng di động, đứng đơn lẻ hay thành từng chuỗi
ngắn. Chúng có khả năng hình thàh bào tử khi môi trường biến đổi đột ngột,
cũng như khi sống thời gian dài dưới điều kiện bất lợi như khan hiếm chất dinh
dưỡng. Ở điều kiện 100oC, bào tử Bacillus subtilis chịu được 180 phút. Bào tử có
tính ổn định ổn định cao với nhiệt độ thấp, sự khô cạn, tác động của hóa chất và
tia bức xạ (Nguyễn Lân Dũng, 1997).

2.3 Vai trò của Bacillus subtilis trong nuôi trồng thủy sản
Giống Bacillus phân bố rất rộng trong tự nhiên, nhất là trong đất, chúng
tham gia tích cực vào sự phân hủy vật chất hữu cơ nhờ vào khả năng sinh nhiều
3


loại enzyme ngoại bào. Bacillus được tìm thấy gần 500 loài, là vi khuẩn hình
que, gram dương, sinh trưởng hiếu khí hoặc kỵ khí không bắt buộc, tất cả đều
hình thành nội bào tử. Do sự đa dạng sinh thái và loài nên các hoạt chất của
chúng cũng rất phong phú. Triển vọng ứng dụng Bacillus trong nhiều lĩnh vực
đời sống, đặc biệt là trong nuôi trồng thủy sản là rất to lớn. Một số loài thuộc
nhóm vi khuẩnBacillus như: B. subtilis, B. aterrimus. B. niger, B. pumilis, B.
panis, B. vulgarus, B. nigrificans, B. natto, B. licheniformis, B.
amyloliquefaciens, B. megaterium, B. mesentericus… đã được ứng dụng trong
nuôi trồng thủy sản với vai trò cải thiện sức khỏe, tăng cường các phản ứng miễn
dịch và cải thiện môi trường. Khả năng sinh các enzyme phân hủy các hợp chất
hữu cơ và kiểm soát sự phát triển quá mức của vi sinh vật gây bệnh (Vibrio) giữ
cho môi trường luôn ở trạng thái cân bằng là đặc tính nổi trội của nhóm vi khuẩn
này.
Cũng theo Bùi Quang Tề (2008) khi sử dụng chủng vi khuẩn Bacillus
subtilis (đa số là vi khuẩn kị khí) có chức năng phân hủy mùn bã hữu cơ tồn động

trong ao nuôi, chuyển hóa ammoniac thành đạm hữu ích, cân bằng quần thể vi
sinh vật trong ao nuôi và được xem là nhóm phân hủy mùn bã hưu cơ. Ngoài ra,
Bacillus subtilis còn làm giảm sự phát triển của vi khuẩn có hại như: Vibrio,
Aeromonas, và kí sinh trùng đơn bào. Bacillus subtilis làm sạch môi trường nhờ
khả năng sinh các enzyme như: protease, amylase, cellulose, kitanase, lipase,
phân giải các chất hữu cơ và kiểm soát sự phát triển của các vi sinh vật gây bệnh,
do cơ chế cạnh tranh nguồn dinh dưỡng, giữ môi trường luôn ở trạng thái cân
bằng sinh học (theo Tăng Thị Chính và Đặng Đình Kim, 2007). Việc bổ sung các
chủng probiotic đặc biệt là các chủng Bacillus sp có thể góp phần cải thiện chất
lượng nước. Các chủng gram dương có khả năng chuyển đổi các hợp chất hữu cơ
thành CO2 tốt hơn các chủng gram âm. Có báo cáo cho rằng việc sử dụng các
chủng Bacillus sp. cải thiện chất lượng nước, tăng khả năng sống và tăng tốc độ
phát triển của tôm sú Penaeus monodon và làm giảm tác nhân gây bệnh Vibrio.
Trong thức ăn nuôi tôm, probiotic chứa chủng Bacillus subtilis giúp phân
hủy tất cả thành phần protein vì chứa các enzyme được tạo bởi các vi khuẩn này
có thể bổ sung các hoạt tính protease giúp tăng khả năng tiêu hóa thức ăn của
tôm (Olmos và Ochoa, 2005). Theo Lê Văn Hiệp et al., (2001), tại viện nghiên
cứu Vacxin cơ sở II – Đà Lạt và Viện Vacxin Nha Trang – Đà Lạt đã dùng vi
khuẩn Bacillus subtilis như chế phẩm sinh học, chứa vi sinh vật sống có tác dụng
kích thích tôm sinh trưởng cải thiện môi trường ao nuôi, ổn định môi trường
nước, làm sạch ao, phân hủy các chất hưu cơ lắng đọng, tăng hàm lượng oxy hòa
tan trong nước và duy trì màu nước.
2.4 Những nghiên cứu về khả năng tiết ra chất ức chế của Bacillus

4


Trên đối tượng thẻ chân trắng (Penaeus vannamei), Meriel và ctv (2004)
đã làm thí nghiệm trộn các dòng vi khuẩn Vibrio P62, Vibrio P63 và Bacillus P64
vào thức ăn cho tôm ăn, kết quả cho thấy 3 dòng trên đều có tác dụng chống lại

