ẢNH HƯỞNG CỦA MẬT ĐỘ ƯƠNG VÀ THÀNH PHẦN TẢO LÊN TỈ LỆ SỐNG VÀ KÍCH THƯỚC ẤU TRÙNG SÒ HUYẾT (Anadara granosa)

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO
TRƯỜNG ĐẠI HỌC NÔNG LÂM TP. HỒ CHÍ MINH
BỘ MÔN CÔNG NGHỆ SINH HỌC

KHÓA LUẬN TỐT NGHIỆP
ẢNH HƯỞNG CỦA MẬT ĐỘ ƯƠNG VÀ THÀNH PHẦN TẢO
LÊN TỈ LỆ SỐNG VÀ KÍCH THƯỚC ẤU TRÙNG
SÒ HUYẾT (Anadara granosa)

Ngành học

: CÔNG NGHỆ SINH HỌC

Sinh viên thực hiện

: TRƯƠNG HẢI NAM

Niên khóa

: 2007 – 2011

Tháng 07/2011


BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO
TRƯỜNG ĐẠI HỌC NÔNG LÂM TP. HỒ CHÍ MINH
BỘ MÔN CÔNG NGHỆ SINH HỌC

KHÓA LUẬN TỐT NGHIỆP
ẢNH HƯỞNG CỦA MẬT ĐỘ ƯƠNG VÀ THÀNH PHẦN TẢO
LÊN TỈ LỆ SỐNG VÀ KÍCH THƯỚC ẤU TRÙNG

SÒ HUYẾT (Anadara granosa)

Hướng dẫn khoa học

Sinh viên thực hiện

ThS. NGUYỄN ĐỨC MINH

TRƯƠNG HẢI NAM

Tháng 07/2011


LỜI CẢM ƠN
Quá trình thực hiện đề tài : “Sử dụng các loại thức ăn khác nhau trong ương nuôi
ấu trùng sò huyết” có rất nhiều vấn đề mà bản thân một mình tôi không thể tự giải
quyết hết toàn bộ những khó khăn đó. Sự giúp đỡ của mọi người, là một yếu tố quan
trọng và to lớn để bản thân tôi hoàn thành được đề tài.
Xin chân thành cảm ơn:
Ban Giám Hiệu trường Đại học Nông Lâm Tp. Hồ Chí Minh đã tạo mọi điều kiện
cho tôi trong suốt thời gian học tập.
Các thầy cô trong Bộ môn Công nghệ sinh học cùng các thầy cô đã trực tiếp giảng
dạy trong suốt bốn năm qua.
ThS. Nguyễn Đức Minh đã tận tình hướng dẫn và động viên trong thời gian thực
hiện đề tài tốt nghiệp.
KS. Dương Đình Nam cùng toàn thể lớp DH07SH đã hỗ trợ, giúp đỡ và động viên
tôi trong suốt thời gian làm đề tài.
Thành kính ghi ơn bố mẹ cùng những người thân trong gia đình luôn tạo điều kiện
và động viên con trong suốt quá trình học tập tại trường.

Tp. Hồ Chí Minh, Tháng 07 năm 2011
Trương Hải Nam

i


TÓM TẮT
Sò huyết có giá trị kinh tế khá cao đối với người nuôi trồng thủy sản. Những yếu tố
quan trọng như môi trường sống, thức ăn, mật độ ương. Vẫn chưa được thử nghiệm
nhiều.
Do vậy, chúng tôi thực hiện đề tài:
“Ảnh hưởng của mật độ ương và thành phần tảo lên tỉ lệ sống và kích thước của ấu
trùng sò huyết (Anadara granosa)”. Nhằm tìm ra nguồn thức ăn và mật độ ương thích
hợp trong ương nuôi thành công loài sò huyết.
Được thực hiện trên đối tượng nghiên cứu là 4 loại vi tảo biển Nannochloropsis
oculata, Chaetoceros calcitrans, Isochrysis galbana và Chlorella sp. và ấu trùng sò
huyết sống trôi nổi.
Phương pháp thí nghiệm:
Thí nghiệm về thành phần thức ăn gồm 3 nghiệm thức (mỗi nghiệm thức là hỗn hợp
các loại tảo khác nhau).
Thí nghiệm về mật độ ương nuôi ấu trùng sò huyết (2 con/ml, 4 con/ml, 6 con/ml).
Kết quả đạt được:
Tìm ra nghiệm thức làm thức ăn tốt nhất, đáp ứng đủ thức ăn cho ấu trùng sò huyết
sống trôi nổi. Tỉ lệ sống của ấu trùng đạt trên 70% sau 15 ngày ương nuôi. 
Tìm ra mật độ ương nuôi tốt nhất trên 3 nghiệm thức.
 

ii

SUMMARY
Blood cockles had economic value was rather high for aquaculture. The important
factors such as Habitat, food, density. This had not been tested much.
Therefore, we initiated the topic:
"The influence of the density and composition of algae on survival and size of larvae
blood cockle (Anadara granosa)". To find a food source and run the appropriate
density in rearing success blood cockle species.
Performed on study subjects were four types of marine microalgae Nannochloropsis
oculata, Chaetoceros calcitrans, Isochrysis galbana and Chlorella sp. and blood
cockle larvae during plankton phase.
Method of testing:
Experiments on the ingredients of three treatments (each treatment is a mixture of
different algae).
Experiments on larval rearing density of blood cockle ( 2 larvae/ml, 4 larvae/ml, 6
larvae/ml).
Achievements:
Find out treatments work best food, meet the feed blood cockle floating life. The
survival rate of larvae over 70% after 15 days rearing.
Finding the best nursing density in the three treatments.

