Nghiên cứu lưu giữ và nhân nhanh giống thuần cà chua DT28 bằng kỹ thuật nuôi cấy in vitro pptx

NGHIÊN CỨU LƯU GIỮ VÀ NHÂN NHANH GIỐNG THUẦN
CÀ CHUA DT28 BẰNG KỸ THUẬT NUÔI CẤY IN VITRO
Trịnh Thị Thanh Hương
1
, Lê Thanh Nhuận
1
,
Lê Thị Liễu
1
, Nguyễn Ngọc Lan
1
,
Đặng Trọng Lương
1
, Đinh Văn Luyện
1
SUMMARY

Callus induction, micropropagation and in vitro conservation of tomato
Lycopersicon esculentum via cotyledon culture
Different growth regulators combinations were tested on the production of cotyledon callus in
tomato cultivar DT28. Calli were induced on media supplemented with 1.0mgL-α-
naphthaleneacetic acid (NAA), 0.5mgL-1 6-benzylaminopurine (BAP), or with 1.0mgL-1 2,4D plus
1.0mgL-1 NAA. The medium containing 0.5mgL-1 BAP and 1.0mgL-1 NAA produced the highest
calli frequency, and promoted plant regeneration by indirect organogenesis, when calli were
transferred to 1mgL-1 BAP and 1mgL-1 Zeatin. Plants regenerated reaches 3-4 cm in length were
transferred to the rooted medium supplemented with 1mgL-1IBA,, after two weeks in culture, plants
rooted with rate one handred percent. In addition, the The effects of sorbitol and manitol
concentrations and low temperature on in vitro conservation of tomato have been examined.
Sorbitol and manitol concentrations of 20 g 1-l and 20 g 1-l and temperatures of 20°C -23
o

C
revealed slow growth for 12 months in 68% of tomato samples survived
Keywords: DT28 tomato variety, growth regulators, α-naphthaleneacetic acid (α-NAA), 6-
benzylaminopurine (BAP), Kinetin, sorbitol, manitol, cotyledon.
I. ĐẶT VẤN ĐỀ
Cà chua (Lycopersicon esculentum) là
một trong những cây rau cao cấp chủ lực
được trồng ở hầu hết các nước trên thế giới
trong đó có Việt Nam. Cà chua giàu
vitamin A, C và chất xơ, không chứa
cholesterol (Hobson và Davies, 1971).
Trung bình 148 g cà chua chỉ chứa 35
calories và trong 100 g quả khô chứa xấp xỉ
20 - 50 mg lycopene. Lycopene là chất có
tác dụng chống oxi hoá bảo vệ con người
tránh được các gốc tự do làm phân huỷ các
tế bào của cơ thể, ngăn ngừa bệnh ung thư.
Phương pháp nuôi cấy mô thực vật đã
phát triển rộng rãi kể từ những năm 1930,
khi các nhà khoa học sử dụng kỹ thuật này
để nuôi cấy các tế bào. Gần đây việc nuôi
cấy mô được sử dụng cho nhiều mục đích
khác nhau như nhân nhanh cây giống thông
qua giai đoạn tạo callus, nuôi cấy bao phấn
để tạo dòng thuần, nuôi cấy lục lạp.
Công nghệ nuôi cấy mô tế bào thực vật
là công cụ hữu ích trong cải tiến cây trồng.
Đã có nhiều nghiên cứu về nuôi cấy mô cây
cà chua, trong đó phải kể đến là các nghiên
cứu tái sinh cây cà chua từ callus có nguồn

