Nghiên cứu quy trình tái sinh in vitro cây dưa hấu

Tạp chí Công nghệ Sinh học 8(3B): 1353-1359, 2010
1353
NGHIÊN CỨU QUY TRÌNH TÁI SINH IN VITRO CÂY DƯA HẤU (CITRULLUS
LANATUS THUMB.)

Nguyễn Thị Thanh Nga
1,2
, Nguyễn Tường Vân
2
, Chu Hoàng Hà
2
, Lê Trần Bình
2

1
Trường Đại học Tây Bắc
2
Viện Công nghệ sinh học
TÓM TẮT

Quy trình tái sinh cây in vitro hiệu quả cho cây dưa hấu thông qua mô sẹo hoặc trực tiếp từ lá mầm đã
được thử nghiệm trong nghiên cứu này. Vật liệu khởi đầu được sử dụng là lá mầm 4-5 ngày tuổi. Các mảnh lá
mầm được kích thích tạo mô sẹo hoặc hình thành chồi và cụm chồi trên môi trường MS có bổ sung các chất
kích thích sinh trưởng với nồng độ khác nhau. 2.4D không có khả năng kích thích tạo mô sẹo từ mảnh lá mầm
dưa hấu. Tỷ lệ tạo cụm chồi cao nhất thu được trên môi trường MS có bổ sung 0,5 mg/l IBA và 1,5 mg/l BAP.
Sau 6 tuần các cụm chồi tái sinh được chuyển sang môi trường kéo dài chồi (MS bổ sung 580 mg/l MES,
0,1mg/l IBA, 0,5 mg/l GA3) trong 2 tuần. Những chồi có kích thước >1cm sẽ hình thành rễ sau 3 đến 4 tuần
trên môi trường tạo rễ (MS, 0,1mg/l IBA). Các cây hoàn chỉnh sau giai đoạn tạo rễ sẽ được chuyển ra bầu trấu
hun để thích ứng dần với điều kiện môi trường.
Từ khóa: dưa hấu, tái sinh cây in vitro, lá mầm, cụm chồi
MỞ ĐẦU

Dưa hấu (Citrullus lanatus Thumb.) là cây trồng
quan trong thuộc họ bầu bí, có nguồn gốc từ châu
Phi và Nam châu Á. Quả dưa hấu có giá trị dinh
dưỡng và thương mại cao, có thể dùng ăn trực tiếp,
làm salad, nước ép, kẹo và ăn hạt. Ở vùng sa mạc,
người ta sử dụng dưa hấu như một nguồn cung cấp
nước cho cơ thể (Sultana et al., 2003). Giá trị dinh
dưỡng của dưa hấu không chỉ bởi vị ngọt, mát của nó
mà còn vì quả dưa hấu chứa một hàm lượng lớn chất
xơ, nhiều loại vitamin khác nhau và khoáng chất, hạt
dưa hấu rất giàu chất béo và protein (Wehner et al.,
2008; Sultana et al., 2003; Compton, 2004). Hiện
nay, dưa hấu được trồng phổ biến ở vùng nhiệt đới
và cận nhiệt đới, trong đó quá nửa diện tích được
trồng ở vùng Đông Nan Á, châu Phi, vùng biển
Caribê và miền Nam nước Mỹ (Sultana et al., 2003;
Wehner et al., 2008; Wehner et al., 2003)
Việc xây dựng quy trình tái sinh cây in vitro là rất
cần thiết cho việc ứng dụng công nghệ sinh học trong
cải tiến giống dưa hấu, đặc biệt trong việc nâng cao
khả năng chống sâu bệnh hại. Đã có một vài nghiên
cứu thông báo về quy trình tái sinh cây dưa hấu để tạo
giống sạch bệnh cũng như tạo nguyên liệu cho chuyển
gen. Nhìn chung các quy trình đều bao gồm 3 giai
đoạn: giai đoạn tạo chồi bằng cách nuôi cấy các mảnh
lá mầm trên môi trường nuôi cấy có bổ sung
cytokinin, giai đoạn kéo dài chồi bằng cách chuyển
các chồi hoặc cụm chồi sang môi trường có nồng độ
cytokinin thấp; giai đoạn thứ 3 là giai đoạn tạo rễ cho
chồi bằng cách chuyển các mồi sang môi trường có