 
 
 
 
 

iii


MỤC LỤC

Trang
LỜI CẢM ƠN...................................................................................................................i
TÓM TẮT....................................................................................................................... ii
SUMMARY…………………………………………………………………………...iii
MỤC LỤC……………………………………………………………………………..iv
DANH SÁCH CÁC CHỮ VIẾT TẮT………………………………………………...vi
DANH SÁCH CÁC BẢNG ..........................................................................................vi
DANH SÁCH CÁC HÌNH .......................................................................................... viii
Chương 1 MỞ ĐẦU ........................................................................................................ 1
1.1. Đặt vấn đề ................................................................................................................. 1
1.2 . Yêu cầu của đề tài.................................................................................................... 2
1.3. Nội dung thực hiện ................................................................................................... 3
1.3.1. Phân lập và nuôi cấy sinh khối tảo làm thức ăn tự nhiên cho ấu trùng sò huyết .. 3
1.3.2. Thí nghiệm về thành phần thức ăn và mật độ ương khác nhau ............................. 3
Chương 2 TỔNG QUAN TÀI LIỆU ............................................................................... 4
2.1. Giới thiệu chung về sò huyết .................................................................................... 4
2.2. Sử dụng tảo làm thức ăn cung cấp cho sò huyết ...................................................... 6
2.2.1. Thế giới.................................................................................................................. 6
2.2.2. Trong nước ............................................................................................................ 8
2.3. Môi trường dinh dưỡng cho tảo..............................................................................10
Chương 3 VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁPNGHIÊN CỨU .......................................12
3.1. Thời gian và địa điểm nghiên cứu ..........................................................................12
3.1.1. Thời gian..............................................................................................................12
3.1.2. Địa điểm ..............................................................................................................12
3.2. Vật liệu ...................................................................................................................12
3.3. Phương pháp nghiên cứu ........................................................................................13
3.3.1. Nuôi cấy sinh khối tảo .........................................................................................13
3.3.2. Ương nuôi ấu trùng sò bằng các loai thức ăn khác nhau.....................................18
3.3.3. Các chỉ tiêu theo dõi cho các thí nghiệm.............................................................20
iv

3.3.4. Phương pháp xử lý số liệu ...................................................................................20
Chương 4 KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN ......................................................................21
4.1. Điều kiện thí nghiệm ..............................................................................................21
4.1.1. Điều kiện môi trường trong thí nghiệm về thành phần thức ăn ..........................21
4.1.2. Điều kiện môi trường trong thí nghiệm về mật độ ương.....................................21
4.2. Thí nghiệm về thành phần thức ăn .........................................................................22
4.2.1. Tỷ lệ sống ấu trùng ..............................................................................................22
4.2.2. Tốc độ tăng trưởng ..............................................................................................24
4.3. Thí nghiệm về mật độ ương. ..................................................................................26
4.3.1 Tỷ lệ sống ấu trùng ...............................................................................................26
4.3.2 Tốc độ tăng trưởng ...............................................................................................28
Chương 5 KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ ..........................................................................30
5.1. Kết luận...................................................................................................................30
5.2. Đề nghị ...................................................................................................................31
TÀI LIỆU THAM KHẢO .............................................................................................32
PHỤ LỤC
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

v

DANH SÁCH CÁC CHỮ VIẾT TẮT
AA: Acid Amin
Ctv: Cộng tác viên
DHA: Docosa Hexaenoic Acid
EDTA: Etilendiamin Tetraaxetic Axid
EPA: Eicosapentaenoic Acid
Gt : Tốc độ tăng trưởng
NT1: Nghiệm thức 1
NT2: Nghiệm thức 2
NT3: Nghiệm thức 3
PUFA: Polyunsaturated Fatty Acid
TLS: Tỉ lệ sống

vi


DANH SÁCH CÁC BẢNG
Bảng 2.1 Hàm lượng trung bình của các acid béo không no có trong một số loài tảo ... 9
Bảng 3.1 Cách bố trí thí nghiệm về thành phần thức ăn. ..............................................19
Bảng 3.2 Cách bố trí thí nghiệm về mật độ ương .........................................................19
Bảng 4.1 Các yếu tố môi trường trong thí nghiệm về thành phần thức ăn. ..................21
Bảng 4.2 Các yếu tố môi trường trong thí nghiệm về mật độ ương ấu trùng. ..............21
Bảng 4.3 Tỷ lệ sống của ấu trùng sau 15 ngày ương nuôi ............................................22
Bảng 4.4 Tỉ lệ sống ấu trùng sau 3 ngày ......................................................................23
Bảng 4.5 Tỉ lệ sống ấu trùng sau 9 ngày ......................................................................23
Bảng 4.6 Tỉ lệ sống ấu trùng sau 15 ngày ....................................................................24
Bảng 4.7 Kích thước và tốc độ tăng trưởng của ấu trùng .............................................25
Bảng 4.8 Tỷ lệ sống của ấu trùng qua các mật độ ương ...............................................26

Bảng 4.9 Ảnh hưởng của mật độ nuôi lên tốc độ tăng trưởng ......................................28
 
 
 
 
 
 
 