V. harveyi, riêng dòng Bacillus P64 còn cho thấy vai trò kích thích hệ miễn dịch
ở tôm.
Theo Hasting và Nealson (1981) Bacillus S11 có thể tạo ra một số chất
kháng khuẩn hoặc một vài sản phẩm chưa biết có thể lấn át V. harveyi D331. Một
nghiên cứu khác khi ngâm tôm sú (PL30) 10 ngày với V. harveyi có sử dụng
“probiotic” (Bacillus S11) cho thấy sự tăng trưởng và tỉ lệ sống của tôm là 100%
cao hơn nhiều so với nhóm đói chứng (không sử dụng “probiotic”) 26%
(Rengpipat et al., 1998). Bên cạnh đó tác giả còn cho rắng Bacillus S11 có thể
thay thế cả Vibrio sp., một số vi khuẩn khác trong ruột tôm và trong môi trường
nước. Rengpipat và cs (2000) cho rằng sử dụng Bacillus sp (chủng S11) đã bảo
vệ tôm sú Penaeus monodon khỏi tác nhân gây bệnh bằng cách hoạt hóa hệ thống
miễn dịch dịch thể ở tôm. Balca´zar (2003) chứng minh sử dụng hỗn hợp vi
khuẩn Bacillus sp và Vibrio sp ảnh hưởng tốt tới sự phát triển và khả năng sống
sót của ấu trùng tôm thẻ chân trắng đồng thời bảo vệ chống lại Vibrio harveyi và
virus gây hội chứng đốm trắng. Sự bảo vệ này xuất phát từ sự kích thích hệ thống
miễn dịch bằng việc gia tăng thực bào và hoạt động kháng khuẩn.
Thí nghiệm của Meunpol et al., (2003) sử dụng “probiotic” với dòng vi
khuẩn Bacillus S11 trộn vào thức ăn công nghiệp cho ấu trùng tôm sú. Sau khi
cho ăn thức ăn trộn “probiotic” trong một tháng thì cấy vi khuẩn V. harveyi rồi
sục khí ozone vào từng bể (0,333 – 0,341 mg O3/mL). Tỉ lệ sống của tôm được
xác định sau 6 ngày đạt cao nhất 75% so với nghệm thức đối chứng tỷ lệ sống chỉ
có 18%. Theo Moriarty (1998), khi sử dụng probiotic (chứa chủng Bacillus sp.) tỉ
lệ sống của tôm sú tăng, hạn chế mầm bệnh vi khuẩn phát sáng Vibrio sp. trong
nước và bùn đáy ao. Một số loài vi khuẩn Bacillus spp. được chọn lọc và vi
khuẩn quang dưỡng, không chỉ có tác dụng cải thiện môi trường nước nuôi trồng
thủy sản mà còn cạnh tranh và đối kháng với các loài vi khuẩn gây bệnh tôm-cá.
Mật độ tế bào vi khuẩn Bacillus spp. và vi khuẩn quang dưỡng thêm vào tương
ứng là 1010 và 107 CFU/mL
Theo một nghiên cứu khác của Vaseeharan et al. (2004), “probiotic” giúp
kháng được vi khuẩn Listonella anguillarum xuất hiện trong bùn nước, bùn đáy

ao nuôi và trong các cơ quan của tôm sú. Tác giả cho biết trên mang, cơ, dạ dày
và gan tụy tôm sú có sử dụng “probiotic”, số lượng vi khuẩn Listonella
anguillarum thấp hơn so với ao đối chứng. Kết quả này chứng minh các sản
phẩm bài tiết của Baillus trong thức ăn và ruột tôm ức chế sự phát triển
Listonella anguillarum trong cơ thể tôm đồng thời giúp tăng cường sự tăng
trưởng, nâng cao tỉ lệ sống của tôm sú. Kết quả nghiên cứu của Vaseeharan và
5


Ramasamy (2003) khi sử dụng dòng vi khuẩn Bacillus subtilic BT23 cho thấy có
hiệu quả cao trong việc chống lại sự tăng trưởng của V. harveyi phân lập từ tôm
sú bệnh đen mang, tỉ lệ chết của tôm giảm 90%.
2.5 Vị trí phân loại tảo Oscillatoria
Giới: Cyanobacteria
Ngành: Bacteria
Bộ: Osillatoriales
Họ:Osillatoriaceae
Giống: Osillatoria
Loài:
Osillatoria
(C.Agardh ex Gomont)

limosa

(www.vienthuysan2.com)

2.5.1 Đặc điểm sinh chung của tảo lam (Cyanophyta)
Tảo lam đa dạng về hình dạng tản: đơn bào, sợi và có cả cấu trúc nhu mô
đơn giản, không có dạng tế bào roi. Có cấu trúc vi khuẩn không ty thể, không
nhân rõ ràng, không golgy, không lưới nội chất nguyên sinh. Sắc tố quang hợp

trong Thylakoid nằm tự do trong màng sinh chất, Thylakoid không có dạng
chồng chéo lên nhau. Trong các loài tảo lam nghiên cứu thống kê khoảng 20 loài
mang độc tố như Anabaena, Microcystis, Nodularia, Ocsillatoria.
Thylakoid chứa sắc tố quang hợp là Chlorophyll-a và không có
Chllorophyll b,c. Tảo lam có màu lam đến tím nhưng đôi khi có màu đỏ hoặc
xanh lục. Màu xanh do có liên quan đến Phycocyamin và Allphycocyamin còn
màu đỏ do Phycocerythin. Chất dự trữ tin bột là Cyanphycean. Cấu trúc thành tế
bào là murein và tế bào thường được phủ bởi một lớp màng nhầy. Chỉ sinh sản
theo hình thức vô tính. Sống ở khắp nước ngọt, mặn lẫn trên cạn.
2.5.2 Đặc điểm phát triển của tảo
Sự tăng trưởng của tảo được diễn tả bằng sự phân chia tế bào. Với chế độ
dinh dưỡng thích hợp và điều kiện lý hóa thuận lơi, quá trình sinh trưởng của tảo
trải qua ít nhất các pha sau: pha chậm, pha tăng trưởng, (pha log), pha bình quân
và pha suy tàn.