nồng độ auxin thấp hoặc môi trường không có chất
kích thích sinh trưởng (Sultana et al., 2003, 2004;
Ganasan et al., 2010; Krug et al., 2005; Pirinc et al.,
2003; Chaturvedi et al., 2001). Tuy nhiên, so với các
loại cây trồng khác trong họ bầu bí như dưa chuột, …
thì việc nuôi cấy mô ở dưa hấu ít được quan tâm hơn
(Dong, Jia, 1991; Sultana et al., 2003).
Ở Việt Nam, những nghiên cứu về dưa hấu tập
trung chủ yếu vào các biện pháp nông học nhằm
nâng cao năng suất, chất lượng dưa hấu (Trần
Đình Nguyễn, Trần Thị Ba, 2008), so sánh các chỉ
tiêu năng xuất, chất lượng của các giống dưa hiện
có tại Việt Nam (Trần Thị Ba, Võ Thị Bích Thủy,
2004), nghiên cứu các yếu tố ảnh hưởng đến quá
trình thu hoạch và bảo quản dưa hấu (Lê Văn Việt
Mẫn, Trần quốc Huy, 2008). Một vài nghiên cứu
ứng dụng nuôi cấy mô trong việc nhân nhanh các
giống dưa hấu tam bội hoặc dưa hấu lai F1 phục
vụ cho công tác giống cũng đã được tiến hành
(Nguyễn Thị Phương Thảo et al., 2010; Lâm Ngọc
Phương et al., 2005; 2006). Tuy nhiên, việc tái
sinh cây dưa hấu thông qua nuôi cấy mô ở Việt
Nam hiện nay vẫn chưa được quan tâm nghiên cứu
nhiều. Vì thế, nghiên cứu này được thực hiện với
mục đích xây dựng được quy trình tái sinh in vitro
để phục vụ cho công tác nhân giống và chuyển
gen vào cây dưa hấu.
VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP
Vật liệu nghiên cứu
Hạt dưa hấu dùng trong thí nghiệm của chúng tôi

được thu từ Dòng 1 có nguồn gốc địa phương (Bình
Thuận), quả có vỏ đen, tròn, to, ruột đỏ và Dòng 2 có
nguồn gốc từ giống F1-Tiểu Long – Thăng Long,
quả có vỏ xanh, hình oval, to, ruột đỏ và con lai ở
thế hệ F9 (cho tự thụ phấn) của hai dòng trên.
Chuẩn bị mẫu cấy
Hạt dưa hấu được khử trùng bề mặt bằng cồn
70% trong 1 phút, sau đó ngâm trong dung dịch
Javel 40% trong 15 phút rồi rửa lại 3 lần bằng nước
cất khử trùng. Hạt đã khử trùng bề mặt được bóc vỏ
rồi tiếp tục khử trùng bằng cồn 70% trong 1 phút,
Javel 5% trong 5 phút rồi cho nảy mầm trên môi
trường MS trong tối ở 28
0
C.
Cảm ứng đa chồi và tái sinh cây
Thí nghiệm được tiến hành trên môi trường nuôi
cấy MS có bổ sung các chất kích thích sinh trưởng
khác nhau, được trình bày trong bảng 1.
Lá mầm 3 - 7 ngày tuổi được cắt với kích thước
khoảng 1 – 2 mm
2
(chỉ lấy phần gần gốc lá mầm) và
đặt lên môi trường cảm ứng tạo mô sẹo hoặc môi
trường tái sinh. Sau 6 tuần, các chồi đơn hoặc các
cụm chồi tái sinh được chuyển sang môi trường kéo
dài chồi hoặc môi trường ra rễ (đối với những chồi
có kích thước lớn, khỏe mạnh). Sau khi tạo rễ, các
cây hoàn chỉnh sẽ được chuyển ra giá thể trấu hun
nuôi cấy trong buồng sinh trưởng và chuyển ra nhà

lưới. Hiệu quả của các giai đoạn được đánh giá dựa
trên tỷ lệ (%) tạo mô sẹo, tái sinh chồi, số chồi trên
mảnh lá.