 

vii


DANH SÁCH CÁC HÌNH 
Hình 2.1 Sò huyết Anadara granosa .............................................................................. 5
Hình 2.2 Hình thái tuyến sinh dục cái và đực sò huyết .................................................. 6
Hình 3.1 Buồng đếm huyết bào ....................................................................................15
Hình 3.2 Nuôi cấy tảo sinh khối nhỏ trong bình 6 - 8 lít ..............................................16
Hình 3.3 Nuôi sinh khối tảo trong túi nilon 120 lít ......................................................17
Hình 3.4 Nuôi cấy tảo trong bể composit .....................................................................17
Hình 3.5 Ao sản xuất tảo, làm thức ăn cho ấu trùng sò ................................................18
Biểu đồ 4.1 Tỉ lệ sống của ấu trùng theo thành phần thức ăn ......................................24
Biểu đồ 4.2 Tốc độ tăng trưởng ấu trùng theo thức ăn qua ..........................................26
Biểu đồ 4.3 Tỉ lệ sống ấu trùng theo mật độ ương qua 15 ngày ...................................28
Biểu đồ 4.4 Kích thước ấu trùng theo mật độ ương ......................................................29

 
 
 
 

 
 
 
 
 

viii


Chương 1 MỞ ĐẦU
1.1. Đặt vấn đề
Hiện nay, trong nuôi trồng thủy sản nguồn thức ăn để cung cấp cho loài sò huyết
cũng rất phong phú như là: thức ăn tổng hợp, bột ngũ cốc, men bánh mì, tảo khô. Tuy
nhiên giá thành của những loại thức ăn trên lại rất đắt tiền.
Các loài tảo kích thước hiển vi thuộc các loài tảo roi và silicate là thức ăn đầu tiên
trong chuỗi thức ăn ở biển. Và tảo biển đơn bào được sản xuất làm thức ăn cho hầu hết
các giai đoạn sản xuất con giống nhuyễn thể sò huyết.
Một số loài vi tảo nước mặn có giá trị dinh dưỡng cao như: Chaetoceros
calcitrans, Nannochloropsis oculata Isochrysis galbana, và Chlorella sp. được sử
dụng rộng rãi trong nuôi trồng thủy sản, chính là nguồn thức ăn thích hợp nhất cung
cấp cho sự phát triển và tăng trưởng của ấu trùng sò huyết. Đặc biệt lại rất là dễ nuôi
cấy, giá thành rẻ và không bị mất nguồn giống. Có thể bảo lưu tảo gốc để nuôi cấy làm
thức ăn cho vụ tiếp theo.
Ấu trùng sò huyết trong giai đoạn tăng trưởng thường sử dụng nhiều loại tảo khác
nhau để làm thức ăn vì kích thước của chúng ngày càng lớn dần. Nên trong ương nuôi
ấu trùng sò huyết thay vì chỉ sử dụng một loại tảo, cần phải kết hợp hỗn hợp nhiều loại
tảo khác nhau sẽ cho kết quả cao hơn.
Các loại vi tảo có kích thước khác nhau được bố trí thành nhiều thành phần thích hợp
cho từng giai đoạn tăng trưởng của ấu trùng sò huyết.
Mật độ ương nuôi cũng ảnh hưởng rất lớn tới tỉ lệ sống và tốc độ tăng trưởng của

ấu trùng. Khi ta bố trí mật độ ương nuôi quá cao, ấu trùng dễ bị chết do một số yếu tố
như thiếu thức ăn, thiếu oxi… Và ngược lại nếu ta bố trí với mật độ ương nuôi quá
thấp sẽ không đem lại hiệu quả kinh tế trong sản xuất con giống. Vì vậy, việc bố trí thí
nghiệm thích hợp, để tìm ra mật độ ương tốt nhất phục vụ trong việc sản xuất giống và
ương nuôi thành công ấu trùng sò. Chính là lí do để tôi thực hiện đề tài: “Ảnh hưởng
của mật độ ương và thành phần tảo lên tỉ lệ sống và kích thước của ấu trùng sò huyết

(Anadara granosa)”.
 
1


1.2 .Yêu cầu của nuôi cấy tảo
Lưu giữ tảo gốc (Chaetoceros calcitrans, Nannochloropsis oculata, Isochrysis
galbana và Chlorella sp.) ở thể tích 250 ml hoặc nhỏ hơn, duy trì dưới ánh sáng nhân
tạo, ổn định nhiệt độ ở mức thấp (< 18oC) và được sử dụng để nhân giống khi cần
thiết. Giai đoạn này không cần sục khí và bổ sung khí CO2. Ở giai đoạn nhân giống
nuôi cấy trong bình nhỏ khoảng 250 ml - 4.000 ml, chúng phát triển rất nhanh trong
thời gian từ 7 - 14 ngày ở điều kiện nhiệt độ cao hơn, ánh sáng có cường độ mạnh hơn.
Phần lớn dung dịch tảo từ giai đoạn này sẽ được sử dụng để nuôi cấy ở giai đoạn 2
(trung gian) trong thể tích 6 – 120 lít và có thể sử dụng trực tiếp hoặc dùng để nhân ở
thể tích lớn hơn (> 1.000 lít).
Nuôi cấy sinh khối tảo thành công trong phòng thí nghiệm, tăng sinh khối trong
bình chứa. Chuyển sinh khối tảo trong những bình chứa có mật độ dày ra ngoài môi
trường ánh sáng thực địa. Nuôi trong những bịch nilon thể tích 120 lít. Đồng thời, cần
phân biệt được những loại tảo trùng nhau về màu sắc.
Ví dụ như: tảo Chaetoceros calcitrans và tảo Isochrysis galbana có cùng một màu
nâu vàng. Bình thường không thể phân biệt được chúng bằng mắt, chỉ phân biệt được
khi quan sát bằng kính hiểm vi. Có thể dùng phương pháp đánh dấu để phân biệt
chúng. Tương tự với tảo Nannochloropsis oculata, và Chlorella sp. chúng đều có cùng

