Phân lập vi khuẩn khử sulphate (SRB) để ứng dụng trong xử lý nước thải axit từ hoạt động khai thác khoáng sản

Phân lập vi khuẩn khử sulphate (SRB) để ứng
dụng trong xử lý nước thải axit từ hoạt động
khai thác khoáng sản


Nguyễn Thị Hải

Trường Đại học Khoa học Tự nhiên
Luận văn ThS chuyên ngành: Vi sinh vật học; Mã số: 60 42 40
Người hướng dẫn: TS. Đinh Thúy Hằng
Năm bảo vệ: 2012


Abstract: Nghiên cứu Acid Mine Drainage (AMD) và các vấn đề môi trường liên quan.
Xử lý AMD bằng phương pháp hóa học, sinh học. Đặc tính sinh học của Sulfate reducing
bacteria (SRB). Phân bố của SRB trong tự nhiên. Đa dạng về di truyền của SRB. Đặc
điểm sinh lý của SRB. Nhu cầu dinh dưỡng của SRB. Các yếu tố ảnh hưởng tới sinh
trưởng của SRB. Cạnh tranh của SRB với các nhóm vi khuẩn khác trong môi trường.
Nghiên cứu đặc điểm sinh học của các chủng SRB mới phân lập. Thử nghiệm xử lý
AMD trên mô hình phòng thí nghiệm.

Keywords: Sinh vật học; Nước thải axit; Vi khuẩn; Xử lý nước thải; Phân lập vi khuẩn


Content
Chƣơng 1 - TỔNG QUAN TÀI LIỆU
1.1 AMD (Acid Mine Drainage) và các vấn đề môi trƣờng liên quan
1.1.1 Sự hình thành AMD
AMD (Acid Mine Drainage) được hình thành khi các khoáng sulfide (như pyrite, FeS
2
)

trong quặng tiếp xúc với oxy và nước (Brown và cs, 2002).

Hình 1.1. AMD từ khu khai thác quặng kim loại ở Việt Nam
Quá trình oxy hóa khoáng sulfide:
FeS
2
+ 7/2O
2
+H
2
O → Fe
2+
+ 2SO
4
2-
+ 2H
+

Như vậy AMD có hai điểm đặc trưng nhất là pH thấp và hàm lượng ion kim loại nặng
cao.
1.1.2. Ảnh hƣởng của AMD tới môi trƣờng
1.1.2.1. Ô nhiễm nguồn nƣớc do AMD
AMD có ảnh hưởng lâu dài đối với các nguồn nước sông, suối, cũng như cuộc sống của các sinh
vật (động, thực vật và con người) liên quan đến những nguồn nước này.
Nước bị ô nhiễm AMD có thể có pH thấp từ 2 đến 4,5, gây độc với hầu hết các dạng sinh
vật sống dưới nước (Hill, 1974). Ngoài cá, các sinh vật khác như côn trùng, tảo cũng giảm rõ rệt
về số lượng loài và số lượng cá thể khi pH trong môi trường giảm do AMD (Warner, 1971).
1.1.2.2. Ô nhiễm đất do AMD
Hoạt động khai thác mỏ và khai thác đá gây phá hủy nhiều vùng đất qua hàng trăm năm, trong
đó nhiều vùng không có khả năng phục hồi (Duffield và cs, 2000).

1.1.2.3. Tình trạng ô nhiễm do AMD ở Việt Nam
Theo báo cáo Đánh giá môi trường chiến lược Quy hoạch phát triển ngành than đến năm
2020, có xét đến năm 2030, các mối nguy hại do ô nhiễm nước thải từ các mỏ than thuộc Tập
đoàn Công nghiệp than và Khoáng sản đã được đặt ra ở mức báo động.
Dựa trên số liệu kê khai nộp phí bảo vệ môi trường đối với nước thải công nghiệp của các
đơn vị thuộc ngành than, tổng lượng nước thải từ mỏ năm 2009 là 38.914.075 m
3
. Tuy nhiên con
số này chưa thể phản ánh đầy đủ thực trạng vì chưa thể tính được lượng nước rửa trôi từ các bãi
thải mỏ.
2011).
1.2 Xử lý AMD
1.2.1 Xử lý AMD bằng phƣơng pháp hóa học
Các chất hóa học thường được sử dụng để xử lý AMD gồm CaCO
3
, Ca(OH)
2
, Na
2
CO
3
, NaOH và
NH
3
.
Tuy phương pháp hóa học được sử dụng từ lâu và có hiệu quả nhanh chóng nhưng tốn kém và
không an toàn, thường gây ra những vấn đề ô nhiễm thứ cấp (Skousen và cs, 1996).
1.2.2. Xử lý AMD bằng phƣơng pháp sinh học
1.2.2.1. Cơ sở khoa học của công nghệ
Vi khuẩn khử sulfate (SRB) là các vi khuẩn sinh trưởng kỵ khí, sử dụng sulfate làm chất nhận

điện tử cuối cùng để oxy hóa hydro hay các hợp chất hữu cơ và tận thu năng lượng cho mục đích
sinh trưởng (phản ứng 1.10).
2CH
2
O + SO
4
2
+ H
+
 H
2
S + 2HCO
3

(1.10)
H
2
S + Me
2+
 MeS + 2H
+
(1.11)
1.2.2.3. Các yếu tố ảnh hƣởng tới quá trình xử lý AMD bằng SRB
Là quy trình công nghệ dựa trên hoạt động của vi sinh vật, quá trình xử lý AMD bị chi phối bởi
các yếu tố ảnh hưởng đến tính chất sinh lý, sinh hóa của SRB, cụ thể là:
 Nguồn SRB
 Cơ chất
 pH
 Thành phần hóa học của AMD
 Nhiệt độ

1.3. Đặc tính sinh học của SRB
SRB là vi khuẩn hô hấp kỵ khí, sử dụng sulfate làm chất nhận điện tử cuối cùng để oxy hóa các
hợp chất hữu cơ đơn giản và hydro. SRB phổ biến trong môi trường kỵ khí, nơi chúng có vai trò
quan trọng trong cả chu trình lưu huỳnh và chu trình cacbon (hình 1.2).

