ảnh hưởng của thuốc trừ sâu hoạt chất quinalphos (gốc lân hữu cơ) lên một số chỉ tiêu sinh lý, sinh hóa và tăng trưởng của cá rô phi (oreochromis niloticus)

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THỦY SẢN









ĐỖ VĂN BƯỚC



ẢNH HƯỞNG CỦA THUỐC TRỪ SÂU
HOẠT CHẤT QUINALPHOS LÊN MỘT SỐ CHỈ TIÊU
SINH LÝ, SINH HÓA VÀ TĂNG TRƯỞNG CỦA
CÁ RÔ PHI (Oreochromis niloticus)








LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP CAO HỌC
NGÀNH NUÔI TRỒNG THỦY SẢN

2010


TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THỦY SẢN









ĐỖ VĂN BƯỚC



ẢNH HƯỞNG CỦA THUỐC TRỪ SÂU
HOẠT CHẤT QUINALPHOS LÊN MỘT SỐ CHỈ TIÊU
SINH LÝ, SINH HÓA VÀ TĂNG TRƯỞNG CỦA
CÁ RÔ PHI (Oreochromis niloticus)

LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP CAO HỌC
NGÀNH NUÔI TRỒNG THỦY SẢN


CÁN BỘ HƯỚNG DẪN
PGS.TS NGUYỄN THANH PHƯƠNG



2010

i

LỜI CẢM TẠ
Tôi xin được bày tỏ lòng biết ơn chân thành và sâu sắc nhất đến thầy
PGs.Ts. Nguyễn Thanh Phương đã tận tình quan tâm, hướng dẫn, động viên và
tạo điều kiện thuận lợi cho tôi trong thời gian thực hiện đề tài và hoàn thành
luận văn tốt nghiệp.
Xin gởi lời cảm ơn chân thành đến cô Ts. Đỗ Thị Thanh Hương đã cho
tôi những lời khuyên, những ý kiến đóng góp quý báu và tạo mọi điều kiện
thuận lợi trong quá trình thực hiện đề tài.
Chân thành cảm ơn đến các bạn Nguyễn Thị Kim Hà, Nguyễn Văn
Toàn công tác tại Bộ môn Dinh dưỡng và Chế biến thuỷ sản đã tận tình giúp
đỡ tôi trong thời gian thực hiện đề tài.
Xin gởi lời cảm ơn đến các bạn lớp Cao học K15, các em sinh viên lớp
Nuôi trồng thuỷ sản K34 (Liên thông) và các em sinh viên lớp Nuôi trồng thuỷ
sản K35 (Liên thông) đã nhiệt tình giúp đỡ trong quá trình thực hiện đề tài.
Chân thành cảm ơn dự án “Nghiên cứu được thực hiện dưới sự tài trợ

kinh phí của dự án - PhysCAM” (Nghiên cứu Đào tạo về sinh lý động vật
Thủy sản ở Đồng Bằng Sông Cửu Long, 2007-2010 do DANIDA, Đan Mạch
tài trợ) đã hỗ trợ kinh phí và phương tiện cho tôi thực hiện đề tài này.
Xin được gởi lời cảm ơn đến Ban Giám đốc Sở Nông nghiệp và Phát
triển nông thôn tỉnh Kiên Giang, Ban Lãnh đạo Chi cục Nuôi trồng thuỷ sản
tỉnh Kiên Giang, các anh, chị và các bạn đồng nghiệp cơ quan đã tạo điều kiện
thuận lợi, giúp đỡ, động viên trong suốt thời gian học tập và nghiên cứu tại
trường.
Cuối cùng, xin được bày tỏ lòng biết ơn đến gia đình, người thân và
bạn bè đã quan tâm, giúp đỡ, chia sẽ và động viên trong suốt thời gian tập
trung tại trường.
Chân thành cảm ơn!

ii

TÓM TẮT

Cá rô phi (Oreochromis niloticus) là một trong những loài được thả
nuôi phổ biến trong các mô hình canh tác trên ruộng lúa (nuôi luân canh hay
nuôi kết hợp). Sử dụng thuốc trừ sâu để phòng và trừ sâu rầy cho lúa là một
biện pháp kỹ thuật phổ biến. Thuốc trừ sâu rơi vào môi trường nước là một
trong những mối nguy có thể ảnh hưởng đến cá thả nuôi. Thuốc trừ sâu
Kinalux 25EC chứa họat chất quinalphos là một trong những loại được sử
dụng phổ biến trên lúa hiện nay. Nghiên cứu này được tiến hành để đánh giá
mức độ ảnh hưởng của thuốc lên cá rô phi ở nồng độ gây chết và dưới ngưỡng
gây chết nhằm xác định mức độ độc tính của thuốc đối với cá. Giá trị LC
50
–96
giờ của thuốc Kinalux 25EC với cá rô phi cỡ 10–12 g/con là 0,84 mg/L. Ở cá
sắp chết thì hoạt tính men cholinesterase (ChE) ở não bị ức chế từ 80,7% đến

90,9% và cơ bị ức chế từ 56,1% đến 86,7%. Hoạt tính ChE trong não và gan ở
thời điểm 96 giờ tiếp xúc với thuốc bị ức chế lần lượt là 85,6% và 90,8%;
trong khi hoạt tính GST ở não và gan tăng cao hơn có ý nghĩa thống kê
(p<0,05) so với đối chứng ở cùng thời điểm thu mẫu. Thí nghiệm tăng trưởng
được thực hiện ở bốn mức nồng độ là 0,08; 0,17; 0,34 và 0,50 mg/L, tăng
trọng trung bình trên ngày (DWG) và tỷ lệ sống của cá giảm theo sự gia tăng
của nồng độ thuốc và khác biệt có ý nghĩa thống kê so với đối chứng (p<0,05).
Hệ số chuyển hoá thức ăn (FCR) đạt cao nhất ở nồng độ 0,50 mg/L và khác
biệt có ý nghĩa thống kê so với đối chứng (p<0,05). Kết quả nghiên cứu cho
thấy hoạt chất quinalphos độc đối với cá rô phi và ảnh hưởng đến sự phát triển
của cá khi tiếp xúc với nồng độ thấp.
Từ khoá: Cá rô phi, quinalphos, ức chế, nhạy cảm, tăng trưởng

iii

ABSTRACT

Tilapia (Oreochromis niloticus) is one of popularly cultured species in
rice-fish farming systems. The use of insecticides to control pests in rice is a
popular technique. However, the insecticide use might reach water
environment and cause hazard affect on fish. Insecticide Kinalux 25EC
containing active ingredient called quinalphos is a common type of insectice,
which is used currently. This study was conducted to evaluate the effects of
quinalphos on tilapia at concentrations of sublethal and lethal in order to
determine the levels of toxicity to this fish. Value of LC
50
-96 hours of Kinalux
25EC on tilapia (sizing 10-12 g) was 0.84 mg/L. The activity of enzyme
cholinesterase (ChE) in the brain of fish was inhibited from 80.7% to 90.9%
and muscle inhibited from 56.1% to 86.7% at the stage of mortality. The