6


Giai đoạn đầu được xem là pha chậm vì sự vô hiệu hóa của các enzyme,
sự giảm tốc độ trao đổi chất của tảo giống, tế bào gia tăng kích thước nhưng
không có sự phân chia; một số yếu tố khuếch tán được tạo ra do chính các tế bào
thì cần cho quá trình cố định carbon; hoạt động trao đổi chất của các tế bào đã ức
chế hoạt tính của một số độc tố nào đó có trong môi trường; hay cấy tảo vào môi
trường có chứa một vài chất vó nồng độ cao.
Pha tăng trưởng (pha lũy thừa) là giai đoạn mà tế bào phân chia rất nhanh
và liên tục. Tốc độ tăng trưởng trong giai doạn này tùy thuộc vào kích thước tế
bào, cường độ ánh sang, nhiệt độ,…
Khi có một vài nhân tố xuất hiện như: sự giảm sút một yếu tố dinh dưỡng
nào đó, tỷ lệ cung cấp oxy và carbonic, sự thay đổi pH, sự hạn chế ánh sáng do
bóng râm, sự xuất hiện yếu tố ngăn cản sự phân chia tế bào do một chất độc nào

đó …thì quá trình sinh trưởng của tảo bị ức chế và chính là giai đoạn đầu của pha
tăng trưởng chậm. Tuy nhiên, pha này diễn ra rất nhanh với sự cân bằng được tạo
ra giữa tốc độ tăng trưởng và các nhân tố nhân giới hạn nó được xem như pha
bình quân. Cuối cùng, khi các chất dinh dưỡng trở nên cạn kiệt không đủ cung
cấp cho sự sinh trưởng và trao đổi chất đến mức trở nên độc hại, tảo sẽ suy tàn và
gọi là pha chết ( Trần Sương Ngọc, Trần Thị Thanh Hiền, Nguyễn Văn Hòa,
2007).
2.5.3 Tảo lam trong nuôi trồng thủy sản
Là loại tảo có hại cho vật nuôi kể cả tảo thành viên như Oscillatoria sp,
Anabaena sp và loại tảo Rakhorini gây ra váng trên mặt nước như: Microcytis sp
sẽ làm cho động vật nuôi có mùi hôi đồng thời còn là nhóm thải ra chất nhờn ở
màng tế bào có thể gây tắc nghẽn mang của động vật nuôi. Khi chúng phát triển
cực đại sẽ làm cho nước có độ pH cao và làm cho hàm lượng oxy giảm thấp vào
sang sớm.. Nếu như môi trường bị ô nhiễm chất hữu cơ thì sẽ ảnh hưởng tới sự
phát triển của phiêu sinh vật. Theo Dương Thị Hoàng Oanh, khoa thủy sản, Đại
Học Cần Thơ thì độc tố tảo lam được chia thành 2 nhóm chủ yếu là độc tố gan
(hepatotoxin) và độc tố thần kinh. Độc tố gan được tìm thấy trong các loài tảo
như Microcystisaeruginosa, M. ichthyoblabe, M. novaceki, M. viridis, M.
Wesenbergi. Trong tự nhiên hơn 65% các đợt nở hoa của tảo lam có độc tố là
do Microcystis aeruginosa gây ra (Sivonen, 1990). Ngoài ra, Oscillatoria
nigroviridis vừa có khả năng sản sinh ra độc tố gan hepatotoxin, vừa sản sinh ra
độc tố thần kinh (Ostensvik et al., 1981). Đối với giống Nostoc có các loài sản
sinh ra độc tố gan dạng hepta và pentapeptide như là: N. linckia, N. paludosum,
N. rivulare, N. zetterstedtii. Trong khi đó, một số loài chỉ sản sinh ra độc tố thần
kinh như là: Oscillatoriaformosa,Anabaena circinalis, A. flosaquae, A. hassallii,
A. variabilis, A. lemmermannii, A. spiroides var. Contracta (Carmichael, 1988;
7


Sivonen, 1990). Tảo lam là loài không cần thiết cho ao nuôi, thường gây cho tôm

có mùi bùn hôi. Ngoài ra còn có nhóm sản xuất ra chất nhờn ở thành tế bào gây
chèn ép mang tôm, khi phát triển cực đại làm cho pH trong nước ao tăng cao. Khi
mật độ tảo lam trong nước lớn màu nước sẽ đậm làm pH trong nước tăng cao
màu nước sẽ đậm làm pH trong ao tăng cao, đặc biệt là buổi chiều. Nguyên nhân
là do tảo sử dụng hết CO2 hòa tan trong nước để quang hợp và phải dung CO2 từ
sự phân hủy của Bicacbonat nên làm cho pH tăng cao hơn. Khi pH tăng lên đến
10-11 chính là ngưỡng gây chết cho bản thân phiêu sinh và thường được gọi là sự
mất màu của nước.