gốc từ lá thật và lá mầm hoặc nuôi cấy lát
mỏng (Compton và Veilleux, 1991;
Vnuchkova, 1977a, b; Hamza và Chupeau,
1993). Sự tái sinh in vitro thông qua phát
sinh các cơ quan và phát sinh phôi vô tính
đã được sử dụng trong nhân nhanh các
dòng, giống cà chua đồng nhất về mặt di
truyền. Sự tái sinh chồi từ rễ gần đây cũng
đã được nghiên cứu (Koornneeff và CS,
1993). Ngoài ra Faria và CS (1996) cũng đã
1
Viện Di truyền Nông nghiệp.
thành công trong việc tạo chồi từ callus có
nguồn gốc từ trụ dưới lá mầm và nuôi cấy
tế bào trần (Morgan và Cocking, 1982).
Bảo quản, lưu giữ in vitro các nguồn gen
đã có những bước tiến đáng kể từ năm 1975,
CIP đã góp phần phát triển kỹ thuật nuôi cấy
mô để bảo quản in vitro tập đoàn khoai tây
(Roca, 1975), khoai lang (Siguenas, 1987) và
cây cà chua (Toledo và cộng sự, 1994). Bảo
quản in vitro là phương pháp hiệu quả và hữu
hiệu nhất để phân loại các vật liệu vô tính.
Phương pháp này giúp các vật liệu trở nên
sẵn có, tránh được sự lây nhiễm các nguồn
bệnh chính và có khả năng loại trừ virus
thông qua nuôi cấy in vitro (Roca và cộng sự,
1979; George, 1993). Ngoài ra, phương pháp
bảo quản in vitro còn tiết kiệm hơn phương
pháp bảo quản lạnh sâu các loài sinh sản vô

tính sinh trưởng ngoài đồng ruộng
(Florkowski và Jarret,1990).
Việc nghiên cứu ứng dụng nuôi cấy
in vitro trong lưu giữ và nhân nhanh giống
cà chua đang là một vấn đề cần được quan
tâm nghiên cứu. Vì vậy chúng tôi thực hiện
nghiên cứu tái sinh cây cà chua và bảo quản
in vitro, phục vụ cho công tác nhân giống
và giữ giống.
II. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP
NGHIÊN CỨU
1. Vật liệu
Vật liệu là giống cà chua DT28 do
Trung tâm Thực nghiệm Sinh học nông
nghiệp công nghệ cao, Viện Di truyền
Nông nghiệp cung cấp.
2. ội dung nghiên cứu
Nghiên cứu các điều kiện thích hợp cho
nuôi cấy mô in vitro cây cà chua. Nghiên
cứu tạo callus, tái sinh cây và tạo rễ cây. Từ
đó đưa ra quy trình tái sinh cây cà chua. Cải
tiến chế độ nuôi cấy để lưu giữ các mẫu
giống cà chua nuôi cấy.
3. Phương pháp nghiên cứu
3.1. Khử trùng mẫu
Sử dụng các hợp chất HgCl
2
0,2% và
NaClO 5%. Hạt sau khi khử trùng được gieo
vào môi trường (I): MS (Murashige and

Skoog) + 8 g/l agar + 30 g/l đường. Theo dõi
sau 2-3 ngày nuôi cấy.
3.2. Các công thức môi trường nuôi cấy
Ký hiệu công thức
môi trường
BAP (mg/l) 2,4D (mg/l) NAA (mg/l) Số mẫu cấy
C1 0,5 0 1 1000
C2 1 0 1 1000
C3 1,5 0 1 1000
C4 2 0 1 1000
C5 0 1 1 1000
C6 0 1,5 1 1000
C7 0 2 1 1000
Công thức môi trường BAP (mg/l) Zeatin (mg/l) NAA (mg/l) Số mẫu cấy
C8 0,5 0,5 1000
C9 0,5 1 1000
C10 0,5 1,5 1000
C11 0,5
2
1000
C12 0,5 2,5 1000

3.3. Môi trường tạo callus từ lá mầm
cà chua
Cây con sau gieo hạt từ 7-10 ngày tuổi,
tách lá mầm và thân chuyển vào môi trường
tạo callus. Môi trường MS có bổ sung các
thành phần: 8 g/l agar + 30 g/l đường và các
phytohormon 2,4-D, BAP, NAA. Sau khoảng
2-3 tuần thì bắt đầu theo dõi và đánh giá kết