màu xanh lá cây, ta cũng sử dụng phương pháp đánh dấu để phân biệt.
Sinh khối tảo đạt mật độ thích hợp, tức là tảo chaetoceros sp. và tảo Isochrysis
galbana biến đổi trở thành màu nâu đậm đen, và tảo Nannochloropsis oculata, và
Chlorella sp. biến đổi trở thành màu xanh đậm. Khi đó ta tiến hành cho ấu trùng ăn
theo từng đợt. Ấu trùng mới được 3 - 5 ngày tuổi cho ăn tảo Nannochrolopsis oculata
và Chlorella sp. có kích thước nhỏ hơn 2 loại tảo nâu, vì lúc này ấu trùng còn nhỏ
chưa thể ăn được những vật có kích thước lớn. Khi ấu trùng lớn hơn, từ trên 10 ngày
tuổi, tiến hành cho ăn 2 loại tảo còn lại tảo Chaetoceros calcitrans và tảo Isochrysis
galbana.
Tảo trong túi nilon phải được duy trì với một lượng thích hợp, để ấu trùng sò huyết
được nuôi trong các bể composit thí nghiệm không phải thiếu thức ăn. Trong quá trình
nuôi cấy tảo trong phòng thí nghiệm cũng như trong túi nilon, ngoài sinh khối khỏe
mạnh tăng trưởng, những sinh khối yếu sẽ bị chết, phần xác tảo chết bị chìm xuống
2


đáy gây bẩn và độc hại cho những sinh khối tảo khỏe mạnh, do đó ta phải thường
xuyên lọc tảo bằng những vợt lọc thích hợp. Vợt để lọc tảo phải là những loại khác
nhau cho từng mỗi loaị tảo, để tránh sự nhiễm từ tảo nay qua tảo khác. Trong quá trình
thao tác nếu có hiện tượng nhiễm tảo, cần phải loại bỏ ngay phần tảo bị nhiễm.
Yếu tố dinh dưỡng cho tảo cũng phải cần được lưu ý. Không nên cho quá nhiều
một chất mà phải kết hợp nhiều loại khác nhau để bổ sung đầy đủ. Ví dụ: khi cho quá
nhiều Vitamin vào bình chứa tảo Chaetoceros sp. tảo ngừng tăng trưởng và dưới đáy
còn xuất hiện những tế bào tảo bị chết.
1.3. Nội dung thực hiện
1.3.1. Phân lập và nuôi cấy sinh khối tảo làm thức ăn tự nhiên cho ấu trùng sò
huyết
™ Kỹ thuật lưu giữ tảo gốc
™ Nuôi tảo sinh khối nhỏ (nuôi trong phòng thí nghiệm)
™ Nuôi tảo sinh khối lớn

- Nuôi trong túi nilon
- Nuôi trong bể composit
+ Nuôi đơn
+ Nuôi ghép
- Nuôi trong ao lót bạt
1.3.2. Thí nghiệm về thành phần thức ăn và mật độ ương khác nhau
™ Bố trí thí nghiệm về thành phần thức ăn
-

NT1: 50% Nannochloropsis oculata, 50% Chlorella sp.

-

NT2: 50% Nannochloropsis oculata, 50% Chaetoceros calcitrans.

-

NT3: 25% Nannochloropsis oculata, 25 Chaetoceros calcitrans, 25%

Isochrysis galbana và 25% Chlorella sp.
Sử dụng bể composit nuôi cấy với 3 lần lặp lại
™ Thí nghiệm về mật độ ương nuôi ấu trùng tương ứng với 3 nghiệm thức trên bố
trí lần lượt là: 2 con/ml, 4 con/ml, 6 con/ml.
Sau 10 - 12 ngày ương sử dụng buồng đếm để đếm ấu trùng và so sánh tỷ lệ sống
của mỗi nghiệm thức.
3


Chương 2 TỔNG QUAN TÀI LIỆU
2.1. Giới thiệu chung về sò huyết

Sò huyết Anadara granosa là một loài trong họ sò Arcidae được phân loại từ rất
lâu đời. Theo Nguyễn Chính (1996) vị trí phân loại của sò huyết được sắp xếp như
sau:
Giới

Animalia

Ngành

Mollusca

Lớp

Bivalvia

Phân lớp

Pteriomorpha

Bộ

Arcoida

Họ

Arcidae

Giống

Anadara

Loài

Anadara granosa

Tên khoa học: Anadara granosa
Tên tiếng Anh: Blood cockle
Sò huyết (tên khoa học là Anadara granosa; tên tiếng Anh: Blood cockle) là loại
nhuyễn thể hai mảnh (Bivalvia), sống ở vùng trung triều ven biển và các đầm phá. Ở
độ sâu 1 - 2 mét so với mặt nước. Sò huyết phân bố ở vùng Ấn Độ - Thái Bình Dương
từ đông châu Phi đến Úc, Nhật Bản. Tại Việt Nam, người dân quen gọi là sò trứng hay
sò tròn. Sò trưởng thành dài 5 - 6 cm và rộng 4 - 5 cm. Ở nước ta, sò huyết phân bố
dọc ven biển nhưng tập trung ở Quảng Ninh, Hải Phòng, Trà Vinh, Sóc Trăng, Cà
Mau, Kiên Giang. Sò huyết phân bố tự nhiên ở các bãi triều nông đến độ sâu 4 m với
thời gian phơi bãi từ 6 - 10 giờ/ngày đêm, có nền đáy là bùn mịn hoặc bùn cát giàu
chất hữu cơ, độ mặn từ 20 - 30‰. Nghề nuôi sò huyết bắt đầu từ năm 1990. Sản lượng
khai thác khoảng 17.000 - 20.000 tấn, trong đó Kiên Giang có sản lượng lớn nhất cả
nước. Tổng diện tích bãi triều đang sử dụng nuôi sò mới chỉ trên 2.000 ha mặc dù diện
tích tiềm năng có thể phát triển nuôi trong cả nước là khoảng 50.000 ha. Nguồn sò
huyết phục vụ cho nuôi sò thương phẩm hoàn toàn từ khai thác tự nhiên, nguồn lợi này
đang cạn kiệt nhanh chóng do nhu cầu tiêu thụ trong nước và xuất khẩu ngày càng
tăng.
4