Báo cáo gần đây từ Đông Nam Á cho thấy một số các độc tố tiềm năng
của tảo lam có thể giết chết tôm trong những ngày đầu sau khi thả giống.
Bệnh lý là phù hợp với triệu chứng nhiễm độc gan tụy và nhiều nghiên cứu đã
tìm hiểu vai trò của các chất độc trong nền đáy liên quan đến quá trình này.
Có một thực tế phổ biến là dùng chlorine để diệt tảo, động vật phù du và sinh
vật phù du khác nhằm giảm bớt rủi ro của bệnh virus vào ao và khi chết nhiều
loài tảo lam thải ra các độc tố và lắng đọng ở đáy ao. Ấu trùng tôm là loài ăn
đáy nên rất dễ tiếp xúc với các chất độc này. Một số các độc tố có khả năng bị
phân hủy sinh học do vi khuẩn tự nhiên trong ao nên chúng không gây ra các
tác động sinh học. Tuy nhiên, một số độc tố tồn tại và ảnh hưởng đến động vật
trực tiếp và gián tiếp. Nó là rất quan trọng trước mắt cũng như lâu dài cho
nghề nuôi thủy sản thành công thì sự hiện diện của tảo độc cũng như chất thải
trong môi trường phải được giữ ở mức tối thiểu. Các chất độc có thể làm cho
vật nuôi có tỷ lệ tử vong ở mức độ thấp và hao hụt dần dần cũng như tạo ra rủi
ro tiềm năng cho người tiêu dùng các sản phẩm nuôi có chứa độc tố (theo Ts
Nguyễn Duy Hòa dịch).
Tảo lam cũng có những tác dụng tiêu cực: khi phát triển mạnh chúng
gây hiện tượng "nước nở hoa' làm giảm phẩm chất của nước, ảnh hưởng tới
động vật đáy và biến đổi hệ sinh thái thủy vực. . Khi có hiện tượng “nước nở
hoa” do tảo lam gây ra thì nước không sử dụng được vì khi đó sinh khối của
tảo đạt tới mức khá lớn (tối đa tới 450-500g/m3) mà trong đó rất ít loài có thể

dùng làm thức ăn cho các sinh vật khác, sau đó chúng chết hàng loạt và phân
hủy. Các chất do tảo tiết ra và các sản phẩm phân hủy của chúng khi chết đều
gây hại.
Loại tảo Rakhoroni gây ra váng trên mặt nước như: Microcytis sp. sẽ làm cho
tôm có mùi tanh bùn và có mùi hôi đồng thời còn là nhóm thải ra chất nhờn ở
màng bọc của tế bào, có thể gây ra sự tắc nghẽn ở mang tôm khi được phát triển
cực đại sẽ làm cho nước có độ pH cao và làm cho hàm lượng oxy giảm thấp vào
sáng sớm. Có nhiều loại trong nhóm Dinoflagellate mang độc tố như Alaxandium
8


sp., Gonyaulax sp... Những loại này mang độc tố PSP và DSP khi phát triển cực đại
trong ao nuôi độc tố sẽ gây cho tôm chết (theo Trần Thị Thu Hiền, 2010).
2.6 Mối quan hệ giữa tảo và vi khuẩn trong môi trường thủy sinh
Trong môi trường thủy sinh luôn có sự tương tác khác nhau giữa nhiều
loài tảo và nhiều loài vi khuẩn. Ngoài khả năng kích thích sự tăng trưởng của vi
tảo ở một số loài vi khuẩn thì khả năng ức chế sự phát triển của vi tảo đặc biệt là
tảo gây nên hiện tượng hồng triều của một số giống loài vi khuẩn khác cũng đã
được công bố (Fukami et al., 1997). Trong một nghiên cứu khác của Munro et al.
(1995) cho thấy trong số 41 dòng vi khuẩn thử nghiệm đã có 23 dòng ngăn chặn
sự tăng trưởng của tảo đơn bào Pavlova lutheri ở các mức độ khác nhau. Trong
quá trình ương nuôi các động vật thủy sản, khả năng đối kháng của vi khuẩn với
tảo cũng gây ảnh hưởng không tốt trong trường hợp áp dụng mô hình ương ấu
trùng có bổ sung tảo (mô hình nước xanh). Ngược lại trong trường hợp ao nuôi
thủy sản nếu có các loài tảo không mong muốn phát triển quá mức thì sự hiện
diện của những loài vi khuẩn này sẽ giúp khống chế tảo phát triển là một lợi thế
cần được khai thác. Ngoài ra một số công trình đã công bố, việc bổ sung vi khuẩn
có thể làm giảm tỷ lệ tảo lam phát triển trong ao nuôi. Những giống vi khuẩn
tham gia trong quá trình này bao gồm Bacillus, Nitrobacter, Pseudomonas,
Enterobacter, Cellulomonas, và Rhodopseudomonas sp. đã được tìm thấy (Boyd,