quả tạo callus của các môi trường khác nhau.
3.4. Môi trường tái sinh cây cà chua
Những callus được tạo thành có màu
xanh và xốp là những callus có khả năng tái
sinh thành cây và sẽ được chuyển sang môi
trường tái sinh cây. Môi trường tái sinh cây
là môi trường (I) và bổ sung một số
phytohormon như NAA, BAP và Zeatin.
Đánh giá tỷ lệ tái sinh cây và chất lượng
cây tái sinh.
3.5. Môi trường tạo rễ cà chua
Những cây tái sinh mà sinh trưởng và
phát triển tốt thì tiếp tục chuyển sang môi
trường tạo rễ. Môi trường tạo rễ cây là môi
trường bổ sung các phytohormon như
NAA, IBA. Đánh giá ảnh hưởng của môi
trường đến khả năng tạo rễ cây và khả năng
sinh trưởng của cây.
3.6. Phương pháp bảo quản, lưu giữ
cà chua in vitro
Bảo quản ngắn hạn dựa vào hàm lượng
đường sorbitol và manitol, chế độ chiếu sáng
1000 lux và nhiệt độ nuôi cấy 20-23
0
C.
III. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

1. ghiên cứu ảnh hưởng của thời gian
và các chất khử trùng đến khả năng nảy
mầm của hạt cà chua

Hạt cà chua được khử trùng bằng
HgCl
2
0,2% và NaOCl 5% trong 3 khoảng
thời gian khác nhau. Sau khi hạt gieo được
3-5 ngày, chúng tôi tiến hành theo dõi và
đánh giá hiệu quả của các chất khử trùng và
ảnh hưởng của chúng đến khả năng nảy
mầm của hạt. Kết quả thể hiện ở bảng 1.
Bảng 1. ghiên cứu ảnh hưởng của các chất khử trùng và thời gian xử lý
đến khả năng nảy mầm của hạt cà chua
HgCl
2
0,2% NaOCl 5%
Thời gian (phút) 10 12 15 15 20 25
Tỷ lệ nhiễm (%) 5 3 0 20 15 5
Tỷ lệ cây sống (%) 42 35 10 78 80 85
Tỷ lệ chết (%) 53 62 90 2 5 10

Qua bảng 1 cho thấy: Khi khử trùng
bằng HgCl
2
0,2% thì tỷ lệ cây sống tỷ lệ
nghịch với thời gian khử trùng, có nghĩa là
thời gian khử trùng tăng thì tỷ lệ cây sống
giảm. Mặc dù tỷ lệ nhiễm không cao nhưng
hạt bị chết nhiều, khả năng nảy mầm kém
nên tỷ lệ sống không cao. Ở nồng độ HgCl
2
0,2%, tỷ lệ cây sống đạt cao nhất là 42% ở

thời gian khử trùng là 10 phút. Trong khi đó
khử trùng bằng NaOCl 5% thì hiệu quả
ngược lại, tỷ lệ cây sống tăng theo chiều
tăng thời gian khử trùng. Ở nồng độ này tỷ
lệ cây sống đạt cao nhất là 85% với thời
gian khử trùng là 25 phút. Khi khử trùng
bằng NaOCl 5%, hạt cà chua bị nhiễm
khuNn và nm nhiu, tuy nhiên t l cây
sng li cao hơn khi kh trùng bng HgCl
2
0,2%. iu ó cho thy kh trùng bng
N aOCl 5% t hiu qu cao hơn so vi
HgCl
2
.
2. ghiên cứu ảnh hưởng của các chất
kích thích sinh trưởng đến khả năng tạo
callus từ lá mầm cà chua
Các mu lá mm 7-10 ngày tui và các
t thân ưc cy vào môi trưng to
callus.  thí nghim này, chúng tôi tin
hành nghiên cu nh hưng ca hai t hp
BAP + N AA và 2,4D + N AA n kh năng
to callus t mu lá mm và mu t thân.
2.1. Ảnh hưởng của tổ hợp BAP và
AA đến khả năng tạo callus cà chua
Các mu lá mm và t thân ưc cy
vào môi trưng có b sung BAP và N AA.
Sau hai tun nuôi cy, theo dõi và ánh giá
kh năng to callus và s phát sinh hình

thái ca mu nuôi cy. Kt qu ưc th
hin  bng 2.
Bảng 2. Ảnh hưởng của tổ hợp BAP và AA đến khả năng tạo callus cà chua
Công thức
môi
trường
Mô lá Mô thân
Tỷ lệ tạo
callus (%)
Tỷ lệ tạo
chồi (%)
Tỷ lệ mẫu
chết (%)
Tỷ lệ tạo
callus (%)
Tỷ lệ tạo
chồi (%)
Tỷ lệ mẫu
chết (%)
C1 50 2 48 75 5 20
C2 39 5 56 56 12 32
C3 21 0 79 43 27 30
C4 15 0 85 35 46 19