Bảng 1. Thành phần môi trường thử nghiệm.

Tên môi trường Thành phần môi trường
Môi trường cảm ứng tạo mô sẹo MS bổ sung: 0,0; 2,0 và 2,5 mg/l 2,4-D
Môi trường tái sinh chồi

MS bổ sung: 0,5 mg/l IBA và BAP với các nồng độ khác nhau:
0,0; 0,5; 1,0; 1,5; 2,0; 2,5; 3,0; 3,5; 4,0; 7,0; 9,0 mg/l.
Và MS bổ sung 0,5 mg/l IBA, 1,5 mg/l BAP và NAA với các nồng
độ 0,1; 0,2 mg/l.
Môi trường kéo dài chồi
MS bổ sung 0,1 mg/l IBA, 580 mg/l MES và GA3 với các nồng
độ: 0,0; 0,3; 0,5; 0,7 mg/l.
Môi trường ra rễ
MS bổ sung: 0,0; 0,1; 0,3; 0,5 mg/l IBA
½ MS bổ sung 0,1 mg/l IBA

KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN
Khả năng cảm ứng tạo mô sẹo của lá mầm
Khả năng cảm ứng tạo mô sẹo của lá mầm được
khảo sát trước hết trên môi trường có bổ sung 2,4-D
với 3 nồng độ khác nhau 0,0; 2,0 và 2,5mg/l. Kết quả
cho thấy ở cả 3 công thức thí nghiệm, tất cả các mảnh
lá mầm của cả 2 dòng dưa hấu đều không tạo được
mô sẹo, các mảnh lá mầm có tăng trưởng về kích
thước nhưng mức độ tăng trưởng không đáng kể, mẫu

cấy có màu vàng và bị chết sau khoảng 3 – 4 tuần
nuôi cấy. Ở nồng độ 2,0 mg/l và 2,5 mg/l, các mảnh lá
mầm tăng trưởng chậm hơn và chết sớm hơn so với
công thức đối chứng, hầu hết chúng chỉ đạt kích thước
tương đương với ½ kích thước ở các mẫu đối chứng.
Kết quả này hoàn toàn trái ngược với kết quả của
Sultana và đồng tác giả (2004), khi thông báo có tới
75 và 100% mảnh lá tạo mô sẹo trên môi trường có
2,0 và 2,5mg/l 2,4-D. Theo các nghiên cứu của
Compton và đồng tác giả (2004), Nikam và đồng tác
giả (2009) về ảnh hưởng tác động của 2,4-D và BA
hoặc Kn đến sự phát sinh callus và tái sinh chồi dưa
hấu thì việc bổ sung thêm 2,4-D với một hàm lượng
nhất định có tác dụng làm cho việc phát sinh mô sẹo
được dễ dàng hơn nhưng những chồi thu được lại quá
ngắn. Như vậy, khi bổ sung 2,4-D vào môi trường
nuôi cấy các mẫu dưa hấu nói trên không những
không tạo được mô sẹo mà còn kìm hãm sự phát triển
của các mảnh cấy.
Khả năng tái sinh chồi và cụm chồi
Ảnh hưởng của tuổi lá mầm đến quá trình tái sinh chồi
Trong quá trình nuôi cấy, bên cạnh việc bổ sung
hợp lý các chất điều tiết sinh trưởng vào môi trường
Tạp chí Công nghệ Sinh học 8(3B): 1353-1359, 2010
1355
(Krug et al., 2005) thì tuổi của lá mầm (Srisvastava
et al., 1989) và phương pháp lấy mẫu cấy (Compton,
Gray, 1993, Compton, 1999) cũng là những yếu tố
quan trọng, quyết định đến khả năng tái sinh ở dưa
hấu. Vì thế, chúng tôi đã tiến hành thí nghiệm trên