activity of ChE in the brain and liver at 96 hours was inhibited 85.6% and
90.8%, respectively; while the GST activity in brain and liver was
significantly higher if compared with control treatment at the same sampling
point (p<0.05). The growth experiment was carried out at four concentration
levels of Kinalux 25EC including 0.08; 0.17; 0.34 and 0.50 mg/L. Daily
weight gain (DWG) and survival rate of fish decreased as the increase of
quinalphos concentrations and significant difference if compared with those of
the control treatment (p<0.05). Feed conversion ratio (FCR) of the 0,50 mg/L
treatment was significantly higher if compared with that of the control
(p<0.05). The research results show that the active ingredient quinalphos is
highly toxic to tilapia and affects the the fish growth when fish is exposed to
low concentrations.
Keywords: Tilapia, quinalphos, inhibition, sensitivity, growth

iv

LỜI CAM ĐOAN

Tôi xin cam kết luận văn này được hoàn thành trên kết quả nghiên
cứu thực tế của tôi trong khuôn khổ dự án “Nghiên cứu được thực hiện dưới
sự tài trợ kinh phí của dự án - PhysCAM” (Nghiên cứu Đào tạo về sinh lý
động vật Thủy sản ở Đồng Bằng Sông Cửu Long, 2007-2010 do DANIDA,
Đan Mạch tài trợ). Các số liệu và kết quả trình bày trong luận văn là trung
thực và chưa từng được ai công bố trong bất kỳ nghiên cứu nào liên quan
trong cùng lĩnh vực. Dự án có quyền sử dụng kết quả của luận văn này để
phục vụ cho dự án.

Cần Thơ, ngày tháng năm 2010
Ký tên

Đỗ Văn Bước

v

MỤC LỤC
Trang
LỜI CẢM TẠ i
TÓM TẮT ii
ABSTRACT iii
LỜI CAM ĐOAN iv
MỤC LỤC v
DANH SÁCH BẢNG vii
DANH SÁCH HÌNH viii
DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT ix
CHƯƠNG 1: ĐẶT VẤN ĐỀ 1
CHƯƠNG 2: TỔNG QUAN TÀI LIỆU 3
2.1 Một vài đặc điểm về cá rô phi 3
2.1.1 Đặc điểm hình thái và phân loại 3
2.1.2 Đặc điểm môi trường sống 3
2.1.3 Đặc điểm dinh dưỡng 4
2.1.4 Đặc điểm sinh trưởng 4
2.2 Tình hình nuôi cá rô phi trên thế giới 4
2.3 Sơ lược về nuôi cá rô phi ở Việt Nam 5
2.4 Giới thiệu về thuốc BVTV 5
2.5 Sơ lược về một số thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ 6
2.6 Mức độ ảnh hưởng của thuốc trừ sâu lên một số loài thủy sản ở nồng
độ gây chết (LC
50

–96 giờ) 7
2.7 Ảnh hưởng của thuốc BVTV lên một số men ở cá 8
2.7.1 Sơ lược về men cholinesterase 8
2.7.2 Khả năng ức chế men cholinesterase (ChE) của thuốc BVTV 8
2.7.3 Ảnh hưởng của thuốc BVTV lên men Glutathione S-transferase
(GST) 9
2.8 Ảnh hưởng của thuốc trừ sâu lên tỷ lệ sống và tăng trưởng của cá . 10
CHƯƠNG 3: VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 11
3.1 Địa điểm và thời gian nghiên cứu 11
3.2 Vật liệu nghiên cứu 11
3.2.1 Cá dùng trong thí nghiệm 11
3.2.2 Hóa chất dùng trong thí nghiệm 11
3.3 Phương pháp nghiên cứu 12
3.3.1 Phương pháp xác định LC
50
của quinalphos 12
3.3.2 Xác định ngưỡng ức chế ChE gây chết cá 13
3.3.3 Xác định mức độ nhạy cảm của ChE và GST với quinalphos 13

vi

3.3.4 Ảnh hưởng của quinalphos lên tăng trưởng, tỷ lệ sống của cá 14
3.4 Phương pháp phân tích 14
3.4.1 Cách lấy mẫu 14
3.4.2 Cách nghiền mẫu 15
3.4.3 Phân tích ChE 15
3.4.4 Phân tích GST 16
3.4.5 Phân tích protein 17
3.5 Tốc độ tăng trưởng 18
3.6 Các chỉ tiêu khác 19

3.7 Phương pháp xử lý số liệu 19
CHƯƠNG 4: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 20
4.1 Giá trị LC
50
–96 giờ của hoạt chất quinalphos đối với cá rô phi 20
4.1.1 Các yếu tố môi trường trong thời gian thí nghiệm 20
4.1.2 Kết quả thí nghiệm LC
50
–96 giờ 20
4.2 Ngưỡng ức chế men ChE trong não và cơ gây chết cá 21
4.2.1 Hoạt động của cá trong thời gian thí nghiệm 21
4.2.2 Hoạt tính ChE ở não và cơ của cá bắt đầu chết 22
4.3 Mức độ nhạy cảm của men ChE và GST ở cá khi tiếp xúc với hoạt
chất quinalphos 24
4.3.1 Biến động các yếu tố môi trường trong thời gian thí nghiệm 24
4.3.2 Hoạt tính của men ChE trong não và gan cá 25
4.3.3 Hoạt tính của men GST trong gan và não của cá 28
4.4 Ảnh hưởng của thuốc lên tốc độ tăng trưởng và tỷ lệ sống của cá 30
4.4.1 Các yếu tố môi trường trong thời gian thí nghiệm 30
4.4.2 Tỷ lệ sống của cá trong thời gian thí nghiệm 32
4.4.3 Ảnh hưởng của thuốc lên tăng trưởng của cá 33
CHƯƠNG 5: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT 36
5.1 Kết luận 36
5.2 Đề xuất 36
TÀI LIỆU THAM KHẢO 37
PHỤ LỤC A Error! Bookmark not defined.
PHỤ LỤC B Error! Bookmark not defined.
PHỤ LỤC C Error! Bookmark not defined.
PHỤ LỤC D Error! Bookmark not defined.
PHỤ LỤC E Error! Bookmark not defined.