Hình 1.2. Vị trí của SRB trong chu trình cacbon và lưu huỳnh (Muyzer, Stams, 2008).
1.3.3. Đặc điểm sinh lý của SRB
1.3.3.1. Nhu cầu dinh dƣỡng của SRB
Hầu hết SRB có nhu cầu dinh dưỡng đơn giản và sinh trưởng tốt trong môi trường có nguồn
cacbon/năng lượng ổn định (Postgate, 1984). Nguồn cacbon và điện tử thích hợp đối với SRB
bao gồm các axit hữu cơ mạch ngắn như acetate, lactate, pyruvate và rượu (Hao và cs, 1996
Phụ thuộc vào cách oxy hóa chất hữu cơ mà SRB có thể được phân chia thành hai nhóm
trao đổi chất như sau (Widdel, 1988):
 Nhóm oxy hóa không hoàn toàn: oxy hóa các hợp chất hữu cơ đến acetate. Thuộc nhóm
này chủ yếu là các loài thuộc chi Desulfovibrio spp.
 Nhóm oxy hóa hoàn toàn: Oxy hóa các hợp chất hữu cơ (bao gồm cả acetate) hoàn toàn
thành CO
2.
. Trong nhóm này có đa dạng các loài SRB khác nhau, như Desulfobacter
spp., Desulfobacterium spp., Desulfosarcina spp.
SRB thực hiện trao đổi chất oxy hóa các cơ chất hữu cơ sử dụng sulfate làm chất nhận
điện tử cuối cùng (Postgate, 1984). Sự khử sulfate thành sulfide tiêu thụ 8 điện tử và các quá
trình sinh hóa thông qua nhiều bước trung gian với sự tham gia của nhiều enzyme (hình 1.4)
(Fauque và cs, 199; Kremer, Hansen, 1988).

Hình 1.4. Các bước khử sulfate ở SRB và các enzyme tham gia
Phản ứng có thể được tóm tắt như sau (Peck và Lissolo, 1988):
SO
4
2

→ SO
3
2
→ HSO
3


→ HS

→ S
2
(1.12)
1.3.3.2. Các yếu tố ảnh hƣởng tới sinh trƣởng của SRB
Nhiệt độ, pH, độ muối
Nồng độ sulfide.

Chƣơng 2 – NGUYÊN VẬT LIỆU VÀ PHƢƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
2.1. Nguyên vật liệu
Các mẫu nƣớc thải
 Mẫu nước thải để làm giàu SRB được thu thập từ một số hệ thống xử lý nước thải ở điều
kiện kỵ khí tại Quảng Ngãi, Bình Dương, và Bắc Ninh.
 Mẫu nước thải AMD để thử nghiệm xử lý trong mô hình phòng thí nghiệm được thu thập
từ mỏ than Tràng Khê, Quảng Ninh.
2.2. Phƣơng pháp nghiên cứu
2.2.1. Làm giàu và phân lập SRB
Làm giàu SRB. SRB trong mẫu nước thải thu thập về được làm giàu bằng cách cấy vào bình
serum chứa môi trường dịch thể kỵ khí nước ngọt cho vi khuẩn khử sulfate (bảng 2.1) với tỷ lệ
10%, nuôi trong tủ ấm 30
o
C. Các lần cấy truyền tiếp theo được tiến hành sau mỗi 5 – 7 ngày nuôi

cấy theo tỷ lệ 10% thể tích. Qua mỗi lần cấy truyền, số lượng SRB trong mẫu được tăng lên.
Phân lập SRB. Mẫu làm giàu lần 4 được dùng để phân lập SRB. Việc phân lập được tiến hành
theo phương pháp pha loãng trên dãy ống thạch bán lỏng (1%) với môi trường có thành phần
tương tự môi trường dùng trong làm giàu (Widdel, Bak, 1992). Ống thạch bán lỏng sau khi bổ
sung nguồn vi sinh vật (10%) từ mẫu làm giàu được sục khí N
2
và ủ ở tư thế đảo ngược tại 30
o
C
trong bóng tối. Khuẩn lạc đơn phát triển trong các ống pha loãng được tách bằng pipet Pasteur và
chuyển sang môi trường dịch thể.
2.2.2 Xác định điều kiện sinh trƣởng tối ƣu
Nhiệt độ.
pH.
Độ muối.
Chất cho điện tử
Chất nhận điện tử
2.2.3. Tách DNA tổng số từ mẫu môi trƣờng và chủng thuần khiết
DNA tổng số của mẫu làm giàu và các mẫu thí nghiệm xử lý AMD trên mô hình được tách chiết
theo phương pháp do Zhou và cộng sự (1996)
2.2.4. Phƣơng pháp điện di biến tính DGGE

Hình 2.1. Vị trí đoạn gen 16S rDNA được sử dụng trong phân tích DGGE ở Lactobacillus
plantarum (Lopez và cs, 2003).
2.2.5. Giải trình tự gen 16S rDNA và dựng cây phân loại
Gen 16S rDNA (1500 bp) của các chủng SRB thuần khiết được khuếch đại trong phản ứng
PCR sử dụng cặp mồi 27F (AGAGTTTGATCCTGGCTCAG) và 1492R
(GGTTACCTTGTTACGACT T) ( Weisburg và cs, 1991)
2.2.6. Phân tích hóa học
2.2.6.1. Định lƣợng Fe(II) bằng thuốc thử phenanthrolin (DIN 38406 E1-1, 1983)

Nguyên lý: O-phenanthrolin phản ứng với Fe(II) tạo phức có màu tím đỏ trong khoảng pH 3  9,
đo được ở bước sóng 510 nm. Nồng độ Fe(II) cho phép đo là 0,01  5 mg/l. Kết quả của phép đo
có thể bị ảnh hưởng bởi ion Mn và Cu.
2.2.6.2. Định lƣợng sulfate (Dinh và cs, 2004)
Nguyên lý: SO
4
2-
kết hợp với Ba
2+
tạo kết tủa BaSO
4
theo phương trình: Ba
2+
+ SO
4
2-
→ BaSO
4
kết tủa
trắng. Hàm lượng sulfate được xác định thông qua hàm lượng chất kết tủa BaSO
4
tạo thành.
2.2.6.3. Xác định nồng độ sulfide (Cord-Ruwisch, 1985)
Nguyên lý: Ion S
2
phản ứng với ion Cu
2+
tạo CuS có màu nâu đen dạng huyền phù, đo được nhanh ở
bước sóng 480 nm.
2.2.7 Thiết kế mô hình xử lý AMD

Nguồn AMD: Nguồn AMD được thu thập từ mỏ than Tràng Khê ở Quảng Ninh có các đặc điểm lý hóa
như sau: pH = 4
Nồng độ sắt = 200 mg/l (tương đương 3,57 mM)
Nồng độ sulfate = 1320 mg/l (tương đương 13,75 mM)
Giá thể: Phoi bào được lót dưới lớp đáy của bể xử lý
Nguồn vi sinh vật: Dịch làm giàu SRB sau lần cấy truyền thứ 4 (E1-4)
Chu trình xử lý:

Hình 2.2. Mô hình xử lý AMD trong phòng thí nghiệm. 1) Bể điều hòa chứa AMD đầu vào; 2) Bể xử lý
AMD bằng SRB; 3) Bể lắng chứa nước thải đầu ra.
Mô hình xử lý AMD được hoạt động với nguồn cơ chất cho SRB sinh trưởng được bổ sung từ
bên ngoài là methanol hoặc nước thải có hàm lượng hữu cơ cao.