Sò huyết có giá trị dinh dưỡng cao, bổ máu, được chế biến thành nhiều món ăn như
sò luộc, sò hấp, bò xào sò huyết, cháo sò huyết. Những món ăn này còn có tác dụng
chữa bệnh tốt như tăng huyết áp, suy nhược cơ thể, lao phổi. Theo y học cổ truyền, sò
huyết có vị ngọt, tính mặn, có tác dụng bổ huyết, kiện vị, chữa chứng huyết hư, thiếu
máu. Trong con sò huyết có nguồn chất đạm phong phú, chứa nhiều khoáng chất có

giá trị dinh dưỡng cao như magne và kẽm, hai chất này giúp tăng cường sức chịu đựng
dẻo dai cho cơ thể. Trong 100 g sò huyết có các thành phần chính: 11,7 g protein; 1,2g
lipid; các chất khoáng; các loại vitamin A, B1, B2, C; giá trị năng lượng 71,2 Kcal.

Hình 2.1 Sò huyết Anadara granosa.
Do sống ở những vĩ độ khác nhau nên phạm vi thích ứng với nhiệt độ của sò huyết
rất rộng (0 – 350C). Nhiệt độ thích hợp cho sò sinh trưởng từ 15 – 280C. độ mặn thích
hợp từ 21 – 25,5‰. pH là một trong những trị số sinh thái quan trọng ảnh hưởng tới
đời sống của sò ở nhiều mặt khác nhau. Chất đáy phù hợp là bùn mềm pha cát mịn.
Broom (1983a) cũng tìm thấy A. granosa phân bố ở nền đáy bùn pha sét (sét < 46%).
Màu sắc chất đáy và sự sinh trưởng của sò có sự liên quan với nhau có quy luật
(Broom, 1983a).
Theo kết quả nghiên cứu của Broom (1982a) sinh trưởng của sò huyết A. granosa
phụ thuộc vào môi trường số0.ng như nhiệt độ, độ mặn, thức ăn. Các yếu tố này thay
đổi theo mùa. Trong tự nhiên A. granosa gần 6 tháng tuổi tăng 4 – 5 mm theo chiều
dài vỏ, trong điều kiện nuôi nhân tạo lấy giống tự nhiên sau hơn một năm sò huyết
5


tăng trưởng 30 mm về chiều dài. Pathansali (1966) và Broom (1982b) đã thiết lập công
thức mối liên quan giữa thời gian sống và chiều dài vỏ của sò huyết theo công thức của
Bertalanffy lt = L∞ (l - ekt) ( lt chiều dài vỏ thời điểm t, l∞ là chiều dài vỏ lớn nhất tìm
thấy, k là hệ số tìm thấy sò có kích thước lớn nhất).
Sò huyết là loài phân tính, không phân biệt được đực cái qua hình thái ngoài mà
phải dựa vào giải phẫu tuyến sinh dục. Con cái tuyến sinh dục màu hồng màu đỏ đậm,
con đực tuyến sinh dục màu vàng nhạt. Broom (1983b) cho rằng sự thành thục sinh
dục của sò huyết A. granosa thường xảy ra khi cơ thể đạt 18 - 20mm về chiều dài, tỷ
lệ đực cái 1:1. Qúa trình thành thục của A. granosa xuất hiện ở giai đoạn khoảng 6 - 7
tháng tuổi. Chúng đẻ trứng quanh năm. Kết quả nghiên cứu sò huyết ở Malaysia, Thái
Lan cho thấy mùa sinh sản chính là mùa thu (Broom 1983, 1983c).

Hình 2.2 Hình thái tuyến sinh dục cái và đực sò huyết.
2.2. Sử dụng tảo làm thức ăn cung cấp cho sò huyết
2.2.1. Thế giới
Hiện nay, trên thế giới các loài tảo biển đơn bào được sản xuất làm thức ăn cho hầu
hết các giai đoạn sản xuất con giống các loài nhuyễn thể. Vi tảo biển là thức ăn của ấu
trùng nhiều loài thuỷ sinh vật, thức ăn tươi sống không thể thiếu trong sản xuất giống
thuỷ sản nhân tạo. Trong đó, loài nhuyễn thể 2 mảnh sò huyết cũng sử dụng tảo làm
nguồn cung cấp thức ăn chính. Sò huyết được sản xuất thương phẩm khá nhiều trên thế
giới.
Việc cần thiết phải nuôi cấy vi tảo là vì lượng sinh vật phù du có trong nước không
đủ để dùng cho các trại sản xuất cũng như cung cấp cho sự phát triển của ấu trùng và
con giống ở mật độ cao trong quá trình ương nuôi. Đặc biệt, trong ương nuôi ấu trùng
6