vii

DANH SÁCH BẢNG
trang
Bảng 3.1: Quá trình phân tích ChE 16
Bảng 3.2: Quá trình phân tích GST 17
Bảng 3.3: Quá trình thiết lập đường chuẩn và phân tích protein 18
Bảng 4.1: Các yếu tố môi trường trong thí nghiệm LC
50
–96 giờ 20
Bảng 4.2: Các yếu tố môi trường trong thí nghiệm mức độ nhạy cảm 25
Bảng 4.3: Hoạt tính men ChE trong não cá 25
Bảng 4.4: Hoạt tính ChE trong gan cá 27
Bảng 4.5: Yếu tố môi trường trong thời gian thí nghiệm 31
Bảng 4.6: NO
2
-
, NO
3
-
và NH
3
trong thời gian thí nghiệm 31
Bảng 4.7: Số cá chết qua từng thời điểm 33
Bảng 4.8: Khối lượng và tốc độ tăng trưởng tuyệt đối của cá 34


viii

DANH SÁCH HÌNH
trang
Hình 2.1: Sản lượng lượng nuôi cá rô phi trên thế giới 5
Hình 3.1: Hệ thống thí nghiệm LC
50
13
Hình 3.2: Lấy mẫu não cá 15
Hình 3.3: Lấy mẫu cơ cá 15
Hình 4.1: Cá bị sẫm màu (A) và cá bình thường không bị sẫm màu (B) 22
Hình 4.2: Phần trăm hoạt tính men ChE bị ức chế ở não cá 23
Hình 4.3: Phần trăm hoạt tính ChE bị ức chế ở cơ cá 24
Hình 4.4: Phần trăm ChE bị ức chế ở não cá trong thí nghiệm mức độ nhạy cảm 26
Hình 4.5: Phần trăm ChE bị ức chế ở gan cá trong thí nghiệm mức độ nhạy cảm 28
Hình 4.6: Hoạt tính GST ở gan cá 29
Hình 4.7: Hoạt tính GST ở não cá 30
Hình 4.8: Tỷ lệ sống của cá qua thời gian thí nghiệm 32
Hình 4.9: Hệ số chuyển đổi thức ăn của cá 34


ix

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT

AChE Acetylcholinesterase
AChI Acetylthiocholine iodide
BSA Albumine bovine Sigma
BVTV Bảo vệ thực vật
CDNB 1-chloro-2,4-dinitrobenzene
ChE Cholinesterase
Ctv Cộng tác viên

DTNB Dithiobisnitrobenzoate
DWG Daily weight gain (Tăng trọng trung bình theo ngày)
FAO Food and Agriculture Organization (Tổ chức Lương thực và
Nông nghiệp của Liên Hợp Quốc)
FCR Feed conversion ratio (Hệ số chuyển hoá thức ăn)
GSH Glutathione
GST Glutathione S-transferase
LC
50
Lethal concentration 50 (Nồng độ gây chết 50%)
TLS Tỷ lệ sống
Wc Khối lượng cuối
Wđ Khối lượng đầu


1

CHƯƠNG 1
ĐẶT VẤN ĐỀ

Sử dụng thuốc bảo vệ thực vật (BVTV) trong sản xuất nông nghiệp,
nhất là trong trồng lúa ngày càng trở nên phổ biến với nhiều chủng loại thuốc
khác nhau. Dư lượng thuốc bảo vệ thực vật tồn tại trong môi trường nước
ngày càng trở thành vấn đề đáng quan tâm, đặc biệt là khả năng ảnh hưởng
đến các loài thủy sinh vật. Theo Berg (2001) ước tính có đến 30.000 tấn thuốc
bảo vệ thực vật được sử dụng hàng năm trên đồng ruộng ở vùng Đồng Bằng
Sông Cửu Long. Ảnh hưởng của thuốc BVTV lên các loài thủy sinh vật nói
chung hay một số loài cá nói riêng đã được nghiên cứu trên nhiều loại thuốc
khác nhau từ nồng độ gây chết (LC
50

) đến nồng độ dưới ngưỡng gây chết.
Cá rô phi (Oreochromis niloticus) là loài có khả năng thích ứng rộng,
do đó chúng có thể nuôi trong các hệ thống nuôi khác nhau. Ở nước ta cá rô
phi đang được nuôi khá phổ biến, trong đó phần lớn sản lượng cá rô phi được
nuôi ở ao, lồng bè trên sông, hồ chứa vùng nước ngọt (Phạm Anh Tuấn và
ctv., 2008). Hiện tại, cá rô phi cũng là một trong những đối tượng thả ghép
trong các mô hình nuôi cá trên ruộng lúa. Cá rô phi nuôi trong ruộng lúa có
khả năng tiếp xúc với các hoạt chất thuốc BVTV và khi đó cá có thể bị ảnh
hưởng.
Các loại thuốc BVTV trong đó loại thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ
(Organophosphorus) được sử dụng rộng rãi trong sản xuất nông nghiệp đặc
biệt là trong canh tác lúa. Nhìn chung, thuốc không tồn tại trong thời gian dài
nhưng việc sử dụng lặp lại nhiều lần trong mùa vụ nhất là trong mô hình nuôi
cá kết hợp trồng lúa khi đó cá phải tiếp xúc thường xuyên với hàm lượng
thuốc trừ sâu dưới mức ngưỡng gây chết có thể ảnh hưởng đến sự phát triển
của cá. Thuốc gây hại cho sinh vật chủ yếu qua tác động lên hệ thần kinh
thông qua ức chế hoạt tính của men cholinesterase (Rao, 2006) và làm thay đổi
hoạt tính của một số men khác như Catalase và Glutathione S-transferase
(Maduenho and Martinez, 2008).
Ảnh hưởng của thuốc trừ sâu lên đối tượng thuỷ sản đã được nghiên
cứu rất nhiều trong thời gian qua. Trong đó, đối với cá rô phi thì ảnh hưởng
của thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ lên sinh lý, sinh hóa và tốc độ tăng trưởng
vẫn còn nhiều khí cạnh cần được nghiên cứu tiếp tục. Vì vậy đề tài: Ảnh
hưởng của thuốc trừ sâu hoạt chất quinalphos (gốc lân hữu cơ) lên một số chỉ
tiêu sinh lý, sinh hóa và tăng trưởng của cá rô phi (Oreochromis niloticus)
được chọn nghiên cứu.

2

Mục tiêu tổng quát

Nhằm tìm hiểu mức độ ảnh hưởng của thuốc trừ sâu Kinalux 25EC có
hoạt chất quinalphos thuộc gốc lân hữu cơ lên các loài cá nuôi nói chung và cá
rô phi nói riêng từ đó có thể đưa ra khuyến cáo hợp lý trong việc sử dụng
thuốc nhằm làm giảm ảnh hưởng đến sự phát triển của cá nuôi, đặc biệt trong
mô hình nuôi cá kết hợp trồng lúa.
Mục tiêu cụ thể
Nhằm tìm hiểu mức độ độc cấp tính (LC
50
), thay đổi hoạt tính của các
men và khả năng tăng trưởng của cá rô phi (Oreochromis niloticus) trong bể
khi tiếp xúc với thuốc trừ sâu Kinalux 25EC (hoạt chất quinalphos).
Nội dung
- Xác định giá trị LC
50
–96 giờ của thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ hoạt
chất quinalphos lên cá rô phi (Oreochromis niloticus) giai đoạn giống 10–12
g/con.
- Xác định sự ảnh hưởng của hoạt chất quinalphos ở các nồng độ khác
nhau đến hoạt tính của men cholinesterase (ChE) và men giải độc glutathione
S-transferase (GST) ở cá rô phi.
- Ảnh hưởng của quinalphos ở nồng độ dưới ngưỡng gây chết lên sự
tăng trưởng và tỷ lệ sống của cá rô phi.