tuổi lá mầm khác nhau. Mảnh lá mầm 3, 5, 7 và 9
ngày tuổi được đặt lên môi trường tái sinh có bổ
sung 1,5 mg/l BAP và 0,5 mg/l IBA. Tỷ lệ lá mầm
tái sinh chồi được quan sát sau 6 tuần, và được thể
hiện trong bảng 4.
Rõ ràng, có khác biệt khá rõ về ảnh hưởng của
tuổi lá mầm đến khả năng tái sinh thành chồi. Lá
mầm 5 ngày tuổi cho hiệu quả tái sinh thành chồi cao
nhất. Phần gần gốc lá mầm cho số lượng chồi tái
sinh nhiều hơn phần gần ngọn lá mầm. Kết quả này
cũng phù hợp với các công bố trước đây về việc lựa
chọn các lá mầm dưa hấu 5 ngày tuổi để tạo chồi in
vitro (Pirinc et al., 2003; Dong, Jia, 1991). Tuy
nhiên, theo nhiều tác giả thì việc nuôi cấy các mảnh
lá mầm dưới 5 ngày tuổi mới cho hiệu quả tái sinh
cao nhất, bởi chúng phản ứng tích cực và hiệu quả
hơn đối với các kích tố ngoại sinh (Choi et al., 1994;
Compton ,1999; Krug et al., 2005).

Bảng 4. Ảnh hưởng của tuổi lá mầm tái sinh chồi.

Tuổi lá
mầm (ngày)
Dòng 1 Dòng 2
Số mảnh
cấy
Số mảnh tái sinh
thành chồi
Tỷ lệ (%)
Số mảnh

cấy
Số mảnh tái sinh
thành chồi
Tỷ lệ (%)
3 30 8 26,7 30 8 26,7
5 30 11 36,7 30 14 46,6
7 30 10 33,3 30 9 30,0
9 30 5 16,7 30 6 20,0

Ảnh hưởng của các chất kích thích sinh trưởng
đến quá trình tái sinh chồi
Trên môi trường không có chất kích thích sinh
trưởng, tất cả các mẫu nuôi cấy đều không tạo được
mô sẹo hoặc tạo chồi và chết sau 4 tuần nuôi cấy. Sự
có mặt của BAP và IBA với các nồng độ khác nhau
kích thích tạo chồi với tỷ lệ khác nhau. Tỷ lệ tái sinh
giao động từ 13,3%– 44,6% (Dòng 1) và từ 18,4% –
56,7% (Dòng 2). Tuy nhiên, tỷ lệ các mảnh lá mầm tái
sinh tạo được chồi cao nhất ở cả 2 dòng dưa hấu lại ở
công thức chứa 1,5 mg/l BAP (Bảng 2) và số chồi
trung bình ở công thức 1,5 mg/l BAP cũng là cao nhất
đối với cả 2 dòng dưa (4 hoặc 5 chồi/ mẫu). Kết quả
này phù hợp với nhiều công bố khẳng định rằng việc
tái sinh chồi từ các mảnh lá mầm dưa hấu là tốt nhất
trên môi trường MS có bổ sung từ 1 – 2 mg/l BAP
(Ganasan, Huyop, 2010; Pirinc et al., 2003; Wang
Chun-xia et al., 1997; Choi et al.,1994; Park et
al.,2005; Krug et al.,2005), nhưng lại trái ngược với
kết quả tái sinh chồi của Nguyễn Thị Phương Thảo và
đồng tác giả (2010). Theo tác giả này, khi sử dụng