Theo kt qu ca bng 2, ta thy khi
tăng nng  BAP t 0,5 mg/ml n 2
mg/ml thì t l to callus gim dn. i vi
mu lá, khi cy vào môi trưng to callus
thì mu cht nhiu, t l to callus t cao
nht là 50% (Môi trưng MS b sung 0,5

mg/ml BAP và 1 mg/ml NAA. Trong khi
đó, mô thân tạo callus đạt tỷ lệ cao hơn so
với mô lá. Cũng ở môi trường C1, mô thân
đạt tỷ lệ tạo callus cao nhất là 75%. Như
vậy để tạo callus cà chua nên sử dụng lá
mầm và cấy trong môi trường có bổ sung
0,5 mg/ml BAP và 1 mg/ml NAA.


A B
Ảnh 1A: Callus tạo thành trên môi trường có bổ sung BAP và NAA
Ảnh 1B: Callus tạo thành trên môi trường có bổ sung 2,4D và NAA
2.2. Ảnh hưởng của tổ hợp 2,4D và
AA đến khả năng tạo callus cà chua
Tương tự như với tổ hợp BAP + NAA, ở
thí nghiệm này chúng tôi cũng tiến hành tạo
callus từ hai nguồn mẫu đó là mô lá và mô
thân. Nồng độ 2,4D được bổ sung vào môi
trường theo dải gradient là từ 1-1,5-2 mg/ml,
còn NAA giữ nguyên ở nồng độ 1 mg/l.
Bảng 3. Ảnh hưởng của tổ hợp 2,4D và AA đến khả năng tạo callus cà chua
Công thức
môi trường
Mô lá Mô thân
Tỷ lệ tạo
callus (%)
Tỷ lệ tạo chồi
(%)
Tỷ lệ mẫu
chết (%)

Tỷ lệ tạo
callus (%)
Tỷ lệ tạo chồi
(%)
Tỷ lệ mẫu
chết (%)
C5 15 0 85 35 0 65
C6 21 0 79 41 0 59
C7 30 0 70 56 0 44

Kt qu thu ưc  bng 3 cho thy: T
l to callus ca mu cy t l thun vi
nng  2,4D. Có nghĩa là khi tăng nng 
2,4D thì các mu có xu hưng to callus
càng cao.  môi trưng có b sung 2 mg/ml
2,4D + 1 mg/l NAA, mẫu tạo callus đạt tỷ lệ
cao nhất là: 30% (đối với mô lá) và 56% (đối
với mô thân). Tuy nhiên, tỷ lệ tạo callus khi
bổ sung 2,4D + NAA lại không cao bằng
môi trường có bổ sung BAP + NAA. Mặt
khác, các callus hình thành trên các môi
trường này không tơi xốp, trắng vàng như
trên môi trường có bổ sung BAP và NAA.
Như vậy, môi trường tốt nhất để tạo callus
cà chua là môi trường có bổ sung 0,5 mg/l
BAP + 1 mg/l NAA (môi trường C1).
3. Ảnh hưởng của các chất kích thích
sinh trưởng đến khả năng tái sinh cây cà
chua từ callus
Đối với thí nghiệm tái sinh cây cà chua,

những callus đẹp, có màu xanh, có khả năng
tái sinh tốt sẽ được chuyển sang môi trường
tái sinh. Môi trường tái sinh callus cà chua
có chứa thành phần cơ bản của MS và bổ
sung một số phytohormon. Sau 3 tuần
chuyển sang môi trường thí nghiệm, bắt đầu
theo dõi và đánh giá hiệu quả tái sinh callus.
Bảng 4. Ảnh hưởng các chất kích thích sinh trưởng đến khả năng tái sinh cây cà chua
từ callus
Công thức
môi trường
Tỷ lệ tái sinh (%) Hình thái callus
C8 68 Callus có màu xanh, bắt đầu xuất hiện chồi
C9 87 Callus có màu xanh, bắt đầu xuất hiện chồi
C10 11 Callus lúc đầu có màu xanh, sau phát triển to hơn, xốp hơn và có
màu xám
C11 8 Callus lúc đầu có màu xanh, sau có màu xám
C12 12 Callus có màu xanh, phát triển to hơn, chuyển màu xanh nhạt