3

CHƯƠNG 2
TỔNG QUAN TÀI LIỆU

2.1 Một vài đặc điểm về cá rô phi

2.1.1 Đặc điểm hình thái và phân loại
2.1.1.1 Phân loại
Cá rô phi Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758) được phân loại như sau:
Giới: Animalia (giới động vật)
Ngành: Chordata (có dây sống)
Lớp: Actinopterygii (lớp phụ cá vây tia)
Bộ: Perciformes (cá vược)
Họ: Cichlidae
Giống: Oreochromis
Loài: Oreochromis niloticus
Căn cứ vào đặc trưng về tập tính sinh sản và hình thái bên ngoài cá rô
phi được phân loại thành ba giống là Tilapia gồm những loài ấp trứng trên vật
bám (giá thể); giống Sarotherodon gồm các loài ngậm trứng và cá con trong
miệng và giống Oreochromis là loại cá đực làm tổ đẻ, chỉ có cá cái ấp trứng
trong miệng (Phạm Văn Khánh và Lý Thị Thanh Loan, 2004).
2.1.1.2 Đặc điểm hình thái
Cá rô phi (Oreochromis niloticus) có đặc điểm toàn thân phủ vảy, ở
phần lưng có màu xám nhạt và phần bụng có màu trắng ngà hoặc xanh nhạt.
Trên thân có từ 7-9 vạch chạy từ phía lưng xuống bụng. Các vạch đậm dọc
theo vây đuôi ở từ phía lưng xuống bụng (). Vây
lưng của cá chạy dài liên tục gồm có 15 đến 18 gai cứng và 11 đến 13 tia
mềm. Vây hậu môn có 3 gai và 10-11 tia mềm (). Cá
có kích cỡ thương phẩm tương đối lớn, tốc độ tăng trưởng nhanh. Ðây là loài
được nuôi phổ biến trên thế giới và ở Việt Nam hiện nay.
2.1.2 Đặc điểm môi trường sống
Đa số các loài cá rô phi được nuôi hiện nay điều có các đặc điểm gần
giống nhau, chúng có khả năng chịu đựng và thích ứng với nhiều điều kiện
môi trường khác nhau, có thể sống ở nước ngọt và nước lợ (Đoàn Khắc Độ,
2008). Nhiệt độ thích hợp cho sự tăng trưởng của cá rô phi là 25–32
0

C và cá
sẽ ngừng ăn khi nhiệt độ giảm thấp đến 20
0
C cá sẽ chết khi nhiệt độ giảm thấp

4

xuống dưới mức 11
0
C (Harrison, 2006). Cá rô phi có thể sống được trong
khoảng pH từ 5-10, khoảng pH thích hợp cho cá phát triển từ 7–8, cá chịu
được trong môi trường có oxy hòa tan thấp, dưới 1 mg/L cá vẫn sống bình
thường (Đoàn Khắc Độ, 2008).
2.1.3 Đặc điểm dinh dưỡng
Tính ăn của cá thay đổi theo các giai đoạn phát triển và điều kiện môi
trường nuôi. Cá rô phi là loài cá ăn tạp nghiêng về thực vật, thức ăn chủ yếu là
tảo và mùn bã hữu cơ. Ở giai đoạn từ cá bột lên cá hương, thức ăn chủ yếu là
các loài động vật phù du và thực vật phù du trong nước (Medri et al., 2000).
Từ giai đoạn cá hương đến cá trưởng thành thức ăn chủ yếu là mùn bã hữu cơ
và thực vật phù du. Ngoài ra cá rô phi còn ăn được thức ăn bổ sung như cám
gạo, bột ngô, đỗ tương, bột cá và các loại phụ phẩm nông nghiệp khác
().
Theo kết quả nghiên cứu của Trần Lê Cẩm Tú và ctv (2008) cá rô phi
có khả năng tiêu hóa được khoai ngọt tương đương với cám sấy, có thể phối
hợp lượng khoai ngọt trong khẩu phần công thức cho cá rô phi ăn là 20%.
2.1.4 Đặc điểm sinh trưởng
Tốc độ lớn của cá rô phi phụ thuộc vào nhiệt độ môi trường, thức ăn,
mật độ thả và kỹ thuật chăm sóc. Khi nuôi thâm canh cá lớn nhanh hơn khi
nuôi bán thâm canh hay là nuôi ghép. Trong ao nuôi cá từ hương lên giống, cá
rô phi có tốc độ sinh trưởng khá nhanh từ 15-20 g/tháng và từ tháng nuôi thứ 2

đến tháng nuôi thứ 6 tăng trưởng bình quân của cá có thể đạt 2,8-3,2
g/con/ngày. Cá rô phi có thể đạt trọng lượng bình quân trên 500 g/con sau 5-6
tháng nuôi ().
2.2 Tình hình nuôi cá rô phi trên thế giới
Trên thế giới có khoảng 70 loài cá rô phi và có 9 loài được nuôi phổ
biến. Cá rô phi vằn (Oreochromis niloticus) là đối tượng được nuôi phổ biến ở
nhiều nước trên thế giới như Trung Quốc, Đài Loan, Brazil, Costa Rica,…
Theo FAO (2009) thì Trung Quốc là nước có sản lượng cá rô phi đạt cao nhất
trên thế giới. Năm 2003 sản lượng cá rô phi của Trung Quốc đạt gần 806
nghìn tấn và Ai Cập đạt sản lượng gần 200 nghìn tấn. Trong khi đó các nước
như Philipin, Thái Lan và Indonexia có sản lượng lần lượt là 111 nghìn tấn, 97
nghìn tấn và 72 nghìn tấn. Năm 2002 sản lượng đạt trên 1,5 triệu tấn (Yonas
Fessehaye, 2006). Sản lượng cá rô phi đạt được đã đóng góp đáng kể cho việc
gia tăng sản lượng thủy sản cho thế giới.

5

Tấn (x1.000)
Năm

Hình 2.1: Sản lượng lượng nuôi cá rô phi trên thế giới (FAO, 2009).
2.3 Sơ lược về nuôi cá rô phi ở Việt Nam
Năm 1973 thì cá rô phi vằn (Oreochromis niloticus) được nhập vào
nước ta. So với loài rô phi đen (Oreochromis mossambicus) thì loài này có
nhiều ưu điểm hơn như lớn nhanh, to con hơn nên người nuôi dễ chấp nhận.
Chúng sống được ở cả ao hồ nước ngọt lẫn vùng nước lợ cửa sông. Nhiều
nước trên thế giới đã chọn loài này là loài cá nuôi chủ lực, mang lại hiệu quả
kinh tế khá rõ rệt, nhất là ở các nước Châu Á ().
Sản lượng cá rô phi ở nước ta hàng năm đều tăng, diện tích nuôi được
mở rộng. Năm 2005 thì diện tích nuôi cá rô phi đạt 29.717 ha, sản lượng đạt