việc sử lí nước cũng đã loại bỏ hầu hết các loại tảo cần thiết. Vì vậy, cần phải bổ sung
thêm các loại tảo từ nuôi trồng có giá trị dinh dưỡng cao.
Có hai nhóm loài tảo được sử dụng trong trại sản xuất giống là tảo xanh và tảo nâu.
Trong đó, tảo xanh thường phát triển trội hơn ở điều kiện thời tiết khí hậu lạnh, tảo nâu
thông thường chiếm tỷ lệ 50 – 70% trong thời điểm mùa hè. Ao 1.000 m3 dùng để sản
xuất quảng canh cung cấp cho ương nuôi ấu trùng và con giống. Nước cấp vào ao
được lọc kỹ, độ mặn 25 đến 30‰, sử dụng trong khoảng 2 tuần. Đối với kiểu nuôi này,
phân bón được cung cấp vào ao 3 ngày trước khi sử dụng để nuôi cấy tảo. Các loại hoá
chất, phân bón là:
Urea NH2CONH2

(46% N)

1,50 g/m3

Triple su/phosphate P2O5

(20% P)

1,56 g/m3

(13% Si)

10,60 g/m3

Sodium metasilicate Na2SiO3.5H2O

Michael M. Helm (2004) cho rằng dùng phân gà hoặc các loại phân của động vật
khác với khối lượng 500 kg/ha ao có độ sâu nước khoảng 1 m, nhằm bổ sung nguồn
dinh dưỡng cho tảo, giảm chi phí sản xuất. Bề mặt liên quan đến độ sâu của ao: mức
nước sâu khoảng 1 m thường có hiệu quả hơn so với mức nước sâu hơn vì khả năng
hấp thụ ánh sáng tốt hơn. Ao càng thông thoáng thì việc sản xuất càng thuận tiện và
hiệu quả hơn.
Nguồn nước với thức ăn (tảo) từ ao được bơm vào bể ương để nuôi sò, qua lõi lọc
20 mm để sò giống làm quen dần với điều kiện môi trường tự nhiên trong 7 ngày, sau
đó, kích thước lõi lọc được nâng lên thưa hơn. Đây là giai đoạn quan trọng để nâng
cao tỷ lệ sống của con giống trước khi chuyển chúng ra nuôi ngoài môi trường tự
nhiên. Hệ thống này không chỉ vì mục đích thuần hoá sò mà còn góp phần giảm chi
phí trong sản xuất giống nhờ sử dụng thức ăn bằng việc gây màu nước.
Hệ thống nuôi thâm canh được kiểm soát hoàn toàn và có sản lượng cao so với hệ
thống bán thâm canh. Các bể nuôi ở ngoài trời, sử dụng ánh sáng tự nhiên cung cấp
cho ương nuôi ấu trùng, sò giống, sò trưởng thành và nuôi vỗ sò bố mẹ. Hệ thống này
sản xuất các loài tảo đơn bào, với việc lọc nước biển sạch (< 2 µm). Đây là công việc
rất khó khăn và tỷ mỉ. Việc sử dụng nước biển hoặc nước lợ cũng sẽ được đề cập đến.

Tuy nhiên, rất khó để duy trì việc nuôi cấy tảo trong thời gian dài vì chúng bị lẫn tạp,
nhiễm khuẩn rất nhanh. Việc nuôi cấy đa loài sẽ quản lý dễ hơn và chỉ dựa vào giống
7


tảo tự nhiên có trong nước. Trong khi thành phần các loài có thể thay đổi từ loài này
tới loài khác theo mùa và điều kiện môi trường sống. Tảo sản xuất là nguồn dinh
dưỡng giá trị cho sự phát triển của ấu trùng cũng như duy trì và nuôi vỗ con bố mẹ
(Michael M. Helm, 2004).
2.2.2. Trong nước
Nghiên cứu hoàn thiện quy trình sản xuất giống sò huyết đã đạt được một số kết
quả như sau: sử dụng tảo Nannochloropsis sp. với mật độ 3.000 tế bào/ml cho ấu trùng
veliger – Umbo ăn đạt tỷ lệ sống cao nhất (77,17%). Độ mặn 25‰ và mật độ ương 2
con/ml là phù hợp nhất để ương sò huyết giai đoạn sống trôi nổi (La Xuân Thảo và ctv,
2003).
Trong giai đoạn xuống đáy thức ăn thích hợp là hỗn hợp tảo đơn bào
Nannochloropsis oculata, Chaetoceros calcitrans, Isochrysis sp.và Platymonos sp. Độ
mặn 20‰ và đáy bùn là phù hợp cho giai đoạn ương hậu Umbo – Juvenile. Tỷ lệ sống
từ giai đoạn veliger tới giai đoạn sò giống 90 ngày tuổi (4,47 mm) là 1,88%.
Kết quả nghiên cứu của chứng minh vi tảo có giá trị dinh dưỡng tốt cho các đối
tượng nuôi nếu hàm lượng PUFA (DHA, EPA) dao động từ 1 – 20 mg/ml tế bào
(Nguyễn Thị Xuân Thu và ctv, 2004). Hàm lượng trung bình của các acid béo không
no có trong một số các loài tảo được thể hiện qua bảng 2.1.

8


Bảng 2.1 Hàm lượng trung bình của các acid b éo không no có trong một số loài tảo
Loài tảo

DHA + EPA (mg/ml tế bào)

Chaetoceros calcitrans

17,8

Pavlova lutheri

10,1

Thalassiosira pseudonana

7,2

Chroomonas salina

3,9

Chaetoceros gracilis

3,2

Isochrysis sp.