Chƣơng 3 - KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN
3.1. Làm giàu và phân lập vi khuẩn khử sulfate (SRB) từ các mẫu nƣớc thải

Hình 3.1. Hàm lượng sulfide của các mẫu làm giàu ở lần cấy truyền thứ 4
Trên cơ sở đó, E1-4 được sử dụng để tiến hành phân lập các chủng SRB thuần khiết.
0
2
4
6
8
10
12
E1-4 E2-4 E3-4
Nồng độ sulfide (mM)
1
2
3

(a) (b)
Hình 3.2. Làm giàu và phân lập vi khuẩn khử sulfate từ mẫu nước thải. (a) – Mẫu làm giàu vi
khuẩn SRB E1-4; (b) – Khuẩn lạc SRB hình thành trong ống thạch bán lỏng
Ba chủng SRB được phân lập từ ống pha loãng 10
8
dựa trên hình thái khác nhau của
khuẩn lạc (bảng 3.1).
Bảng 3.1. SRB phân lập đƣợc từ dịch làm giàu với mẫu nƣớc thải E1-4
Tên chủng
Đặc điểm hình
thái khuẩn lạc
Hình dạng tế bào
Đặc điểm chuyển
động của tế bào
SR2
Hình múi khế 4
cạnh, màu đen
Hình que, có độ dài khác nhau tùy
thuộc thời gian và điều kiện nuôi
cấy, kích thước tế bào nhỏ nhất
1×3,5 μm (hình 3.3)
Không chuyển
động
SR3
Hình múi khế 3
cạnh, màu đen
Hình ovan đơn hoặc xếp chuỗi, kích
thước 1×1,5-2 μm (hình 3.3)
Chuyển động chậm

SR4
Hình đĩa lồi 2
mặt, màu đen
Hình phẩy khuẩn, kích thước 1×2-3
μm (hình 3.3)
Chuyển động
nhanh


Hình 3.3. Hình thái tế bào của ba chủng SRB thuần khiết phân lập được từ mẫu dịch làm giàu
với nước thải
3.2. Vị trí phân loại của ba chủng SRB dựa trên trình tự gen 16S rDNA
SR2 SR3 SR4

Hình 3.6. Cây phân loại neibourgh joining dựa trên trình tự gen 16S rDNA gần đủ của các chủng
SRB mới phân lập so sánh với các loài SRB có quan hệ gần gũi. Escherichia coli (-
Proteobacteria) được chọn làm outgroup.
3.3. Nghiên cứu đặc điểm sinh học của các chủng SRB mới phân lập
3.3.1. Ảnh hƣởng của nồng độ muối trong môi trƣờng

Nồng độ sulfide OD
600

SR2
0
1
2
3
4
5

0 1 5 10 15 20 25
Nồng độ muối (g/l)
Nồng độ sulfide(mM)
0
0.1
0.2
0.3
0.4
OD600
SR3
0
1
2
3
4
5
0 1 5 10 15 20 25
Nồng độ muối (g/l)
Nồng độ sulfide(mM)
0
0.1
0.2
0.3
0.4
OD600
SR4
0
1
2
3

4
5
0 1 5 10 15 20 25
Nồng độ muối (g/l)
Nồng độ sulfide(mM)
0
0.1
0.2
0.3
0.4
OD600
Hình 3.7. Ảnh hưởng của nồng độ muối trong môi trường tới mức tăng sinh và hoạt tính khử
sulfate của các chủng SRB mới phân lập.
3.3.2. Ảnh hƣởng của pH trong môi trƣờng

Nồng độ sulfide OD
600

Hình 3.8. Ảnh hưởng của pH tới mức tăng sinh và hoạt tính khử sulfate của các chủng SRB mới
phân lập.
Nhằm mục đích lựa chọn nguồn SRB phù hợp nhất cho xử lý AMD, chúng tôi đã tiến
hành nghiên cứu ảnh hưởng của pH tới hỗn hợp ba chủng SRB mới phân lập so với mẫu dịch
làm giàu gốc của ba chủng này (hình 3.9).

Nồng độ sulfide OD
600

Hình 3.9. Ảnh hưởng của pH đối với hỗn hợp chủng SRB và mẫu làm giàu gốc (E1-4)
3.3.3. Ảnh hƣởng của nhiệt độ nuôi cấy
Hỗn hợp 3 chủng

SR2, SR3, SR4
0
1
2
3
4
5
6
4 5 6 7
pH
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1
0.2
0.3
0.4
OD600
E1-4
0
1
2
3
4
5
6
4 5 6 7
pH
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1

0.2
0.3
0.4
OD600
SR2
0
1
2
3
4
4 5 6 7 8
pH
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1
0.2
0.3
OD600
SR3
0
1
2
3
4
4 5 6 7 8
pH
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1
0.2

0.3
OD600
SR4
0
1
2
3
4
4 5 6 7 8
pH
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1
0.2
0.3
OD600

Nồng độ sulfide OD
600

Hình 3.10. Ảnh hưởng của nhiệt độ tới mức tăng sinh và hoạt tính khử sulfate thành sulfide của
các chủng SRB mới phân lập.
3.3.4. Chất cho điện tử và chất nhận điện tử
Bảng 3.2. Sinh trƣởng của SRB với các chất cho và nhận điện tử khác nhau
Đặc điểm
SR2
SR3
SR4
Chất cho điện tử
(để khử sulfate)

Lacte
+++
+++
+++
Acetate
+
+

Methanol
+
+
++
Chất nhận điện tử (để
oxy hóa lactate)
Sulfate
+++
+++
+++
Nitrate
+++

+++
Fe (III)


++
Chú thích: +++ sinh trưởng tốt; ++ sinh trưởng trung bình; + sinh trưởng kém;  không sinh
trưởng.
3.4. Thử nghiệm xử lý AMD trên mô hình phòng thí nghiệm
Bảng 3.3. Tóm tắt thí nghiệm xử lý AMD trên mô hình phòng thí nghiệm