et al. 1984).
Ngoài khả năng kiểm soát sự phát triển vi tảo của vi khuẩn, các nghiên
cứu về khả năng làm tăng sự tăng trưởng của tảo nuôi của vi khuẩn cũng đã được
nghiên cứu. Suminto và Hirayama (1996) đã phân lập được 12 dòng vi khuẩn từ
bể nuôi tôm nước ngọt. Trong số những dòng vi khuẩn đã kiểm tra, có 7 dòng đã
có tác dụng ngăn chặn tảo phát triển, 4 dòng không có ảnh hưởng gì, và chỉ có 1
dòng thuộc Flavobacterium sp., kích thích tảo Chaetoceros gracilis phát triển.
Từ những nghiên cứu này cho thấy, khả năng ảnh hưởng đến tăng trưởng hoặc
hạn chế tảo phát triển của vi khuẩn là những yếu tố rất quan trọng mà người nuôi
thủy sản cần xem xét cẩn thận khi áp dụng kỹ thuật nuôi sinh khối tảo.
Trích dẫn của Phạm Thị Tuyết Ngân (2012), hầu hết phân loại các nhóm
vi khuẩn liên kết với tảo nuôi thuộc lớp  - proteobacteria và CytophagaFlavobacterium (Flavobacterria- Sphingobacteria), nhóm này cũng chiếm ưu thế
trong môi trường nuôi thủy sản (Nicolas et al., 2004) và trong môi trường tự
nhiên (Sapp et al., 2007). Vi khuẩn thuộc nhóm Cytophaga-Flavobacterium
thường bám trên tế bào tảo hoặc vật chất lơ lửng, nơi vi khuẩn thuộc nhóm  proteobacteria thường chủ yếu sống tự do (Grossart et al., 2005). Còn nhóm vi
khuẩn khác được tìm thấy sống liên kết với tảo bao gồm  - proteobacteria,  -

9


proteobacteria, actinobacteria và Bacillus spp. (Schafer et al. 2002 ; Nicolas et
al., 2004 ; Grossart et al. 2005 ; Sapp et al., 2007 trích bởi Natrah, 2011).
2.7 Tổng quan về Chlorophyll
Nhắc đến Chlorophyll chúng ta đều nghĩ ngay đến tảo. Theo một cách
hiểu nào đó, tảo được gọi là tản thực vật thallophytes, là những thực vật thiếu rễ,
thiếu lá và thiếu cả thân, bù lại chúng có Chlophyll- a là sắc tố quang hợp sơ cấp.
Chlorophyll- a là sắc tố chính tham gia quá trình quang hợp và oxygen được
phóng thích từ quá trình quang hợp này.
Tất cả các thực vật phiêu sinh đều có chứa chlorophyll-a. Hàm lượng
chlorophyll- a có liên quan mật thiết với sinh khối tảo, vì nó là chất chỉ thị của

lượng tảo. Ao nuôi thủy sản tốt thường có hàm lượng Chlorophyll-a khoảng 50200 µg/L (Trương Quốc Phú và Vũ Ngọc Út). Chlorophyll-a được sử dụng để
đánh giá chất lượng sơ bộ ban đầu của nguồn nước nói chung và nước biển nói
riêng, nhất là hiện nay nuôi thủy sản đang gia tăng thì Chlorophyll- a đóng vai
trò là một trong các chỉ tiêu đánh giá chất lượng nước đảm bảo cho sự phất triển
thủy sản nuôi. Hàm lượng chlorophyll a trong tảo thoogn thường chiếm 1-2%
trọng lượng khô của tảo.
Chlorophyll- a là một hợp chất hữu cơ, không hòa tan trong nước nhưng
tan được trong dung môi hữu cơ.

10


Chương 3: VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
3.1 Vật liệu nghiên cứu
Nguồn gốc vi khuẩn và tảo
Bao gồm 3 dòng vi khuẩn Bacillus là B2, B7, B38 được phân lập từ ao
nuôi tôm sú thâm canh tại Vĩnh Châu – Sóc Trăng.
Tảo lam Oscillatoria limosa được lấy từ nước ao trường Đại Học Cần
Thơ. Thời gian thu mẫu khoảng 12-13h.
Các loại thiết bị và dụng cụ
Thiết bị: tủ sấy, máy hấp tiệt trùng, tủ ủ, cân điện tử, máy ly tâm, máy đo
OD, tủ cấy vô trùng, tủ lạnh,…
Dụng cụ: đèn cồn, que cấy, bình tam giác, đĩa petri, ống nghiệm,
micropipette, đầu cole các loại, ,..
Các hóa chất
Các hóa chất pha môi trường chuyên biệt của Bacillus, NA (Nutrient
Agar), LB (Luria Bertami) và một số hóa chất khác như: NaCl, cồn, HCl, formol,
aceton,….
3.2 Phương pháp nghiên cứu
3.2.1 Phương pháp nuôi tăng sinh vi khuẩn

Ba chủng vi khuẩn Bacillus B2, B7, B38 và hỗn hợp (B2+B7+B38) được
phuc hồi trên môi trường TSA (Tripticase Soya Agar). Các chủng này được tiếp
tục nuôi tăng sinh bằng môi trường LB. Sau đó nuôi tăng sinh mật độ vi khuẩn
được xác định bằng phương pháp đo OD (Optitcal density) ở bước sóng 600 nm
(Leonel et al. 2006). Mật độ vi khuẩn ở các nghiệm thức là 107 CFU/mL
Mật độ vi khuẩn được tính theo công thức :
Mật độ vk (tế bào/ml) = 1200 x 106 x OD x Độ pha loãng