54.487 tấn, chủ yếu là nuôi nước ngọt với các hình thức nuôi là quảng canh và
bán thâm canh. Sản phẩm cá rô phi tiêu thụ nội địa là 95–98%, trong khi đó
xuất khẩu chỉ đạt khoảng 869 tấn đạt giá trị 1,9 triệu USD. Theo kế hoạch đến
2015 thì sản lượng đạt 300.00–350.000 tấn, diện tích nuôi 59.150 ha và xuất
khẩu khoảng 30% đạt giá trị 100 triệu USD ().
2.4 Giới thiệu về thuốc BVTV
Thuốc BVTV là những chất hóa học hữu cơ được sản xuất và sử dụng
vào mục đích bảo vệ thực vật hay động vật nhằm nâng cao hiệu quả kinh tế
trong sản xuất. Có khoảng trên 10.000 chất khác nhau, chúng được phân loại
gồm thuốc trừ sâu, thuốc diệt cỏ, thuốc diệt nấm mốc và một số dạng khác như
thuốc diệt loài gặm nhắm, diệt trừ côn trùng (Đặng Kim Chi, 2005).
Theo Hoàng Văn Bính (2002) thì thuốc BVTV bao gồm các hợp chất
sau như hợp chất lân hữu cơ có cấu trúc tương tự nhau, tuy độc tính của từng
hoạt chất khác nhau nhưng chúng có cùng một cơ chế tác dụng là ức chế hoạt
tính men cholinesterase; hợp chất clor hữu cơ có cấu trúc rất khác nhau và có

6

ít nhất một nguyên tử clor trong phân tử, hoạt chất tồn tại lâu trong đất, nước
và thực phẩm, chúng độc đối với tế bào thần kinh, ức chế men ATP adenosine
triphotphataza nhưng chúng không ức chế men cholinesterase; và hợp chất
carbamate là dẫn xuất của axít carbamic, thuốc có độc tính cao và phân hủy
giống hợp chất lân hữu cơ, chúng có tác động tương đối nhanh đến hệ thần
kinh và ức chế men cholinesterase (Trần Văn Hai, 2002, trích bởi Ngô Thanh
Toàn, 2008).
Việc sử dụng thuốc BVTV đem lại lợi ích đáng kể trong sản xuất nông
nghiệp, tuy nhiên phần lớn ở các loại thuốc đều có tác hại đến ô nhiễm môi
trường, ảnh hưởng đến sức khỏe con người và vật nuôi. Bộ Nông nghiệp và
Phát triển nông thôn đã ban hành danh mục thuốc BVTV (2010) được phép sử
dụng trong sản xuất nông nghiệp gồm thuốc trừ sâu 437 hoạt chất; thuốc trừ

bệnh 304 hoạt chất; thuốc trừ cỏ 160 hoạt chất; thuốc trừ chuột 11 hoạt chất;
thuốc điều hòa sinh trưởng 49 hoạt chất; chất dẫn dụ côn trùng 6 hoạt chất;
thuốc trừ ốc 19 hoạt chất; và chất hỗ trợ (chất trải) 5 hoạt chất.
Thời gian phân hủy của thuốc BVTV có thể phân chia thành các loại
sau như loại không bền thời gian phân hủy 1 đến 2 tuần; loại trung bình có
thời gian phân hủy 1 đến 18 tháng; loại bền thời gian phân hủy trên 2 năm
(Đặng Kim Chi, 2005).
2.5 Sơ lược về một số thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ
Thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ (oraganophosphorus) được sử dụng rất
nhiều trong sản xuất nông nghiệp để bảo vệ mùa màng, các sản phẩm nông
nghiệp và các ngành có liên quan mật thiết khác là cây công nghiệp, làm vườn,
lâm nghiệp, chăn nuôi.
Theo Lê Huy Bá (2007) thì lân hữu cơ là những chất có ít nhất 1 nguyên
tử phosphor, các phosphor hữu cơ có hai đặc tính nổi bật, thứ nhất là độc với
động vật có xương sống hơn là gốc chlor hữu cơ, thứ hai là không tồn lưu lâu, ít
hoặc không tích lũy trong mô mỡ động vật. Thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ gây
độc chủ yếu qua ức chế men acetylcholinesterase làm tích lũy quá nhiều
acetylcholine tại vùng synapse làm cho cơ bị giật mạnh và cuối cùng bị tê liệt.
Một số đặc điểm Quinalphos
Quinalphos thuốc gốc lân hữu cơ thuộc nhóm heterocyclic. Có tên hóa
học là: O,O-diethyl O-quinoxalin-2-yl phosphorothioate.
Công thức phân tử là: C
12
H
15
N
2
O
3
PS

Trọng lượng phân tử 298,3 g/mole
Công thức cấu tạo:

7


Theo danh mục thuốc BVTV được phép sử dụng ở Việt Nam (2010) thì
hoạt chất quinalphos có nhiều tên thương mại khác nhau của các công ty trong
và ngoài nước như DDVQuin 25EC, Faifos (5G, 25EC), Kinalux 25EC,
Methink 25 EC, Peryphos 25 EC, Quiafos 25EC, Quilux 25EC, Quintox
(5EC, 10EC, 25 EC).
Hoạt chất quinalphos có tỷ trọng 1,235 g/mL ở 20
0
C lớn hơn tỷ trọng
của nước, hòa tan được trong các dung môi như hexane tuloene, ethyl acetate,
acetone, methanol, ethanol; ổn định trong axít, kiềm (Biotech, 1991).
2.6 Mức độ ảnh hưởng của thuốc trừ sâu lên một số loài thủy sản ở
nồng độ gây chết (LC
50
–96 giờ)
Hiện nay một số thuốc trừ sâu gốc lân hữu cơ đã được nghiên cứu xác
định nồng độ gây chết LC
50
trên nhiều đối tượng thủy sản và giá trị tương đối
khác nhau ở nhiều loài. Theo Murty et al. (1984) nghiên cứu về độc chất của
methyl parathion và fensulfothion (là hai loại hoạt chất có cùng nhóm phenyl
organothiophosphate) trên cá Mystus cavasius thì thấy giá trị LC
50
–96 giờ của
hai hoạt chất này lần lượt là 5,9 mg/L và 16,5 mg/L, trên cùng một đối tượng

hoạt chất methyl parathion có giá trị LC
50
–96 giờ thấp hơn chứng tỏ rằng độ
độc của thuốc cao hơn nhiều so với hoạt chất fensulfothion. Tương tự ở cá
Mystus cavasius giá trị LC
50
–96 giờ sau khi cho tiếp xúc với hoạt chất
fenitrothion là 3,3 mg/L (Murty et al., 1982). Ngoài ra, ảnh hưởng của hoạt
chất thuốc trừ sâu lên cá cũng khác nhau theo kích cỡ, đối với loài cá Labeo
rohita thì LC
50
–96 giờ được nghiên cứu ở các kích cỡ khác nhau khi tiếp súc
với hoạt chất fenitrothion thì có giá trị tương ứng là 3 đến 4,4 cm là 2,8 mg/L;
4,5 đến 5,9 cm là 4,1 mg/L và 6 đến 8 cm là 4,6 mg/L. Tuy nhiên, các giá trị
này khác biệt không có ý nghĩa (Murty et al., 1982). Ở tôm càng xanh
(Macrobrachium rosenbergii) nồng độ gây chết 50% sau 96 giờ khi tiếp xúc
với diazinon là 390 µg/L, nồng độ tương đối thối thấp này chứng tỏ rằng hoạt
chất rất độc với tôm (Ngô Thanh Toàn, 2008).
Ở một số loài cá rô phi các giá trị LC
50
của các loại thuốc trừ sâu cũng
tương đối khác nhau tùy theo từng hoạt chất. Ở cá rô phi đỏ (Oreochromis
spp.) khi thí nghiệm được bố trí ở 6 mức nồng độ diazinon khác nhau, giá trị