Tên mô
hình
Thành phần AMD
Nguồn cơ chất bổ
sung
Nguồn
SRB
Ghi chú
MH 1
pH = 4
[Fe] = 200 mg/l (3,57 mM)
[SO
4
2-
] = 1320 mg/l (13,75
mM)
Methanol (10 mM)
Dịch làm
giàu E1-4
Nồng độ cơ
chất ở MH2
là nồng độ
thực trong bể
xử lý AMD
MH2
COD = 320 mg O
2
/l
N tổng = 26,4 mg/l
Dưới đây là hình ảnh mô hình xử lý trong phòng thí nghiệm với chế độ xử lý theo mẻ,

quy mô 3 – 5 lít (hình 3.11)
SR2
0
1
2
3
4
5
15 20 25 30 37
Nhiệt độ (oC)
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1
0.2
0.3
0.4
OD600
SR3
0
1
2
3
4
5
15 20 25 30 37
Nhiệt độ (oC)
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1
0.2

0.3
0.4
OD600
SR4
0
1
2
3
4
5
15 20 25 30 37
Nhiệt độ (oC)
Nồng độ sulfide (mM)
0
0.1
0.2
0.3
0.4
OD600

Hình 3.11. Mô hình xử lý AMD trong phòng thí nghiệm
3.4.1. Xử lý AMD trong điều kiện bổ sung methanol (10mM) làm cơ chất

Hình 3.12. Mô hình xử lý AMD với cơ chất bổ sung là methanol (10 mM)
3.4.2. Xử lý AMD trong điều kiện bổ sung nƣớc thải giàu hữu cơ làm cơ chất

Mô hình 1
0
4
8

12
16
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Thời gian (ngày)
Nồng độ sulfate
(mM)
0
2
4
6
8
10
pH
Nồng độ sulfate pH
Mô hình 2
0
4
8
12
16
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Thời gian (ngày)
Nồng độ sulfate
(mM)
0
2
4
6
8
10

pH
Nồng độ sulfate pH
1 2 3
Hình 3.13. Mô hình xử lý AMD với cơ chất là nước thải có hàm lưỡng chất hữu cơ cao
Như vậy nước thải có hàm lượng hữu cơ cao có khả năng sử dụng làm cơ chất tốt cho vi
khuẩn khử sulfate trong bể phản ứng xử lý AMD. Việc kết hợp nước thải hữu cơ để xử lý AMD
có ý nghĩa quan trọng trong việc giảm giá thành công nghệ, đồng thời góp phần bảo vệ môi
trường bởi các loại nước thải hữu cơ như nước thải từ chăn nuôi, chế biến thực phẩm, nước thải
sinh hoạt.
3.4.3. Phân tích thành phần quần xã vi sinh vật trong các mô hình xử lý AMD trong phòng
thí nghiệm

E1.4 MH1 MH2 SR2 SR3 SR4






Hình 3.14. Điện di biến tính (DGGE) gen 16S rDNA phân tích thành phần của quần xã vi khuẩn
trong mô hình xử lý AMD.

KẾT LUẬN
1. Đã thiết lập được hỗn hợp SRB (mẫu E1-4) có hoạt tính tốt trong điều kiện pH thấp qua
phương pháp làm giàu.
2. Phân lập được 3 chủng vi khuẩn khử sulfate SR2, SR3 và SR4 từ mẫu làm giàu nói trên. Dựa
trên trình tự gần đủ của gen 16S rDNA các chủng này được định danh tương ứng là
Desulfomicrobium sp. SR2, Desulfobulbus sp. SR3, và Desulfovibrio sp. SR4.
3. Phân tích DGGE gen 16S rDNA cho thấy các chủng phân lập đại diện cho các nhóm SRB
chính trong mẫu làm giàu E1-4.

4. Nghiên cứu đặc điểm sinh lý của 3 chủng thấy rằng:
 Cả 3 chủng đều có khả năng sinh trưởng tốt ở môi trường có hàm lượng muối 10 – 15
g/l, tương ứng với môi trường nước lợ. Đặc biệt là chủng SR4 có thể sinh trưởng tốt
tại nồng độ muối 25 g/L, tương đương môi trường nước biển.



SR3
SR2
SR4

*
*
SR2: Desulfomicrobium sp.
SR3: Desulfobulbus sp.
SR4: Desulfovibrio sp.
**

 Cả ba chủng đều bị ức chế tại pH môi trường  6, tuy nhiên mẫu làm giàu gốc E1-4
thể hiện khả năng chịu pH thấp tốt hơn các chủng thuần khiết và sinh trưởng tốt ở pH
4 và 5.
5. Mô hình thử nghiệm xử lý AMD với cơ chất bổ sung là nước thải có hàm lượng hữu cơ cao
đạt hiệu quả cao hơn khi sử dụng cơ chất đơn là methanol. Kết quả thu được sau 7 ngày xử lý
gồm: pH tăng từ 4 lên 8,15, nồng độ sulfate giảm từ 13,75 mM còn 4,5 mM, hàm lượng sắt
giảm từ 200 mg/l còn 36 mg/l thể hiện khả năng ứng dụng thực tế của công nghệ.

References
Tiếng việt
1. Công ty cổ phần tin học, công nghệ, môi trường, TCT Than & Khoáng sản Việt Nam
(2012), Kết quả phân tích nước thải mỏ than.