Qua kt qu bng 4 thy rng mu
callus tái sinh tt nht trên môi trưng có
b sung 1 mg/l Zeatin và 0,5 mg/l BAP, còn
trên các môi trưng khác t l tái sinh ca
callus rt kém và mu thí nghim thm chí
còn b cht dn. Những đánh giá của nghiên
cứu này trùng khớp với nhận xét của
Koornneeff và CS (1993). Ngoài ra, chúng
tôi còn nghiên cứu ảnh hưởng của tổ hợp
Zeatin và BAP đến nhân nhanh chồi, kết
quả này được nêu lên trong bảng 5.

Ảnh 2. Sự phân hoá và phát sinh chồi trên môi trường tái sinh
Bảng 5. Ảnh hưởng của tổ hợp Zeatin và BAP đến nhân nhanh chồi sau 7 tuần nuôi cấy
CT
Chất ĐTST (mg/l môi
trường)
HSN
(lần)
Chiều cao
chồi (cm)
Số lá/chồi
(lá)
Hình thái chồi
Zeatin BAP
1 (Đ/C) 0 0 1 2,21 1,5 Chồi nhỏ, lá nhỏ, thân lá xanh nhạt
C8 0,5 0,5 1,82 5,16 2,6 Thân nhỏ, lá nhỏ, thân lá xanh nhạt
C9 1 0,5 4,93 3,84 4,3 Thân trung bình, lá nhỏ, xanh nhạt
C10 1,5 0,5 4,29 4,09 3,7 Thân nhỏ, lá trung bình, xanh nhạt
C11 2 0,5 3,46 4,44 3,0 Thân nhỏ, lá trung bình, xanh nhạt
C12 2,5 0,5 2,59 4,97 2,1 Thân nhỏ, lá trung bình, xanh nhạt
LSD (5%) 0,12 0,12 0,15

Các s liu  bng 5 cho thy:
Ngoài công thức đối chứng có số chồi
không tăng, các công thức còn lại đều có số
chồi tăng lên rõ rệt, tuy nhiên mức độ tăng
có khác nhau. Động thái đẻ chồi của công
thức C9 (1 mg/l Zeatin + 0,5 mg/l BAP)
luôn có sự vượt trội ngay từ những tuần đầu.
Ở thời điểm 7 tuần sau nuôi cấy, số chồi ở

công thức này đã lên đến 141,3 chồi và đạt
hệ số nhân cao nhất (4,93 lần). Trong số các
công thức thí nghiệm có bổ sung Zeatin và
BAP thì công thức C12 (2,5 mg/l Zeatin +
0,5 mg/l BAP) có hệ số nhân chồi thấp nhất
(1,82 lần). Chất lượng chồi ở tất cả các công
thức còn lại nhìn chung không cao, thân chồi
từ nhỏ đến trung bình, kích thước lá cũng
nhỏ, số lá từ ít đến trung bình. Tuy nhiên,
các chồi ở công thức C9 có biểu hiện sinh
trưởng tốt hơn 5 công thức còn lại. Công
thức có chiều cao chồi trung bình cao nhất là
công thức C12 (5,16 cm), thấp nhất là công
thức C9 (3,84 cm) (không kể công thức đối
chứng). Số lá trung bình nhiều nhất ở công
thức C9 (4,3 lá/chồi), ít nhất ở công thức
C12 (2,1 lá/chồi). Mầu sắc thân lá chồi của
các công thức đều kém, nhạt hơn nhiều so
với giống. Tóm lại, công thức C9 với hàm
lượng chất điều tiết sinh trưởng là 1 mg/l
Zeatin + 0,5 mg/l BAP là công thức nhân
nhanh chồi tốt nhất trong số các công thức
thí nghiệm, biểu hiện là hệ số nhân cao nhất
và chất lượng chồi cũng tốt nhất.
4. Ảnh hưởng của AA và IBA đến khả
năng tạo rễ cây cà chua
Thí nghiệm tạo rễ cây cà chua được thực
hiện đối với các chồi tái sinh. Môi trường thí
nghiệm ra rễ cũng có chứa các thành phần
cơ bản của MS và bổ sung các phytohormon