11


3.2.2 Phương pháp xác định mật độ vi khuẩn Bacillus
Các ống nghiệm chứa 9 mL nước muối sinh lý (0,85%) đã tiệt trùng ở
121 C trong 20 phút để pha loãng mẫu. Sau đó cho các ống nghiệm chứa vi
khuẩn cùng với nước muối sinh lý vào tủ cấy tiệt trùng. Chuyển 1 mL mẫu nước
có chứa vi khuẩn sang các ống nghiệm có chứa 9 mL nước muối sinh lý đã tiệt
trùng, sau đó trộn đều bằng máy, được mẫu có độ pha loãng 10-1. Từ mẫu này
chuyển 1 mL dung dịch sang ống nghiệm chứa 9 mL nước muối sinh lý đã tiệt
trùng được độ pha loãng 10-2. Tiếp tục pha loãng theo cách này khi đạt đến mật
độ pha loãng thích hợp. Sau đó tất cả các ống nghiệm vừa pha loãng và ống
nghiệm có nhiệt kế được xếp vào cùng một giá, để vào tủ sấy. Khi nhiệt độ đạt
80oC rồi tính thời gian 10 phút lấy ống nghiệm ra.
o

Cấy mẫu : sau khi pha loãng xong tiến hành cấy mẫu. Lấy trực tiếp 100
µL mẫu với nồng độ pha loãng cấy trên môi trường Bacillus chuyên biệt. Dùng
que thủy tinh đã vô trùng trên ngọn lửa đèn cồn trải đều dung dịch trên đĩa thạch
cho đến khi trên mặt không còn dung dịch. Kết quả đếm số khuẩn lạc trên đĩa cấy
mẫu sau khi để trong tủ ủ 24 giờ. Mật độ vi khuẩn được tính bằng công thức:
Đơn vị hình thành khuẩn lạc (CFU/mL) = số khuẩn lạc x độ pha loãng x 10

3.2.3 Phương pháp xác định Chllorophy-a
Phương pháp so màu quang phổ Nusch 1980, ly trích bằng aceton
Tiến hành:
- Cắt nhỏ giấy đã lọc cho vào ống nghiền
- Thêm 5 mL acetone 100% và nghiền trong một phút
- Lọc qua giấy lọc GFF 25mm-0,2µm, đồng thời thu mẫu dịch chiết suất
vào chai lọ 10 mL nâu
- Bảo quản lạnh và tối cho đến khi đo mẫu
- Đo mẫu ở bước sóng 630, 647, 664 và 750 nm
Công thức xác định hàm lượng Chlorophyll a là:
Chlo-a= [11,85(E664-E750)-1.54(E647-E750)-0,08(E630-E750)]*[(1/d)* (V1*1000)/V2]
Trong đó:
V1: thể tích acetone (10 mL)
V2: thể tích nước mãu được lọc
d: độ dài ánh sáng đi qua cuvet (1 cm)
3.3 Thí nghiệm khảo sát sự ảnh hưởng của Bacillus lên sự phát triển
của tảo Oscillatoria limosa
12


3.3.1 Thí nghiệm 1
a. Bố trí thí nghiệm
Thí nghiệm được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên với 3 nghiệm thức và một
đối chứng, mỗi nghiệm thức lặp lại 3 lần.
Nghiệm thức 1: Vi khuẩn B2 với mật độ 107 CFU/mL
Nghiệm thức 2: Vi khuẩn B7 với mật độ 107 CFU/mL
Nghiệm thức 3: Vi khuẩn B38 với mật độ 107 CFU/mL
Nghiệm thức đối chứng : không bổ sung vi khuẩn
Một lít tảo lam Osillatoria limosa được cho vào keo nhựa 1,5 lít. Hàm
lượng Chlorophyll-a được xác định trước khi bố trí thí nghiệm. Mật độ vi khuẩn

được bổ sung vào nghiệm thức 1,2,3 với mật độ 107 CFU/mL.
Thí nghiệm được bố trí trong phòng thí nghiệm ở nhiệt độ 280C, chiếu sáng
bằng đèn huỳnh quang và sục khí liên tục.
b. Chỉ tiêu theo dõi: Hàm lượng Chlorophyll-a của tảo được xác định
trước khi thí nghiệm và khi kết thúc thí nghiệm (8 ngày).
3.3.2 Thí nghiệm 2
a. Bố trí thí nghiệm
Thí nghiệm được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên với 4 nghiệm thức và một
đối chứng, mỗi nghiệm thức lặp lại 3 lần.
Nghiệm thức 1: Vi khuẩn B2 với mật độ 107 CFU/mL
Nghiệm thức 2: Vi khuẩn B7 với mật độ 107 CFU/mL
Nghiệm thức 3: Vi khuẩn B38 với mật độ 107 CFU/mL
Nghiệm thức 4 : hỗn hợp (B2+B7+B38) với mật độ 107 CFU/mL
Nghiệm thức đối chứng : không bổ sung vi khuẩn
Một lít tảo Osillatoria limosa được cho vào keo nhựa 1,5 lít. Hàm lượng
Chlorophyll-a được xác định trước khi bố trí thí nghiệm. Mật độ vi khuẩn được
bổ sung vào nghiệm thức 1,2,3,4 với mật độ 107 CFU/mL.

13


Hình 3.1 Bố trí thí nghiệm
Thí nghiệm được bố trí trong phòng thí nghiệm ở nhiệt độ 280C, chiếu sáng
bằng đèn huỳnh quang và sục khí liên tục.
b. Chỉ tiêu theo dõi
Hàm lượng Chlorophyll-a của tảo trong keo nhựa được xác định 4 ngày
lần, bắt đầu từ sau cấy vi khuẩn 1 ngày và kéo dài cho đến hết chu kì của tảo.
Mật độ vi khuẩn : được xác định ngày 1, 4, 8
Tảo được thu lúc 8 giờ sáng mỗi ngày với lượng 50 mL/1 keo nhựa 1,5
Lít. Sau đó đem đi xác định bằng phương pháp Chllorophy –a.