2. Hồ Sỹ Giao, Mai Thế Toản (2010), “Những điểm nóng môi trường trong hoạt động khai thác
mỏ ở Việt Nam”, Hội nghị khoa học kĩ thuật mỏ quốc tế 2010.
3. Bùi Công Quang (2011), “Tác động của các hoạt động khai thác mỏ đến nguồn nước và hệ
sinh thái”, Chuyên đề bảo vệ môi trường trong khai thác khoáng sản, ĐH Thủy Lợi.
4. Nguyễn Danh Sơn (2011), “Môi trường và phát triển bền vững trong quản lý khai thác tài
nguyên khoáng sản ở Việt Nam”, Chuyên đề bảo vệ môi trường trong khai thác khoáng
sản, Viện Khoa học xã hội Việt Nam.
Tiếng Anh
5. Bahr M, Crump BC, Ceraj VK, Teske A, Sogin ML, Hobbie JE (2005), “Molecular
chacterization of sulfate-reducing bacteria in a New England salt marsh”, Environ.
Microbiol., 7, pp.1175–1185.
6. Ben-Dov E, Brenner A, Kushmaro (2007), “Quantification of sulfate-reducing bacteria in
industrial wastewater by real-time polymerase chain reaction (PCR) using dsrA and apsA
genes”, Microbiol. Ecol.,54, pp. 439–451.
7. Brenner FJ (2001), “Use of constructed wetlands for acid mine drainage abatement and stream
restoration”, Water Sci. Technol., 44, pp. 449-454.
8. Benner SG, Blowes DW, Ptacek CJ (1997), “A full-scale porous reactive wall for prevention
of acid mine drainage”, Ground Water Monit. Remed., 17, pp. 99-107.
9. Bharathi PAL, Sathe V, Chandramohan D (1990), “Effect of lead, mercury and cadmium on a
Sulphate-reducing bacterium”, Environ. Pollut., 67, pp. 361–374.
10. Boetius A , Ravenschlag K, Schubert KJ, Rickert D, Widdel F, Gieseke A, Amann R,
Jùrgensen BB, Witte U, Pfannkuche O (2000), “A marine microbial consortium apparently
mediating anaerobic oxidation of methane”, Nature, 407, pp. 623–626.
11. Boschker HTS, Nold SC, Wellsbury P, Bos D, de Graaf W, Pel R, Parkes RJ,
Cappenberg (1998), “Direct linking of microbial populations to specific biogeochemical
processes by 13C-labelling of biomarkers”, Nature, 392, pp. 801–804.
12. Boularbah A, Schwartz C, Bitton G, Morel JL (2006), “Heavy metal contamination from
mining sites in South Morocco: 1. Use of a biotest to assess metal toxicity of tailings and
soils”, Chemosphere, 63, pp. 802-810.
13. Brookens AM, Schmidt WT, Branch WL (2000), The effectiveness of utilizing passive

treatment systems for leachate discharges in Western Maryland, Presented at the American
Society for Surface Mining and Reclamation 17th

Annual Meeting, Tampa, Florida, June
11-15, 2000.
14. Brown M, Barley B, Wood H (2002), Minewater treatment: technology, application and
policy, IWA Publishing, London.
15. Brysch K, Schneider C, Fuchs G, Widdel F (1987), “Lithoautotrophic growth of sulphate-
reducing bacteria, and description of Desulfobacterium autotrophicum gen. nov., sp. nov.”,
Arch. Microbiol.,148, pp. 264–274.
16. Cabrera G, Pérez RJM, Gómez, Ábalos A, Cantero D (2006), “Toxic effects of dissolved
heavy metals on Desulfovibrio vulgaris and Desulfovibrio sp. strains”, J. Hazar. Mater.,
135, pp. 40-46.
17. Chaney RL, Brown SL, Angle JS, Stuczynski TI, Daniels WL, Henry CL, Siebielec G, Li
YM, Malik M, Ryan JA, Compton H (2000), In situ Remediation/ Reclamation/Restoration
of Metals Contaminated Soils using Tailor-Made Biosolids Mixtures, Symposium on
Mining, Forest and Land Restoration: The Successful Use of Residuals/Biosolids/Organic
Matter for Reclamation Activities, Denver, CO.
18. Cooper EL, Wagner CC (1973), “The effects of acid mine drainage on fish populations”,
Fish and Food Organisms in Acid Waters of Pennsylvania, US Environmental Protection,
EPA, pp. 32-114.
19. Cord-Ruwisch R (1985), “A quick method for the determination of dissolved and
precipitated sulfides in cultures of sulfate-reducing bacteria”, J. Microbiol. Meth. 4, pp.
33-36.
20. Dar SA., Kuenen JG, Muyzer G (2005), “Nested PCR-denaturing gradient gel
electrophoresis approach to determine the diversity of sulfate-reducing bacteria in complex
microbial communities”, Appl. Environ. Microbiol., 71, pp. 2325–2330.
21. Dar SA, Stams AJ, Kuenen JG, Muyzer G (2007), “Co-existence of physiologically similar
sulphate-reducing bacteria in a full-scale sulfidogenic bioreactor fed with a single organic
electron donor”, Appl. Microbiol. Biotechnol., 75, pp. 1463–1472.

22. DIN 38406-E1-1 (1983), German standard methods for the examination of water, waste
water and sludge, cation (group E), determination of iron (E1).
23. Doshi SM (2006), Bioremediation of Acid Mine Drainage Using Sulfate-Reducing Bacteria,
Report for U.S. Environmental Protection Agency.
24. Dubilier N, Mülders C, Ferdelman T, de Beer D, Pernthaler A, Klein M, Wagner M, Erséus
C, Thiermann F, Krieger J, Giere O, Amann R (2001), “Endosymbiontic sulphate-reducing
and sulphide-oxidizing bacteria in an oligochaete worm”, Nature, 411, pp. 298–302.
25. Duffield S, Lucia AC, Mitchison N, Kasamas H, (2000), “Land recovery and man-made
risks: a perspective from the EU accession countries”, J. Hazard. Mater.,78, pp. 91-103.
26. Elferink OSJWH, Visser A, Hulshoff-Pol LW, Stams AJM (1994), “Sulphate reduction in
methanogenic bioreactors”, FEMS Microbiol. Rev., 15, pp. 119–136.
27. EPA (1995), Human Health and Environmental Damages from Mining and Mineral
Processing Wastes, Washington DC, Office of Solid Waste, U.S. Environmental Protection
Agency.
28. Farag, A. M., D.Skaar, D.A. Nimick, E. MacConnell, and C. Hogstrand (2003),
"Characterizing aquatic health using salmonids mortality, physiology, and biomass
estimates in streams with elevated concentrations of arsenic, cadmium, copper, lead, and
zinc in the Boulder River Watershed, Montana", Transac. Amer. Fisher. Soc., 132, pp.
450-457.
29. Felsenstein J (1985), “Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap”,
Evolution, 39, pp. 783-791.
30. Figueroa L (2005), Microbial ecology of anaerobic biosystems treating mining influenced
waters, Presented at the Mine Water Treatment Technology Conference, Pittsburgh, PA.
31. Frauque, G., J.LeGall, and L. L. Barton (1991), “Sulphate-reducing and sulphur-reducing
bacteria”, Variation in Autotrophic Life, pp. 271-337.
32. Fromm, P. O. (1980), "A review of some physiological and toxicological responses of
freshwater fish to acid stress", Environ. Biol. Fishes, 5, pp. 79-93.
33. Gadd G (2004), “Microbial influence on metal mobility and application for bioremediation”,
Geoderma, 122, pp. 109-119.
34. Gusek JJ, Wildeman TR (2002), Passive treatment of aluminum-bearing acid rock drainage,