khác nhau. Kết quả thu được ở bảng 6 cho
thấy: môi trường có bổ sung IBA cho khả
năng ra rễ tốt hơn NAA. Các mẫu cấy trên
môi trường bổ sung 1 mg/l IBA tỷ lệ ra rễ
100%, trong khi đó môi trường bổ sung
1mg/l và 2mg/ml NAA chỉ ra rễ cao nhất là
19% (đối với mẫu chồi ngọn, chồi tái sinh)
và 9% (đối với mẫu chồi thân).
Bảng 6. Ảnh hưởng AA và IBA đến khả năng ra rễ cây cà chua
Công thức
môi trường

Chồi ngọn, chồi tái sinh Chồi thân
Tỷ lệ

ra rễ (%)

Hình thái
cây
Hình thái
rễ
Tỷ lệ
ra rễ (%)

Hình thái
cây
Hình thái
rễ
C14 13 Không tạo chồi ngọn Có nhiều rễ, rễ ngắn

7 Tốt Nhiều rễ, rễ ngắn

C15 17 Không tạo chồi ngọn Có nhiều rễ, rễ ngắn

9 Tốt Nhiều rễ, rễ ngắn

C16 100 Có tạo chồi ngọn Nhiều rễ, rễ dài 100 Tốt Nhiều rễ, rễ dài
C17 100 Có tạo chồi ngọn Nhiều rễ, rễ dài 100 Tốt Nhiều rễ, rễ dài

Qua kt qu bng 6 thy rng, cà chua ra
r tt trên môi trưng có cha IBA và thi
gian bt u cm ng r nhanh hơn so vi
môi trường chứa NAA. Tuy nhiên những
chồi cho cảm ứng rễ trên môi trường có
NAA có rất nhiều rễ, rễ ngắn nhưng khoẻ.
Vì vậy môi trường tốt nhất để tạo ra cây cà
chua là môi trường có bổ sung 1 mg/ml IBA.


Ảnh 3. Cây cà chua trên môi trường ra rễ
5. ghiên cứu bảo quản, lưu giữ cà chua
in vitro ngắn hạn
ây là nhng quy trình hoàn thin  vi
nhân ging và bo qun cây cà chua (Toledo
và cng s, 1994). Các mu ging em vào
lưu gi ưc xác nh là các mu ã tái sinh
nhưng dưi dng chi. K thut bo qun
in vitro ngn hn tp oàn cà chua ca nghiên
cu này ưc trình bày sau ây. Các mu b
sung ưc bo qun trong môi trưng b

sung 1,5% và 2% sorbitol và 2% manitol 
nhit  20-23
o
C và cưng  ánh sáng
1000 lux. Phương pháp này giúp kéo dài thi
gian bo qun cà chua 6 tháng-12 tháng mà
không cn cy chuyn (bng 7).

Bảng 7. Tỷ lệ mẫu sống sót sau 12 tháng lưu giữ in vitro
Số tháng 2% sorbitol và 2% manitol 1,5% sorbitol và 2% manitol

2% sorbitol
3 100 100 100
6 90 85 72
8 75 72 62
10 70 65 54
12 68 56 43
18 46 41 34

T¹p chÝ khoa häc vµ c«ng nghÖ n«ng nghiÖp ViÖt Nam
8
Cà chua là cây trng nhit i nên thưng mt kh năng phát trin trong iu kin nhit
 thp hơn iu kin nhit  cn thit cho s phát trin ngoài ng rung. Tuy nhiên cây
cà chua vn có kh năng sinh trưng  nhit  thp hơn mt vài  C vi iu kin nhit
 thông thưng. Cây cà chua ưc trng  nhit  dưi 15
o
C trong thi gian dài ã cho
thy nhng tác ng bt li như s phenol hoá hay s cht hoi (Desamero, 1990). Nghiên
cứu của các tác giả đã chỉ ra rằng nhiệt độ từ 16-18
o