BAP (1,5 mg/l) thì 100% mẫu lá tạo mô sẹo nhưng lại
không tạo được chồi. Điều này có thể là do ảnh hưởng
của các giống sử dụng khác nhau.
Khi nồng độ BAP tăng lên từ 4,0; 7,0 và 9,0
mg/l BAP, thì tỷ lệ các mảnh lá mầm tái sinh thành
chồi giảm rõ rệt trong khi tổng số mảnh lá tái sinh
vẫn rất cao. Như vậy, có thể thấy rằng nồng độ BAP
cao sẽ kích thích các mảnh lá tái sinh thành cụm lá
nhiều hơn tái sinh thành chồi.
Ở các công thức tái sinh có bổ sung NAA, hầu hết
các mảnh lá mầm đều tạo được mô sẹo nhưng mô sẹo
cứng và có mầu trắng hơn so với công thức không có
NAA. Thêm vào đó, 60 – 70% các mảnh lá tạo rễ to, sần
sùi, cứng thay vì tạo chồi. Như vậy, sự kết hợp đồng
thời giữa IBA, BAP và NAA đã kìm hãm quá trình tái
sinh cây từ mô sẹo và kích thích quá trình tạo rễ, giống
như kết quả nghiên cứu của Krug và đồng tác giả
(2005). Srisvastava và đồng tác giả (1989) khẳng định
khả năng tái sinh chồi từ các mảnh lá mầm dưa hấu
giảm đáng kể khi bổ sung NAA hoặc IAA trong môi
trường nuôi cấy. Tuy nhiên, theo Sultana và đồng tác giả
(2004) khi nghiên cứu ảnh hưởng tác động của các chất
kích thích sinh trưởng đến quá trình tái sinh chồi của
dưa hấu Citrullus lanatus Thumb. thì việc kết hợp giữa
1,0 mg/l BAP và 0,2 mg/l NAA lại cho kết quả tái sinh
cao nhất (70%) so với các công thức còn lại.
Kết quả kích thích kéo dài chồi
Việc chuyển các chồi dưa hấu tái sinh từ lá mầm
sang môi trường kéo dài chồi ít được quan tâm
nghiên cứu, có thể do chúng có thể có khả năng tự

vươn cao trong môi trường MS như được đề cập
trong một số nghiên cứu (Shalaby et al.,2008;
Compton et al.,1996; Ganasan et al.,2010). Tuy
nhiên, trong một vài công trình nghiên cứu về quy
trình tái sinh và chuyển gen vào dưa hấu, vấn đề này
được cho là cần thiết để có thể thu được các cây tái
sinh có sức sống cao hơn (Wang Chun-xia et
al.,1997; Compton et al.,1999).
Các chồi tái sinh 6 tuần tuổi của dòng dưa hấu
số 2 được chuyển sang môi trường kéo dài chồi có
chứa 0,1 mg/l IBA và các nồng độ khác của GA3
trong 2 tuần. Nhìn chung với các chồi khỏe (cao
>1cm, mập mạp) khi chuyển sang môi trường MS
không có chất kích thích sinh trưởng vẫn phát triển
rất tốt, cây lớn nhanh, khỏe, xanh tốt. Còn những
chồi có kích thước nhỏ (<1cm), khi đưa sang các
môi trường kéo dài chồi khác nhau thì sự kích thích
kéo dài có sự khác biệt khá rõ rệt. Kết quả được thể
hiện qua bảng 5.
Đối với công thức môi trường chỉ có MS thì hầu
hết chồi phát triển chậm hơn so với trên môi trường
có bổ sung GA3. Ở nồng độ 0,5 mg/l GA3, các chồi
phát triển về chiều cao khá đồng đều, cây xanh tốt,
một số cây có rễ, còn đối với nồng độ 0,7 mg/l GA3,
dù thống kê về sự kéo dài chồi không khác biệt so
với nồng độ 0,5 mg/l GA3 nhưng các chồi phát triển
không đồng đều, lá cây có mầu vàng và số chồi có rễ
ít hơn. Kết quả trên cũng phù hợp với kết quả mà
Cho et al., (2008) đã công bố rằng chồi được kéo dài
tốt nhất trên môi trường có bổ sung 0,1 mg/l IBA,

0,5 mg/l GA
3
và 580 mg/l MES.

Bảng 2. Ảnh hưởng của các chất kích thích sinh trưởng đến quá trình phát sinh chồi.