3.4. Xử lí số liệu
Số liệu được xử lí bằng chương trình Excel và chương trình SPSS 16.0.

14


CHƯƠNG 4
KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN
4.1 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 1
Hàm lượng Chlorophyll-a trong quá thí nghiệm được thể hiện qua Hình
4.1. Thí nghiệm được tiến hành trong 8 ngày, hàm lượng Chlorophyll-a được bố
trí ở tất cả nghiệm thức 741,76 ± 30, 349 µg/L. Sau 8 ngày tiến hành thu mẫu,
hàm lượng Chlorophyll-a được thể hiện ở Bảng và Hình 4.1. Qua Hình 4.1 và
Bảng 4.1 cho thấy hàm lượng Chlorophyll-a ở tất cả các nghiệm thức đều giảm
lần lượt còn 543,20 ± 17,52 µg/L, 310,2 ± 28,65 µg/L, 240,88 ± 37,28 µg/L,
353,3 ± 31,91 µg/L tương ứng với nghiệm thức đối chứng, nghiệm thức B2,
nghiệm thức B7, nghiệm thức B38.
µg/L
800
700
600

ĐC

500

B2

400

B7

300

B38

200
100
0
1

8

Ngày

Hình 4.1 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 1
Qua kết quả thống kê ở Bảng 4.1 cho thấy hàm lượng Chlorophyll-a giảm
nhiều nhất ở nghiệm thức B7 và hàm lượng Chlorophyll-a giảm thấp nhất ở đối
chứng. Hàm lượng Chlorophyll-a ở nghiệm thức B38 và B2 giảm nhưng không
có ý nghĩa thống kê (p<0,05) giữa hai nghiệm thức này. Riêng hàm lượng
Chlorophyll-a ở nghiệm thức B7 giảm khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) so
với nghiệm thức B2 và B38 và ĐC. Qua kết quả trên cho thấy những nghiệm
thức có bổ sung vi khuẩn hàm lượng Chlorophyll-a giảm nhiều so với mẫu đối
chứng. Như vậy hàm lượng Chlorophyll-a giảm từng dòng khi bổ sung từng
dòng vi khuẩn. Liệu hỗn hợp 3 dòng B2, B7, B38 có làm cho hàm lượng
Chlorophyll-a trong tảo Oscillatoria limosa.
Bảng 4.1: Hàm lượng Chlorophyll-a trong trong thí nghiệm 1
ĐVT: µg/L
15

ĐC

Ngày

B2

B7

B38

1

741,76 ± 30,349d 741,76 ± 30,349d 741,76 ± 30,349d

8

543,2 ± 717,52c

310,2 ± 28,65 b

240,88 ± 37,28a

741,76 ± 30,349d
353,3 ± 31,91b

*Ghi chú: Các giá trị trên cùng một hàng với kí tự giống nhau đề chỉ khác biệt không có ý nghĩa thống
kê. Kí tự khác nhau chỉ sự khác biệt có ý nghĩa thống kê ở mức p<0,05.

4.2 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 2

Hàm lượng Chlorophyll-a được bố trí ở tất cả nghiệm thức là 628,53
µg/L. Qua Bảng 4.2 và Hình 4.2 thì hàm lượng Chlorophyll-a ở tất cả các
nghiệm thức đều giảm qua 2 lần thu mẫu (ngày 4 và ngày 8).
Ở ngày thứ 4 hàm lượng Chlorophyll-a giảm nhiều nhất ở nghiệm thức
hỗn hợp (B2+B7+B38) còn 243,93 µg/L, hàm lượng Chlorophyll-a ở nghiệm
thức đối chứng giảm còn 585,95 µg/L và không có ý nghĩa thống kê (p< 0,05) so
với đối chứng ban đầu. Tất cả các nghiệm thức có bổ sung vi khuẩn hàm lượng
Chlorophyll-a giảm đều khác biệt có nghĩa thống kê (p<0,05) so với đối chứng
ban đầu.
µg/L
700
600
500

ĐC

400

B2
B7

300

B38
HH

200
100
0
1

4

8

Ngày

Hình 4.2 Sự biến động hàm lượng Chlorophyll-a trong thí nghiệm 2
Qua Bảng 4.2 cho thấy hàm lượng Chlorophyll-a giảm cao nhất ở nghiệm
thức hỗn hợp và khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) so với tất cả nghiệm thức
còn lại. Nghiệm thức B7 có hàm lượng Chlorophyll-a giảm thấp nhất so với các
nghiệm thức B2, B28 và hỗn hợp (B2+B7+B38).
Bảng 4.2: Hàm lượng Chlorophyll-a trong trong thí nghiệm 2
ĐVT: µg/L
NTĐC

B2

B7

Ngày
16

B38

HH


1

628,53±32,49g

628,53±32,49g

628,53±32,49g

628,53±32,49g

4

585,95±9,44g

394,78±36,22cd

471,16±21,58e 526,31±14,667e 243,92±61,49b

8

433,78±26,43de 233,96±27,61b

246,32±33,25b 308,83±2,644c

628,53±32,49g

118,44±9,26a

*Ghi chú: Các giá trị trên cùng một hàng với kí tự giống nhau đề chỉ khác biệt không có ý nghĩa thống
kê. Kí tự khác nhau chỉ sự khác biệt có ý nghĩa thống kê ở mức p<0,05.