C kéo dài thời gian bảo quản tối đa là 1
năm trong môi trường bổ sung sorbitol 2%. Tuy nhiên các tác động bất lợi xuất hiện ở 25%
mẫu giống cà chua in vitro. Nhiệt độ từ 18-21
o
C cũng đã được thí nghiệm. Môi trường nuôi
cấy chứa 2% sorbitol bảo quản ở nhiệt độ từ 23-25
o
C, cường độ chiếu sáng 3000 lux
(Lizarraga và cộng sự, 1990) đã duy trì thành công tập đoàn cà chua trong vòng 6 tháng
không cần cấy chuyển. Mới đây, một môi trường mới chứa 2% sorbitol và 2% mannitol đã
được kiểm tra sử dụng để lưu giữ giống cà chua DT28. Tỉ lệ sống của chúng là 90% sau 6
tháng bảo quản và số mẫu sống sót tối thiểu là 68% (bảng 7). Việc thống kê với vài trăm
mẫu đưa vào của các giống khác cũng đang được tiến hành.
IV. KẾT LUẬN
Qua những kết quả nghiên cứu trình bày ở trên, chúng tôi rút ra những kết luận dưới
đây:
1. Hiệu quả khử trùng tốt nhất là sử dụng NaOCl 5% trong thi gian 25 phút.
2. Nguồn mẫu tốt nhất để tạo callus là lá mầm và môi trường cho khả năng tạo callus
tốt nhất là C1 (có bổ sung 0,5 mg/ml BAP và 1 mg/ml NAA).
3. Môi trường tái sinh cây từ callus thích hợp nhất là C9 (bổ sung 0,5 mg/l BAP và 1
mg/l zeatin).
4. Môi trường ra rễ thích hợp nhất là bổ sung 1 mg/l IBA.
5. Kỹ thuật lưu giữ cà chua in vitro được xác định là môi trường nuôi cấy bổ sung 2%
Sorbitol và 2% Manitol, chế độ chiếu sáng duy trì ở 1000 lux và nhiệt độ thích hợp 20-
23
0
C
TÀI LIỆU THAM KHẢO
1. PGS.TS. Lê Duy Thành, 2001. Cơ sở di truyền chọn giống thực vật. NXB. Khoa học và
Kỹ thuật, 260 trang.

2. guyễn Văn Thắng, Trần Khắc Thi, 2000. Sổ tay người trồng rau, NXB. Nông nghiệp.
3. Đỗ ăng Vịnh, 2005. Công nghệ thực vật tế bào ứng dụng, NXB. Nông nghiệp, 252
trang.
4. Bhatia B., Ashwath ., Senaratna T. và Midmore D., 2004. “Tissue culture studies of
tomato”, Plant cell, tissue and organ culture, 78.
5. Brasileiro A.C., Willadino L., Carvalheiro G. và Guerra M., 1999. “Callus induction
and plant regeneration of tomato via anther culture”, Ciência Rural, Santa Maria, 29
(4), p919-623.
6. Jozef Gubis Z., Lajchová Z., Faragó J., Zureková Z., 2004. “Effect of growth regulators
on shoot induction and plant regeneration in tomato (Lycopersicon Esculentum Mill)”,
Biologia, Bratislava, p. 405-408.
7. Jose´ M. Seguı´-Simarro* and Fernando uez, 2007. “Embryogenesis induction,
callogenesis, and plant regeneration by in vitro culture of tomato isolatedmicrospores
and whole anthers”, Journal of Experimental Botany, P1-14.
T¹p chÝ khoa häc vµ c«ng nghÖ n«ng nghiÖp ViÖt Nam
9
8. Rhaman M., Asaduzzaman M., ahar . và Bari M A., 2006. “Efficient plant
regeneration from cotyledon and midrib dirived callus in eggplant (Solanum
melongena L.)”, Bio-sci, p31-38.
gười phản biện: Trần Duy Quý