Proceedings of the 23
rd
Annual West Virginia Surface Mine Drainage Task Force
Symposium, Morgantown, West Virginia, April 16-17, 2002.
35. Dinh TH, Kuever J, MaBmann M, Hassel AW, Martin Stratmann and Friedrich Weddel, “Iron
corrosion by novel anaerobic microorganism”, Nature, 427, pp. 829-832.
36. Hao OJ, Chen JM, Huang L, Buglass RL (1996), “Sulphate reducing bacteria”, Crit. Rev.
Enviro. Sci. Technol., 26, pp. 155-187.
37. Hao OJ, Huang L, Chen JM, Buglass RL (1994), “Effects of metal additions on sulphate
reduction activity in wastewaters”, Toxicology and Environmental Chemistyi, 46, pp. 197-
212.
38. Higgins JP, Hard BC, Mattes A (2003), Bioremediation of rock drainage using sulphate-
reducing bacteria, Proceedings of Sudbury 2003: Mining and Environment, Sudbury,
Ontario, May 25-28, 2003.
39. Hill RD (1974), Mining impacts on trout habitat, Proceedings of a Symposium on Trout
Habitat, Research, and Management, Boone, NC, Appalachian Consortium Press.
40. Hilton BL, Oleszkiewiez JA (1988), “Sulfide induced inhibition of anaerobic digestion”, J.
Environ. Eng., 114, pp. 1377–1391.
41. Hines ME, Evans RS, Genthner BRS, Willis SG, Friedman S, Rooney-Varga JN, Devereux
R (1999), “Molecular phylogenetic and biogeochemical studies of sulfate-reducing bacteria
in the rhizosphere of Spartina alterniflora”, Appl. Environ. Microbiol., 65, 2209–2216.
42. Howells GD, Brown DJA, Sadler K (1983), "Effects of acidity, calcium, and aluminum on
fish survival and productivity - a review", J. Sci. Food Agr., 34(6), pp. 559-570.
43. Itoh T, Suzuki KI, Nakase T (1998), “Thermocladium modestius gen. nov., sp. nov. a new
genus of rod-shaped, extremely thermophilic crenarchaeote”, Int. J. Syst. Bacteriol., 48, pp.
879–887.
44. Itoh T, Suzuki KI, Sanches PC, Nakase T (1999), “Caldivirga maquilingensis gen. nov., sp.
nov. a new genus of rod-shaped crenarchaeote isolated from a hot spring in the
Philippines”, Int. J. Syst. Bacteriol., 49, pp. 1157–1163.
45. Jage CR, Zipper CE, Hendricks AC (2000), Factors affecting performance of Successive

Alkalinity-Producing Systems, Presented at the American Society for Surface Mining and
Reclamation 17th

Annual Meeting, Tampa, Florida, June 11-15, 2000.
46. Jennings SR, Neuman DR, Blicker PS (2008), Acid Mine Drainage and Effects on Fish
Health and Ecology: A Review, Reclamation Research Group Publication, Bozeman MT.
47. Jeanthon C, Haridon SL, Cueff V, Banta A, Reysenbach AL, Prieur D (2002),
“Thermodesulfobacterium hydrogeniphilum sp. nov., a thermophilic,
chemolithoautotrophic sulfate-reducing bacterium isolated from a deep-sea hydrothermal
vent at Guaymas Basin and emendation of the genus Thermodesulfobacterium”, Int. J.
Syst. Evol. Microbiol., 52, pp. 765–772.
48. Jong T, Parry DL (2006), “Microbial sulfate reduction under sequentially acidic conditions in
an upflow anaerobic packed bed bioreactor”, Water Res., 40, pp. 2561-2571.
49. Kaksonen AH, Plumb JJ, Franzmann PD, Puhakaka JA (2004a), “Simple organic electron
donors support diverse sulphate- reducing communities in fluidized-bed reactors treating
acid metal- and sulphate-containing wastewater”, FEMS Microbiol. Ecol., 47, pp. 279–289.
50. Kaksonen AH, Plumb JJ, Franzmann PD, Puhakaka JA (2004b), “Effects of hydraulic
retention time and sulphide toxicity on ethanol and acetate oxidation in sulphate reducing
metal-precipitating fluidized-bed reactor”, Biotechnol. Bioeng., 86, pp. 332–343.
51. Kepler DA, McCleary EC (1994), “Successive alkalinity-producing systems (SAPS) for the
treatment of acidic mine drainage”, Proceedings of the International Land Reclamation
and Mine Drainage Conference and the Third International Conference on the Abatement
of Acidic Drainage, Pittsburgh, PA, April 24-29, 1994, pp. 195-204.
52. Kniemeyer O, Musat F, Sievert SM, Knittel K, Wilkes H, Blumenberg M, Michaelis W,
Classen A, Bolm C, Joye SB, Widdel F (2007), “Anaerobic oxidation of short-chain
hydrocarbons by marine sulphate-reducing bacteria”, Nature, 449, pp. 898–901.
53. Kovacik WPJ (2006), “Molecular analysis of deep subsurface Cretaceous rock indicates
abundant Fe(III)- and S°-reducing bacteria in a sulfate-rich environment”, Environ.
Microbiol., 8, 141–155.
54. Kremer DR, Hansen TA (1988), “Pathway of propionate degradation in Desulfobulbus

propionicus”, FEMS Microbiol. Lett., 49, pp. 273-277.
55. Laanbroek HJ, Geerligs HJ, Sijtsma L, Veldkamp H (1984), “Competition for sulfate and
ethanol among Desulfobacter, Desulfobulbus, and Desulfovibrio species isolated from
intertidal sediments”, Appl. Environ. Microbiol., 47, pp. 329–334.
56. Logan MV, Reardon KF, Figueroa LA, McLain JET, Ahmann DM (2005), “Microbial
community activities during establishment, performance, and decline of bench-scale
passive treatment systems for mine drainage”, Water Res., 39, pp. 4537-4551.
57. Lopez IFR, Larrea L, Cocolin