8

LC
50
của cá ở 96 giờ được xác định là 3,84 mg/L (Palacio, 2002). Theo
Pathiratne (1999) ngưỡng gây chết 50% cá rô phi (Oreochromis mossambicus)

khi tiếp xúc với hoạt chất fenthion thời gian 96 giờ có giá trị 0,83 mg/L ở cá
có khối lượng từ 0,19 g đến 0,26 g và 2,07 mg/L ở khối lượng 1,2 g đến 2,9 g.
Trong một nghiên cứu khác giá trị LC
50
–96 giờ trên cá rô phi (Oreochromis
niloticus) có khối lượng 14,3±1,3 g được thí nghiệm trên hoạt chất lidane là
3,16 mg/L (Hmoud, 1996) trong khi đó cá có khối lượng 4 cm đến 6 cm khi
tiếp xúc hoạt chất deltamethrin có giá trị là 15,5 mg/L (Josephine et al., 2006).
Tuy nhiên, ngưỡng gây chết 50% ở 48 giờ ở cá rô phi (Oreochromis niloticus)
khi cho tiếp xúc với deltamethrin có giá trị tương đối thấp đối với ấu trùng và
cá con lần lượt là 1,17 µ/L và 1,7 µ/L (Caglan et al., 2009) cho thấy cá nhỏ dễ
bị ảnh hưởng của thuốc hơn cá lớn.
Hoạt chất quinalphos cũng được nghiên cứu xác định ngưỡng gây chết
trên loài cá Channa punctatus, nồng độ gây chết LC
50
-96 giờ có giá trị là 0,25
mg/L (Sastry and Abad, 1982). Trong khi đó ở cá chép (cyprinus carpio) có
kích cỡ 2±0,2 g giá trị LC
50
-96 giờ là 7,5 µg/L (Chebbi and David, 2009).
2.7 Ảnh hưởng của thuốc BVTV lên một số men ở cá
2.7.1 Sơ lược về men cholinesterase
Cholinesterase tập trung nhiều ở các mô thần kinh, não, huyết tương và
hồng cầu của động vật có xương sống. ChE có hai loại gồm:
acetylcholinesterase (AChE) và khi men này bị ức chế cao chúng sẽ làm chết
các loài sinh vật; loại thứ hai là butyrylcholinesterase (BChE) khi bị ức chế
nhiều vẫn không khả năng làm chết sinh vật (Fulton và Key, 2001). Đặc biệt,
các cholinesterase rất nhạy cảm với các loại thuốc trừ sâu oraganophosphorus
và carbamate (Ralph et al., 1994).
AChE rất quan trọng trong việc điều tiết, dẫn truyền xung thần kinh ở

các synapse của hệ thống thần kinh. Vì vậy, AChE có khả năng quyết định
chức năng của hệ thống thần kinh và dễ dàng bị ảnh hưởng bởi các thuốc trừ
sâu gốc lân hữu cơ và carbamate kể cả động vật sống dưới nước và động vật
sống trên cạn, sự ức chế của AChE đã được sử dụng như một chất đánh dấu
sinh học. Tuy nhiên, sử dụng sự ức chế AChE làm chất đánh dấu sinh học ở
động vật không xương sống vẫn chưa được nghiên cứu sâu (Fulton and Key,
2001).
2.7.2 Khả năng ức chế men cholinesterase (ChE) của thuốc BVTV
Sự ức chế của men cholinesterase đã được nghiên cứu rất nhiều ở người
và các loài động vật qua việc tiếp xúc với các chất độc, đặc biệt là các loại

9

thuốc BVTV.
Theo Addison (1992) men cholinesterase có thể bị ức chế do liên kết
được với nhiều hóa chất khác bao gồm những loại thuốc trừ sâu gốc lân hữu
cơ và gốc carbamate. Sự ức chế ChE ở cá đã được sử dụng tới việc đánh giá
tác động các loại thuốc trừ sâu trong môi trường nước. Nghiên cứu trên loài cá
Gambusia ajfini tác giả Boone và Janice (1996) cho rằng, ChE ở não và thịt
của cá bị ức chế cao trong suốt 48 giờ khi cá tiếp xúc với các hoạt chất
chlorpyrifos (0,1 ppm), parathion (0,15 ppm) và methyl parathion (8 ppm).
Vùng não của cá bị ức chế cao nhất ở thời điểm 12 giờ sau khi tiếp xúc với
parathion và chlorpyrifos và 4 giờ sau khi tiếp xúc với methyl parathion, tất cả
thuốc điều ức chế ChE hơn 70% ở thời điểm 4 giờ trong thịt. Ở cá rô đồng
giống mức độ nhạy cảm của ChE với hai hoạt chất diazinon và fenobucarb
cũng đã được nghiên cứu, kết quả cho thấy diazinon độc hơn fenobucarb, nồng
độ 0,05 mg/L của diazinon đã ức chế 73% ChE. Tất cả cá chết điều có hoạt
tính của ChE bị ức chế lớn hơn 70% so với mức bình thường (Nguyễn Văn
Công và ctv., 2008a).
2.7.3 Ảnh hưởng của thuốc BVTV lên men Glutathione S-transferase

(GST)
GST là men có vai trò trong việc giải độc, có chức năng xúc tác các
phản ứng giữa hợp chất có ái lực điện tử như thuốc trừ sâu, kim loại nặng,…
với glutathione (GSH), các hợp chất từ đó chuyển thành N-acetyl cystine S
dạng kết hợp sau đó sẽ thải qua nước tiểu và phân (Yawad, 1989 trích bởi
Nguyễn Ngọc Hiền, 2008).
Khi nghiên cứu ảnh hưởng của thuốc trừ nấm lên men GST trên cá hồi
(Salmo trutta) thì Almli et al. (2002) cho rằng hoạt chất của thuốc trừ nấm làm
giảm dáng kể hoạt tính của GST ở mang cá trong khi ở gan thì có sự thay đổi
không đáng kể trong thời gian 5 ngày đầu. Tuy nhiên khi cho tiếp xúc với
thuốc thêm 4 ngày nữa thì hoạt tính GST trong gan tăng lên rõ rệt. Ở cá
Corydoras paleatu khi tiếp xúc với hoạt chất lindane ở nồng độ 6 µg/L thì
hoạt tính của GST thay đổi không đáng kể, nhưng men này thay đổi ở mức
nồng độ 25 µg/L (Silvia et al., 2008). Theo nghiên cứu của Kathya và
Martinez (2010) thì hoạt tính men GST tăng lên đáng kể ở gan cá Prochilodus
lineatus trong thời gian từ 24 giờ đến 96 giờ đầu tiếp xúc với thuốc trừ cỏ có
hoạt chất glyphosate. Qua các nghiên cứu cho thấy rằng hoạt tính men GST ở
gan có xu hướng tăng lên nhằm thực hiện chức năng giải độc cho cở thể khi
tiếp xúc với môi trường bị nhiễm độc.