2,0

Skeletonema costatum

0,8

Nannochloropsis atomus

0,3

Tetraselmis suecica

0,2

Dunaliella tertiolecta

0,0
(Nguyễn Thị Xuân Thu và ctv, 2004)

Đối với động vật thân mềm hai mảnh vỏ, các loài tảo đơn bào trên được sử dụng
trong sản xuất giống nhân tạo: điệp Pectinopecten yesensis, nghêu Meretrix lusoria,
Meretrix meretrix, sò huyết Anadara granosa.
Năm 2004 – 2005 Viện Nghiên Cứu Nuôi Trồng Thủy Sản III có nghiên cứu
chuyển giao công nghệ sản xuất giống sò huyết Anadara granosa cho Trung tâm
Khuyến ngư Kiên Giang tại trại sản xuất giống Hòn Chông, kết quả tỷ lệ sống giai
đoạn Veliger đến giai đoạn hậu umbo là 20,74%, giai đoạn hậu Umbo đến giai đoạn
con giống là 4,75% (Lê Quảng Đà, 2004).
Việc nghiên cứu sâu hơn về những vấn đề yếu tố ảnh hưởng đến ấu trùng trong các
giai đoạn sống, đặc biệt là từ giai đoạn sống trôi nổi xuống đáy để nâng cao tỷ lệ sống
là một vấn đề cần thiết, đây là cơ sở khoa học cho các cải tiến kỹ thuật từ đó có thể xây
dựng và hoàn thiện quy trình công nghệ sản xuất giống sò huyết. Sản xuất giống sò
huyết thành công sẽ góp phần giải quyết nhu cầu về giống trong nuôi sò thương phẩm
và góp phần mở rộng vùng nuôi, đặc biệt khu vực ven biển. Góp phần phục hồi nguồn
lợi sò huyết trong tự nhiên do tình trạng khai thác quá mức hiện nay và tiến tới quá
trình nuôi bền vững trong tương lai không xa.
9

Ở nước ta có những nghiên cứu sản xuất giống thành công, nhưng đưa ra áp dụng
sản xuất đại trà cung cấp sò huyết giống cho người nuôi thì còn gặp nhiều khó khăn và
gần như chưa đạt hiệu quả do quy trình chưa ổn định, tỷ lệ sống còn thấp.
Đây là thành công quan trọng làm nền tảng cho nghề nuôi phát triển. Tuy nhiên, tỷ
lệ sống chưa thật sự hiệu quả nên cần phải có nghiên cứu thêm để nâng cao tỉ lệ sống
của sò trong giai đoạn ấu trùng.
2.3. Môi trường dinh dưỡng cho tảo
Theo Guillard (1975):
Môi trường (F/2) được sử dụng để nuôi cấy tảo như sau:
Dung dịch 1: hoà tan trong 900 ml nước cất.
1. Nitrate

NaNO3

75 g/l

2. Phosphate

NaH2PO4.H2O

5 g/l

3. Silicate

Na2SiO3.9H2O

30 g/l

4. Trace Metals
FeCl3.6H2O

3,5 g/l

Na2EDTA

4,36 g/l

Dung dịch 2: thêm 1 ml dung dịch vi lượng dưới đây, hoà tan trong 1 lít nước cất.
CuSO4.5H2O

0,98 g/100 ml

ZnSO4.7H2O

2.20 g/100 ml

CoCl2.6H2O

1 g/100 ml

MnCl2.4H2O

18 g/100 ml

Na2MoO4.2H2O

0,63 g/100 ml

Vitamin : thêm dung dịch vitamin dưới đây cho 1 lít dung dịch 2, hoà tan trong 1 lít
nước cất rồi để lạnh.
Biotin

1 mg

B12

1 mg

Thiamine HCl

20 mg

10


Môi trường Walne
Dung dịch này được sử dụng cho tất cả các loài tảo
Dung dịch 1: hoà tan trong 1 lít nước cất.
Na2 EDTA

45 g

H3PO3

33,6 g

NaNO3 (KNO3)

100 g (116 g)

NaH2PO4.2H2O

20 g

MnCl2.4H2O

0,36 g

FeCl3.6H2O

1,3 g

Dung dịch 2

100 ml

Dung dịch 2 (dung dịch vi lượng): hoà tan trong 100 ml nước cất và HCl để có được
dung dịch hoà tan tốt.
ZnCl2

2,1 g

CoCl2.6H2O

2,0 g

(NH4)6Mo24.4H2O

0,9 g

CuSO4.5H2O

2,0 g

Dung dịch 3 (hỗn hợp các vitamin): hoà tan dung dịch này trong 100 ml nước cất (Sử
dụng dung dịch này cho tảo silicate).
Thiamin chlorhydrate

200 mg

Cyanocobalamin

10 mg

Natri metasilicate

20 g

Dung dịch 4:
Hoà tan trong 1 lít nước cất.
Dung dịch 5:
KNO3

100 g

Hoà tan trong 1 lít nước cất.
Ngoại trừ dung dịch 3, hỗn hợp vitamin, tất cả các dung dịch còn lại được hấp ở
nhiệt độ 125oC trong vòng 30 phút. Trừ loài tảo silicate, phải sử dụng thêm dung dịch

4, 5 tất cả các loài còn lại chỉ dùng chung dung dịch 1, 2 và 3.