E, Orr T, Phister M, Marshall J, Gheynst V, Mills DA (2003),
“Design and evaluation of PCR primers for analysis of bacterial populations in wine by
denaturing gradient gel electrophoresis”, Appl. Environ. Microbiol., 69, pp. 6801–6807.
58. Maillacheruvu KY, Parkin GF (1996), “Kinetics of growth, substrate utilization and sulphide
toxicity for propionate, acetate and hydrogen utilisers in anaerobic systems”, Water
Environ. Res., 68, pp. 1099–1106.
59. Marmur J (1961), “A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from
microorganisms”, J Mol Biol, 3, pp. 208-218.
60. McCartney DM, Oleszkiewicz JA. (1991), “Sulphide inhibition of anaerobic degradation of
lactate and acetate”, Water Res., 25, pp. 203–209.
61. McCartney DM, Oleszkiewicz JA (1993), “Competition between methanogens and sulphate
reducers: effect of COD: sulphate ratio and acclimation”, Water Environ. Res., 65, pp.
655–664.
62. Menendez R (1978), “Effects of acid water on Shavers Fork – a case history”, Surface
mining and fish/wildlife needs in the Eastern United States., U.S. DOI, Fish and Wildlife
Service, pp. 160-169.
63. Minz D, Flax JL, Green SJ, Muyzer G, Cohen Y, Wagner M, Rittmann EB, Stahl DA
(1999), “Diversity of sulfate-reducing bacteria in oxic and anoxic regions of a microbial
mat characterized by comparative analysis of dissimilatory sulfite reductase genes”, Appl.
Environ. Microbiol. 65, pp. 4666–4671.
64. Munshower FF, Neuman DR, Jennings SR, Phillips GR (1997), “Effects of land reclamation

techniques on runoff water quality from the Clark Fork River floodplain, Montana”,
Washington, DC, EPA Office of Research and Development, pp. 199-208.
65. Mussmann M, Ishii K, Rabus R, Amann R (2005), “Diversity and vertical distribution of
cultured and uncultured Deltaproteobacteria in an intertidal mud flat of the Wadden Sea”,
Environ. Microbiol., 7, pp. 405–418.
66. Muyzer G, Stams AJM (2008), “The ecology and biotechnology of sulphate-reducing
bacteria”, Nature, 6, pp. 441-454.
67. Nilsen RK, Beeder J, Thostenson T, Torsvik T (1996), “Distribution of thermophilic marine
sulfate reducers in North Sea oil field waters and oil reservoirs”, Appl. Environ. Microbiol.,
62, pp. 1793–1798.
68. Nordstrom DK, Alpers CN (1999), “Negative pH, efflorescent mineralogy, and consequences
for environmental restoration at the Iron Mountain Superfund site, California”, National
Acad. Sci., 96, pp. 3455-3462.
69. Nordstrom DK, Jenne EA, Averett RC (1977), “Heavy metal discharges into Shasta Lake and
Keswick Reservoir on the Sacramento River, California – a reconnaissance during low
flow”, U.S. Geological Survey. Open-File Report, pp. 76-49
70. Nordwick S, Zaluski M, Park B, Bless D (2006), “Advances in development of bioreactors
applicable to the treatment of ARD”, Proceedings, 7th Int. Conf. on Acid Rcok Drainage,
St. Louis, MO, March 26-30, 2006, ed. by R.I. Barnhisel, pp. 1410-1420.
71. O’Flaherty V, Colleran E (1998), “Effect of sulphate addition on volatile fatty acid and
ethanol degradation in an anaerobic hybrid reactor. I: process disturbance and
remediation”, Biores. Technol., 68, pp. 101–107.
72. Ollivier B, Caumette P, Garcia JL, Mah RA (1994), “Anearobic bacteria from hypersaline
enviroments”, Microbiol. Rev., 58, pp. 27-38.
74. Peck HD, Lissolo T (1988), “Assimilatory and dissimilatorymsulphate reduction:
enzymology and bio energentics”, The Ntrogen and Sulphur Cycles, pp. 99-132.
75. Perry RH, Green D (1984), Perry’s Chemical Engineer’s Handbook, 6
th
Ed. McGraw-Hill
Book Company, Singapore.

76. Pfennig N, Widdel F, Truper HG (1981), “The dissimilatory sulphate reducing bacteria”, in
The Prokaryotes, 2, pp. 926-940.
77. Postage JR (1984), The sulphate reducing bacteria, 2
nd
ed, Cambridge Univertsity Press,
Cambridge.
78. Ramsing NB, Kühl M, Jørgensen BB (1993), “Distribution of sulfate-reducing bacteria, O
2
,
and H
2
S in photosynthetic biofilms determined by oligonucleotide probes and
microelectrodes”, Appl. Environ. Microbiol., 59, pp. 3840–3849.
79. Ravenschlag K, Sahm K, Knoblauch C, Jørgensen BB, Amann R. (2000), “Community
structure, cellular rRNA content, and activity of sulfate-reducing bacteria in marine Arctic
sediments”, Appl. Environ. Microbiol., 66, pp. 3592–3602.
80. Reis MAM, Almeida JS, Lemos PC, Carrondo MJT (1992), “Effect of hydrogen sulphide on
growth of sulphate-reducing bacteria”, Biotechnol. Bioeng., 40, pp. 593–600.
81. Rissati JB, Capman WC, Stahl DA (1994), “Community structure of a microbial mat: the
phylogenetic dimension”, Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 91, pp. 10173–10177.
82. Rodríguez L, Ruiz E, Alonso-Azcárate J, Rincón, J (2009), “Heavy metal distribution and
chemical speciation in tailings and soils around a Pb–Zn mine in Spain”, J. Environ.
Manag., 90 , pp. 1106-1116.
83. Rose AW, Alcorn GS, Phelps LB, Bower PR (2001), Case study of Pot Ridge Passive
Treatment Systems, Cambria County, Pennsylvania, Presented at the American Society for
Surface Mining and Reclamation 18
th
Annual National Meeting, Albuquerque, New
Mexico, June 3-7, 2001.
84. Saitou N, Nei M (1987), “The neighbor-joining method: a new method for reconstructing