Ở ngày thứ 8 hàm lượng Chlorophyll-a giảm nhiều ở các nghiệm thức và

đối chứng cũng giảm nhiều có thể do tảo suy tàn vì trong suốt qua trình thí
nghiệm nguồn dinh dưỡng bị cạn kiệt vì không bổ sung dinh dưỡng. Ở nghiệm
thức có bổ sung vi khuẩn thì hàm lượng Chlorophyll-a giảm nhiều hơn so với đối
chứng. Trong môi trường sống chung Bacillus tiết ra chất ức chế làm cho tảo
giảm. Theo Boy, et al. 1984 , việc bổ sung vi khuẩn có thể làm giảm tỷ lệ tảo lam
phát triển trong ao nuôi. Những giống vi khuẩn tham gia trong quá trình này bao
gồm Bacillus, Nitrobacter, Pseudomonas, Enterobacter, Cellulomonas, và
Rhodopseudomonas sp. đã được tìm thấy. Khi tảo phát triển mạnh hoặc khi chết
chúng tăng việc tiết ra độc tố vào môi trường gây chết tôm cá và cả con người.
Các nghiên cứu trên thế giới cho thấy một số tảo lam nước ngọt có nhiều độc
chất ảnh hưởng đến gan (liver-toxic: hepatotoxic, microcystin), độc chất
microcystin được tìm thấy trong tảo Mycrocystis aeruginosa và M. virisis và hệ
thần kinh (neurotoxic), độc chất thần kinh anatoxin-a được tìm thấy ở Anabaena
Flos aquae ở Canada và một số loài của giống Oscillatoria, Aphanizomenon,
Cylindrospermum ở Scotland (Luuc et al., 1990). Tảo phát triển quá mức trong
ao nuôi làm cho nước có màu sẩm độ trong giảm gây nhiều bất lợi cho ao nuoi
tôm cá. Chúng làm nồng độ oxy hòa tan tỏng nước thấp vào ban đêm có thể cả
ban ngày (Phú, 2000).
Tảo phát triển nhiều dẫn đến phát sinh nhiều trở ngại cho ao nuôi đặc biệt
là hiện tượng tảo tàn làm tiêu hao oxy, phóng thích nhiều CO2 và các khí độc
khác như NH3, H2S… gây ô nhiễm nước ao nuôi và dịch bệnh phát sinh. Chính vì
những tác hại nêu trên vủa tảo cần phải theo dõi và quản lý tảo tốt nhất trong môi
trường ao nuôi, tận dụng hợp lý nguồn tảo trong thủy vực để điều khiển theo
hướng có lợi tỏng nuôi trồng thủy sản. Việc khống chế sự phát triển của tảo trong
mô hình nuôi tôm ít thay nước rất khó khăn và cũng có vai trò quyết định đến sự
thành công của mô hình. Để khống chế sự phát triển của tảo, hiện nay người nuôi
sử dụng một số biện pháp như: dùng chất ức chế quá trình trao đổi chất (CuSO4,
Simazine...), chất oxy hóa mạnh (Chlorine, BKC, KMnO4...), chất nhuộm màu...
17

Tuy nhiên, việc dùng hóa chất để diệt tảo có thể tạo nên nguy cơ ô nhiễm môi
trường (kim loại nặng – Cu, Mn...) và các hóa chất độc tồn lưu trong tôm (BKC,
Simazine...) có thể ảnh hưởng đến sức khỏe của người tiêu dung (Dương Thị
Hoàng Oanh, 2008). Vì vậy việc ứng dụng vi sinh vật hữu ích làm chế phẩm vi
sinh để khống chế tảo là quan trọng.
4.3 Biến động mật độ vi khuẩn Bacillus
Qua Hình 4.2 cho thấy biến động mật độ vi khuẩn Bacillus qua 3 đợt thu mẫu của
các nghiệm thức dao động từ 2,3 × 101 – 2,3 × 107 CFU/mL. Mật độ Bacillus cao
nhất ở (7,79 × 106 CFU/mL) ở thức hỗn hợp và thấp nhất (2,4 × 101 CFU/mL) ở
nghiệm thức đối chứng và khác biệt có ý nghĩa thống kê giữa 2 nghiệm thức này
(p<0,05). Trong khi ở các nghiệm thức B2, B7, B38 và hỗn hợp lần lượt là 7,8 ×
106, 3,46 ×106, 7,1 × 106, 7,79 × 106 CFU/mL và khác biệt không có ý nghĩa
thống kê giữa các nghiệm thức này (p<0,05). Qua Hình 4.1 cũng cho thấy mật độ
vi khuẩn Bacillus ở các nghiệm thức bổ sung vi khuẩn luôn luôn cao hơn nghiệm
thức đối chứng từ 5 đơn vị log và duy trì ở khoảng 106 CFU/mL. Điều này thể
hiện rõ hiệu quả bổ sung vi khuẩn định kì đã giúp cân bằng được mật độ vi khuẩn
như mong muốn.

8

Log (CFU/mL)

7
6
5

B2
B7

4

B38
HH

3

ĐC

2
1
0
1

4

Hình 4.3 Biến động mật độ Bacillus

18

8

Ngày