11


Chương 3 VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP
NGHIÊN CỨU
3.1. Thời gian và địa điểm nghiên cứu:
3.1.1. Thời gian
Nghiên cứu được thực hiện từ tháng 01 năm 2011 - 06 năm 2011
3.1.2. Địa điểm
Nghiên cứu được thực hiện tại: Trại Thực Nghiệm Thủy Sản Bạc Liêu, Viện
Nghiên Cứu Nuôi Trồng Thủy Sản II.
3.2. Vật liệu
- Trại sản xuất giống với hệ thống bể composite 1 m3 ương nuôi ấu trùng và hệ
thống bể lót bạt ương sò hậu ấu trùng.
- Nguồn nước cấp sử dụng ương nuôi ấu trùng được xử lí thuốc tím 2 ppm và lọc
qua hệ thống lọc cơ học.
- Đối với nước gây nuôi tảo được xử lí Chlorine 30 – 40 ppm và lọc qua hệ thống
lọc cơ học. Yếu tố môi trường như độ mặn từ 20 - 30o/oo, nhiệt độ 27 - 29oC, pH từ 7,5
- 8,5.
- Hệ thống bể gây nuôi tảo sinh khối làm thức ăn cho ấu trùng.
- Nước biển 25 - 300/00, nước ngọt.
- Thức ăn: tảo Chaetoceros calcitrans, Nannochloropsis oculata, Isochrysis sp,
Chlorella sp. với mật độ trên 50.000 tế bào/ml.
- Dụng cụ phục vụ sinh sản: Bể nhựa, túi nilon thể tích 120 lít, máy bơm, sục khí,
lưới lọc, vợt, khúc xạ kế.
¾ Vật liệu theo dõi môi trường: bộ test kiểm tra các yếu tố: NH4- N, NO2-, H2S, nhiệt
kế.
- Hóa chất xử lí nước: KMnO4, Chlorine, EDTA.

- Môi trường F/2, Môi trường Walne, Vitamin.
- Buồng đếm huyết bào.
- Bình tam giác (125 ml, 500 ml, 1.000 ml), bình nhựa 6 – 10 lít, đèn neon 40 W,
nhiệt độ 24 - 270C, ống nghiệm thủy tinh, que cấy, đèn cồn, đĩa Petri.
12


3.3. Phương pháp nghiên cứu
3.3.1. Nuôi cấy sinh khối tảo
Trước mỗi đợt sản xuất cần chuẩn bị tảo làm thức ăn cho ấu trùng sò huyết, tảo
được chuẩn bị ở hai dạng: tảo gốc và nuôi tảo sinh khối. Nguồn tảo gốc có thể được
mua từ Đại học Cần Thơ, Viện II. Tảo sử dụng làm thức ăn cho sò huyết bao gồm một
số tảo nước mặn như Chaetoceros calcitrans, Nannochloropsis oculata, Isochrysis sp.
và Chlorella sp.
• Nuôi cấy tảo sinh khối nhỏ (nuôi trong phòng thí nghiệm)
Xử lý nước:
Các công đoạn xử lý nước để nuôi cấy tảo tuân theo quy trình dưới đây:
- Nước được bơm trực tiếp từ sông hoặc biển, qua hệ thống lọc cát với kích
thước từ 20 – 40 µm, sau đó qua hệ thống lọc bông với kích thước 0,5 µm và
0,2 µm.
- Nước lọc được hấp vô trùng ở nhiệt độ 110oC để lưu giữ tảo gốc. Với nuôi
sinh khối, nước không cần phải hấp vô trùng nhưng được khử trùng bằng
chlorine tự do 0,4%.
• Phương pháp pha chế môi trường nuôi cấy tảo
- Hỗn hợp phân vô cơ: pha trong 1 lít nước sôi để nguội
Hàm lượng
Tên hóa chất

1 lít

NPK (15:15:20)

50 g

Urea

50 g

13


- Môi trường F2: pha trong 1 lít nước sôi để nguội
Hàm lượng
Tên hóa chất
1 lít
Dung dịch đa lượng
NaNO3

75 g

Na2PO4

5g

FeCl3

5g

C6H8O7.H2O

4,5 g

Dung dịch vi lượng

1 ml

- Môi trường Coway: pha trong 1 lít nước sôi để nguội
Hàm lựơng
Tên hóa chất
1 lít
Dung dịch đa lượng
KNO3

100 g

EDTA

45 g

H3BO3

33,6 g

MnCl.4H2O

0,36 g

Na2HPO4

20 g

FeCl3

1,3 g

Dung dịch vi lựơng

1 ml

14


- Dung dịch vi lượng: pha trong 100 ml nước cất hoặc nước đun sôi để nguội.
Tên hóa chất

Hàm lượng

ZnCl2

2,1 g

CoCl2.6H2O

2g

NH4M7O24.4H2O

0,9 g

CuSO4.5H2O

2g

B1

200 mg

B12

10 mg

• Định lượng tảo
Để việc định lượng, kiểm tra mật độ tảo chính xác hơn, nên sử dụng buồng đếm
huyết bào (haemocytometer).
Buồng đếm huyết bào (haemocytometers) là một tấm kính dày, có 2 khoảng trống
ở trên bề mặt với kích thước mỗi ô trống là 1,0 x 1,0 mm. Có một nắp đậy đặc biệt
dùng để đậy 2 ô trống trên và tạo nên độ sâu 0,1 mm và thể tích mỗi ô là 0,1 mm3.
Các đường kẻ tạo trong ô trống để đếm tế bào tảo bên trong. Để tránh tế bào tảo di
chuyển, nhỏ 1 - 2 giọt formalin 10% vào mẫu 10 - 20 ml để cố định trước khi đem
đếm. Để nắp đậy vào đúng vị trí của buồng đếm, nhỏ 1 - 2 giọt mẫu tảo đã cố định
bằng pipet Plasteur vào cả hai ô trống.

Hình 3.1 Buồng đếm huyết bào.
15