phylogenetic trees”, Mol. Biol. Evol., 4, pp. 406-425.
85. Sass H, Wieringa E, Cypionka H, Babenzien HD, Overmann J (1998), “High genetic and
physiological diversity of sulfate-reducing bacteria isolated from an oligotrophic lake
sediment”, Arch. Microbiol., 170, pp. 243–251.
86. Schink B, Stams AJM (2006), “The Prokaryotes”, Springer Verlag, New York, pp. 309–335.
87. Schönheit P, Kristjansson JK, Thauer RK (1982), “Kinetic mechanism for the ability of
sulphate reducers to out-compete methanogens for acetate”, Arch. Microbiol., 132, pp.
285–288.
88. Sen AM (2001), Acidophilic Sulphate Reducing Bacteria: Candidates for Bioremediation of
Acid Mine Drainage Pollution, Thesis, Univ. Wales.
89. Singer P, Stumm W (1970), “Acid mine drainage: the rate determining step”, Science, 167,
pp. 1121-1123.
90. Skousen J, Sextone A, Cliff J, Sterner P, Calabrese J, Ziemkiewicz P (1999), Acid mine
drainage treatment with a combined wetland/anoxic limestone drain: greenhouse and field
systems, Presented at the American Society for Surface Mining and Reclamation 16
th
Annual National Meeting, Scottsdale, Arizona, August 13-19, 1999.
91. Skousen J, Ziemkiewicz P (1996), Acid Mine Drainage Control and Treatment, 2nd Ed.
National Research Center for Coal and Energy, National Mine Land Reclamation Center,
West Virginia University, Morgantown, WV, pp. 362.
92. Spear JR, Figueroa LA, Honeyman BD (2000), “Modeling the removal of uranium U(VI)
from aqueous solution in the presence of sulfate reducing bacteria”, Environ. Sci.
Technol., 66, pp. 3711-3721.
93. Speece RE (1983), “Anaerobic biotechnology of industrial wastewaters”, Environ. Sci.
Technol., 17, pp. 416A–427A.
94. Stadnitskaia A, Muyzer G, Abbas B, Coolena MJL, Hopmans EC, Baas M, van Weeringa
TCE, Ivanovb MK, Poludetkina E, Sinninghe Damste JS (2005), “Biomarker and 16S
rDNA evidence for anaerobic oxidation of methane and related carbonate precipitation in
deep-sea mud volcanoes of the Sorokin Trough, Black Sea”, Mar. Geol., 217, pp. 67–96.
95. Stams AJ, Elferink OS, Westermann P (2003), “Metabolic interactions between

methanogenic consortia and anaerobic respiring bacteria”, Adv. Biochem. Eng. Biotechnol.,
81, pp. 31–56.
96. Stephenson SL, Studiar SM, McQuattie CJ (1995), “Effects of acidification on bryophyte
communities in West Viginia moutain streams”, J. Environ. Qual., 24, pp. 116 – 125.
97. Teitzel GM, Parsek MR (2003), “Heavy metal resistance of biofilm and planktonic
Pseudomonas aeruginosa”, Appl. Environ. Microbiol., 69, pp. 2313–2320.
98. Thauer RK, Jungermann K, Decker K (1977), “Energy conservation in chemotrophic
anaerobic bacteria”, Bacteriol. Rev., 41, pp. 100-180.
99. Tsukamoto TK, Killion HA, Miller GC (2004), “Column experiments for microbial treatment
of acid mine drainage: low-temperature, low-pH and matrix investigations”, Water Res.,
38, pp. 1405-1418.
100. U.S.Department of Agriculture (USDA) and EPA Region III (2000), A Handbook of
Constructed Wetlands, Report# 843F00003.
101. U.S.Department of Energy (US DOE) (1998), Research and Application of Permeable
Reactive Barriers, Document# K0002000.
102. US EPA (2004a), Nationwide Identification of Hardrock Mining Sites, Report #2004-P-
00005, Office of the Inspector General.
103. US EPA (2004b), Abandoned Mine Lands Team Reference Notebook.
104. Vega FA, Covelo EF, Andrade ML (2006), “Competitive sorption and desorption of heavy
metals in mine soils: Influence of mine soil characteristics”, J. Colloid Interface Sci., 298,
pp. 582-592.
105. Warner RW (1971), "Distribution of biota in a stream polluted by acid mine drainage",
Ohio J. Sci., 71, pp. 202-215.
106. Watzlaf G, Schroeder K, Kleinmann R, Kairies C, Nairn R (2003), “The passive treatment
of coal mine drainage”, US Department of Energy NETL, pp. 72.
107. Wawer C, Jetten MS, Muyzer G (1997), “Genetic diversity and expression of the NiFe
hydrogenase large-subunit gene of Desulfovibrio spp. in environmental sample”, Appl.
Environ. Microbiol., 61, pp.4360–4369.
108. Webster G, Watt LC, Rinna J, Fry JC, Evershed RP, Parkes RJ, Weightman AJ (2006), “A
comparison of stable isotope probing of DNA and phospholipids fatty acids to study

prokaryotic functional diversity in sulfate-reducing marine sediment enrichment slurries”,
Environ. Microbiol., 8, pp. 1575–1589.
109. Weisburg WG, Barns SM, Pelletier DA, Lane DJ (1991). "16S ribosomal DNA
amplification for phylogenetic study". J. Bacteriol., 173: 697–703.
110. Weijma J, Gubbels F, Hulshoff Pol LW, Stams AJM, Lens P, Lettinga G (2002),
“Competition for H
2
between sulphate reducers, methanogens and homoacetogens in a gas-
lift reactor”, Water Sci. Technol., 45, pp. 75–80.
111. Widdel F (1988), “Microbiology and ecology of sulphate- and sulphur-reducing bacteria”,
in Biology of Anaerobic Microorganism, pp. 469-585.
112. Widdel F, Bak F (1992), “Gram-negative mesophilic sulfate-reducing bacteria”, in The
Prokaryotes, 2
nd
ed. Spinger, Berlin Heidelberg New York, pp. 3352-3378.
113. Widdel F, Pfennig N (1984), “Dissimilatory sulfate- and sulfur-reducing bacteria”, Bergey’s
Manual of Systematic Bacteriology, 1, pp. 663-679.
114. Widdel F, Hansen TA (1991), “The dissimilatory sulphate and sulphur reducing bacteria”,
in The prokaryotes, pp. 583-624.
115. Younger PL, Banwart SA, Hedin RS (2002b), Mine water: hydrology, pollution,
remediation, Dordrecht; Boston, Kluwer Academic Publishers.16, pp. 442.
116. Zeikus JG, Dawson MA, Thompson TE, Lugvorsen K, Hatchikian EC (1983), “Microbial
ecology of volcanic sulphidogenesis: Isolation and characterization of
Thermodesulfobacteria commune gen. nov. and sp. nov. J. Gen. Microbiol., 129, pp. 1159-
1169.
117. Zhou J, Bruns MA, Tiedje JM (1996), “DNA recovery from soils of diverse composition”,
Appl. Environ. Microbiol., 62, pp. 316-322.