10

2.8 Ảnh hưởng của thuốc trừ sâu lên tỷ lệ sống và tăng trưởng của cá
rô phi
Khi cá tiếp xúc với thuốc trừ sâu ở mức dưới ngưỡng gây chết cơ thể cá
điều bị ảnh hưởng ở những mức độ khác nhau theo nồng độ và hoạt chất của
thuốc. Theo Đỗ Thị Thanh Hương và Nguyễn Anh Tuấn (2009) thì cá tiếp xúc
với các mức nồng độ thuốc khác nhau dưới ngưỡng gây chết khi đó cá sẽ tăng
cường hô hấp thông qua việc hấp thu oxy vào máu và qua đó độc tố của thuốc
cũng được hấp thu vào cơ thể nhiều hơn. Ở cá lóc không ảnh hưởng đáng kể

đến tỉ lệ nở và tỉ lệ dị hình khi tiếp xúc với hoạt chất diazinon nhưng ức chế
khả năng tiêu hoá noãn hoàng của cá sau khi nở. Nồng độ ≥0,6 mg/L, diazinon
đã làm thời gian tiêu hoá noãn hoàng lâu hơn và ức chế hoàn toàn khả năng
tiêu hoá noãn hoàng của cá khi nồng độ ≥19,2 mg/L; nồng độ ≥2,4 mg/L làm
giảm kích cỡ cá sau khi hết noãn hoàng (Nguyễn Văn Công và ctv., 2008b).
Ở cá rô phi (Oreochromis niloticus) khi tiếp xúc với hoạt chất
gammalin và actellic ở cùng các nồng độ thuốc 0,125; 0,25; 0,50 và 1,0 µg/L
thì sau 10 tuần tốc độ tăng trưởng của cá lần lượt là 5,8; 2,4; 1,4 và l,3 g thí
nghiệm với gammalin trong khi đó thí nghiệm với actellic thì 6,5; 3,9; 2,4 và
1,8 g (Ufodike et al., 1991). Những nghiên cứu này cho thấy rằng tốc độ tăng
trưởng ảnh hưởng bởi nồng độ thuốc, tốc độ tăng trưởng của cá giảm khi nồng
độ thuốc tiếp xúc càng cao và ngược lại. Ở cá lóc hoạt chất diazinon đã ức chế
tốc độ sinh trưởng tương đối của cá (Nguyễn Văn Công và ctv., 2006). Ngoài
ra đối với cá mè vinh, cá chép và cá rô phi khi cho tiếp xúc với thuốc Basudin
tỷ lệ sống của cá giảm dần theo sự gia tăng các nồng độ thuốc, sinh trưởng
tương đối của cá trong 10 ngày đầu giảm ở nồng độ LC
50
–96 giờ (Đỗ Thị
Thanh Hương, 1999). Nhìn chung, sự giảm tăng trưởng của cá có thể do nhiều
nguyên nhân gây nên, trong đó có sự ảnh hưởng của thuốc lên khả năng bắt
mồi của cá.

11

CHƯƠNG 3
VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

3.1 Địa điểm và thời gian nghiên cứu
Nghiên cứu được thực hiện tại Khoa Thủy sản, trường Đại học Cần Thơ
từ tháng 2/2010 đến tháng 9/2010.

3.2 Vật liệu nghiên cứu
3.2.1 Cá dùng trong thí nghiệm
Cá rô phi có kích cỡ 10-12 g/con được mua từ trại sản xuất giống tại
thành phố Cần Thơ. Cá mua về được thuần dưỡng trong bể có thể tích lớn
khoảng 7 ngày để cá ổn định và quen với điều kiện sống trong bể trước khi bố
trí thí nghiệm. Trong thời gian thuần hóa cá được cho ăn 2 lần/ngày bằng thức
ăn viên công nghiệp. Cá chọn bố trí thí nghiệm có kích cỡ đồng đều, khỏe và
hoạt động mạnh.
3.2.2 Hóa chất dùng trong thí nghiệm
a) Thuốc trừ sâu: thuốc trừ sâu sử dụng là thuốc gốc lân hữu cơ có tên
thương mại là Kinalux 25EC (hoạt chất quinalphos) và có nồng độ hoạt chất
là 250 g/L do Công ty cổ phần BVTV An Giang sản xuất. Thuốc trừ được
nhiều loài sâu hại như sâu phao đục bẹ, nhện gié, sâu cuốn lá trên lúa
Phương pháp pha nồng độ thuốc: thuốc được pha thành 2 bước, bước
1 pha dung dịch thuốc mẹ từ thuốc ban đầu và bước 2 là pha nồng độ thuốc
cho các bể thí nghiệm. Cả 2 dung dịch pha (dung dịch mẹ và dung dịch thí
nghiệm) đều dựa vào công thức tính nồng độ sau: C
1
xV
1
=C
2
xV
2

Trong đó:
C
1
là nồng độ thuốc dung dịch mẹ
V

1
là thể tích dung dịch mẹ cần cho vào bể thí nghiệm
C
2
là nồng độ thuốc cần cho thí nghiệm
V
2
là thể tích dung dịch thuốc trong thí nghiệm
b) Các loại hóa chất dùng trong phân tích men cholinesterase:
Hóa chất dùng nghiền mẫu, phân tích protein và men ChE gồm:
• KH
2
PO
4
, K
2
HPO
4
dùng để pha phosphate buffer pH 7,5.
• Na
2
HPO
4
.2H
2
O, NaH
2
PO
4
.2H

2
O dùng để pha dung dịch sodium
phosphate pH 7,4.
• 5,5 dithiobis 2 nitrobenzoic acid, Acetylthiocholine iodine.

12

• Aceton dùng để rữa dụng cụ trong phân tích mẫu tiếp theo.
• NaOH, Na
2
CO
3
, CuSO
4
.5H
2
O, NaK Tartrate, Folin, BSA, nước cất…
c) Các loại hóa chất dùng trong phân tích GST: CDNB 50 mM (50,5
mg/5mL ethanol); GSH 50 mM (76,83 mg/5mL dung dịch HEPES, pH = 7,5);
dung dịch đệm HEPES 50 mM, pH = 7,5.
d) Các loại hóa chất phân tích các yếu tố môi trường nước.
3.3 Phương pháp nghiên cứu
3.3.1 Phương pháp xác định LC
50
của quinalphos
Thí nghiệm được tiến hành theo phương pháp nước tĩnh (APHA, 2001)
và không thay nước trong thời gian 96 giờ. Thí nghiệm được tiến hành qua hai
bước.
Bước 1: thí nghiệm xác định khoảng gây độc (thí nghiệm thăm dò)
Thí nghiệm được tiến hành trong bể kính 60 lít có thể tích nước là 50

lít. Mỗi bể thả 10 cá với kích cỡ là 10-12 g/con. Thí nghiệm được tiến hành
với 11 nồng độ thuốc gồm 0,6; 0,7; 0,75; 0,8; 0,85; 0,9; 0,95; 1,0; 1,05; 1,1;
1,2 mg/L và 1 nghiệm thức đối chứng (không có thuốc).
Cá chết được ghi nhận vào các thời điểm 3, 6, 9, 12, 24, 48, 72 và 96
giờ và cá chết được bắt ra để hạn chế ảnh hưởng đến chất lượng nước.
Thí nghiệm này nhằm xác định được nồng độ thuốc cao nhất gây chết
không quá 10% cá sau 96 giờ và nồng độ thấp nhất gây chết khoảng 90% cá
sau 1-2 giờ. Khoảng nồng độ này là cơ sở cho bố trí thí nghiệm xác định LC
50
.
Bước 2: thí nghiệm xác định giá trị LC
50

Thí nghiệm này được thực hiện dựa vào kết quả của thí nghiệm thăm
dò. Thí nghiệm tiến hành với 11 nồng độ là 0,5; 0,55; 0,6; 0,65; 0,7; 0,75; 0,8;
0,85; 0,9; 1,0; 1,1 mg/L và 1 nghiệm thức đối chứng (không có thuốc). Các
nghiệm thức được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên với 3 lần lặp lại cho mỗi
nghiệm thức. Thí nghiệm được bố trí trong bể kính hình chữ nhật chứa 50 L
dung dịch. Mỗi bể thả 10 cá, cá được thả vào bể 2 ngày trước khi cho thuốc
vào. Trong thời gian thí nghiệm bể không sục khí và không thay nước.

13


Hình 3.1: Hệ thống thí nghiệm LC
50

Theo dõi và ghi nhận số cá chết sau 3, 6, 9, 12, 24, 48, 72 và 96 giờ thí
nghiệm. Khi phát hiện cá chết được bắt ra để hạn chế ảnh hưởng đến kết quả
thí nghiệm. Nhiệt độ, pH, DO được đo hàng ngày vào lúc 8 giờ sáng và 14 giờ

chiều.
Giá trị LC
50
được xác định dựa vào phương pháp Probit (Finey, 1971).
3.3.2 Xác định ngưỡng ức chế ChE gây chết cá
Thí nghiệm được bố trí ở bốn mức nồng độ quinalphos gồm 0,08 mg/L
(10% LC
50
–96 giờ); 0,42 mg/L (50% LC
50
–96 giờ); 0,63 mg/L (75% LC
50
–96
giờ); 0,84mg/L (100% LC
50
–96 giờ) và nghiệm thức đối chứng (không có
thuốc). Thí nghiệm được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên với 3 lần lặp lại, mỗi bể
được bố trí 5 con cá (10–12 g/con) khỏe mạnh và trong suốt thời gian thực
hiện thí nghiệm cá không được cho ăn và không thay nước. Khi cá bắt đầu
chết thì tiến hành thu mẫu, sau 96 giờ thu toàn bộ cá thí nghiệm còn lại đem
phân tích.
Theo dõi thường xuyên và ghi nhận lại các hoạt động, biểu hiện của cá.
Khi cá bắt đầu chết thì cho cá vào thùng chứa nước đá và cùng lúc đó cũng thu
một con cá ở nghiệm thức đối chứng. Số cá chết ở từng nghiệm thức được đo
ChE trong não và thịt.
3.3.3 Xác định mức độ nhạy cảm của ChE và GST với quinalphos
Thí nghiệm được thực hiện ở ba mức nồng độ quinalphos gồm 0,08
mg/L (10% LC
50
–96 giờ); 0,42 mg/L (50% LC

50
–96 giờ); 0,63 mg/L (75%
LC
50
–96 giờ) và nghiệm thức đối chứng (không có thuốc). Thí nghiệm được
bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên trong bể kính 60 lít (chứa 50 lít dung dịch thuốc)
và mỗi nghiệm thức lặp lại 3 lần. Mật độ cá thí nghiệm là 25 con/bể. Trong
thời gian thí nghiệm 96 giờ không thay nước, không cho ăn nhưng có sục khí

14

nhẹ để đảm bảo đủ oxy cho cá.
Sau khi đã bố trí thí nghiệm tiến hành theo dõi và thu cá (thu não và
gan cá) ở các thời điểm 3, 6, 9, 12, 24, 48 và 96 giờ. Dùng vợt thu nhẹ mỗi bể
3 cá và giết chết ngay bằng nước đá sau đó lấy não và gan để đo hoạt tính của
ChE và GST.
3.3.4 Xác định ảnh hưởng của quinalphos lên sự tăng trưởng, tỷ lệ sống
của cá
Thí nghiệm bố trí ở bốn mức nồng độ của quinalphos là 0,08 mg/L
(10% LC
50
–96 giờ); 0,17 mg/L (20% LC
50
–96 giờ); 0,34 mg/L (40% LC
50
–96
giờ); 0,50 mg/L (60% LC
50
–96 giờ) và nghiệm thức đối chứng (không có
thuốc). Thí nghiệm được bố trí trong bể nhựa 120 lít với mật độ cá thí nghiệm

là 25 con/bể. Cá cho vào bể thí nghiệm 2 ngày để ổn định sinh lý và thích nghi
với điều kiện thí nghiệm trước khi cho thuốc vào. Trong thời gian thí nghiệm
bể có sục khí và cho cá ăn thức ăn viên công nghiệp Aquafeed (25% đạm), cho
cá ăn thoả mãn theo nhu cầu, thức ăn thừa được vớt ra và ghi nhận lại hàng
ngày để tính hệ số. Trong thời gian thí nghiệm thay nước 30% mỗi 3 ngày.
Tuy nhiên, thay nước chỉ bắt đầu vào ngày thứ 3 sau khi cho thuốc vào.
Thuốc được cho 2 lần trong thời gian thí nghiệm, lần thứ nhất cho vào
đầu thí nghiệm và lần thứ hai cho vào sau khi kiểm tra tăng trọng của cá vào
ngày thứ 21. Sau lần cho thuốc thứ 2 thì kiểm tra tăng trọng của cá vào ngày
42 và 54 kể từ khi bắt đầu thí nghiệm.
Theo dõi các hoạt động hàng ngày ở các bể thí nghiệm. Ghi nhận số
lượng và thời gian cá chết, cá chết sẽ được lấy ra để tránh làm ảnh hưởng đến
môi trường nước trong bể thí nghiệm. Các yếu tố môi trường như nhiệt độ,
pH, DO đo ngày 2 lần/tuần và NO
2
-
, NO
3
-
và NH
3
đo định kỳ 10 ngày/lần và
đo trước khi cho thuốc vào bể.
3.4 Phương pháp phân tích
3.4.1 Cách lấy mẫu
Khối lượng cá được cân bằng cân điện tử có độ chính xác 0,001g
(Sartorius, Germany), đo chiều dài tổng bằng thước, chiều dài tổng được tính
từ mõm đến chót đuôi. Não được lấy từ đầu cá, chuyển sang đĩa petri sạch và
lạnh, máu cá đọng trên não được tách ra bằng cách lăn trên giấy thấm, não
được chứa trong eppendoft 1,5 ml. Cơ và gan cá cũng được đựng trong

eppendoft 1,5 ml, trữ lạnh ở -80
0
C cho đến khi phân tích.