Môi trường:
MS + 0,5 IBA
Số mảnh lá mầm
Số mảnh tái
sinh
Tỷ lệ tái sinh (%)
Tỷ lệ số mảnh
cho chồi (%)
Số chồi trung
bình
D1 D2 D1 D2 D1 D2 D1 D2 D1 D2
+0,0 BAP 38 39 0 0 0 0 0 0 0 0
+0,5 BAP 80 47 22 11 22,5 23,4 25,0 23,4 3 3
+1,0 BAP 94 80 31 30 33,0 37,5 31,9 35,0 3 5
+1,5 BAP 73 69 29 33
39,7
47,8
38,4 45,0 4 5
+2,0 BAP 97 60 37 34 38,1
56,7
36,1 41,7 4 4
+2,5 BAP 94 59 38 25 40,4 42,4 35,1 30,5 3 3
+3,0 BAP 99 102 39 45 39,4 44,1 31,3 31,4 2 4
+3,5 BAP 68 71 27 29 39,7 40,1 29,4 28,1 2 2

+4,0 BAP 92 77 41 28
44,6
36,4 26,1 24,7 2 2
+7,0 BAP 47 36 16 11 34,0 30,6 10,6 22,2 2 1
+9,0 BAP 39 47 7 11 17,9 23,4 7,7 11,4 2 2
+ 1,5 BAP +
0,1 NAA
30 44 5 10 16,7 27,2 10,0 20,5 3 3
+ 1,5 BAP +
0,2 NAA
30 38 4 7 13,3
18,4
10,0 18,4 2 3
Ghi chú: Những mảnh tái sinh là những mảnh đã tái sinh thành chồi hoặc tái sinh thành cụm lá. Những mảnh tái sinh thành
cụm lá thì không hình thành chồi trên môi trường kéo dài chồi nên không có ý nghĩa trong nuôi cấy In vitro.

Bảng 5. Ảnh hưởng của GA3 và IBA đến sự kích thích kéo dài chồi có kích thước < 1 cm.

GA3 Số chồi cấy
Số chồi được kéo
dài
Số chồi 2 – 3
cm
Số chồi 3 –
5 cm
Số chồi >5 cm
0,0 30 27 19 5 3
0,3 30 30 5 17 8
0,5 30 30 3 23 4
0,7 30 30 3 22 5

Tạp chí Công nghệ Sinh học 8(3B): 1353-1359, 2010
1357
Kết quả ra rễ của chồi tái sinh
Các chồi dưa hấu được biết có thể tạo rễ trên
môi trường MS (Park et al.,2005; Choi et al.,1994;
Akashi et al.,2005) tuy nhiên tốc độ phát triển chiều
cao của chồi vẫn có thể nhanh hơn tốc độ ra rễ của
chúng. Vì thế, sau 2 tuần trên môi trường kéo dài các
chồi sẽ được chuyển sang môi trường tạo rễ.
Trong các công thức thí nghiệm, công thức môi
trường MS bổ sung 0,3 và 0,5 mg/l IBA có tỷ lệ tạo rễ
là rất cao (83,3% và 90,5%), tuy nhiên lá bị vàng, rễ
to, sần sùi, giòn và hầu hết bị gãy khi chuyển từ môi
trường thạch ra môi trường bên ngoài, vì thế 100%
cây đều bị chết trong giai đoạn thích ứng với môi
trường. Ở môi trường MS bổ sung 0,1 mg/l IBA, cây
vẫn phát triển rất nhanh và tỷ lệ tạo rễ thấp hơn,
nhưng cây xanh tốt, rễ mảnh, dai, ít bị đứt gãy khi rút
ra khỏi bề mặt thạch. Còn ở công thức 1/2MS + 0,1
mg/l IBA thì tỷ lệ ra rễ thấp và cây phát triển chậm,
còi cọc, lá bị vàng. Có thể khẳng định MS + 0,1 mg/l
IBA là công thức tốt nhất để tạo rễ cho các dòng dưa
hấu nghiên cứu, kết quả này cũng phù hợp với một vài
nghiên cứu đã công bố trước đây (Compton et al.,
1996, 2004; Krug et al., 2005; Ganasan, 2010). Các
cây hoàn chỉnh sẽ được chuyển sang giá thể trấu hun
để thích ứng dần với điều kiện môi trường.

Bảng 6. Khả năng tạo rễ trên môi trường thử nghiệm.

Môi trường Số chồi cấy Số chồi tạo được rễ Tỷ lệ (%) Số rễ /chồi
MS 24 13 54,2 1-4
MS + 0,1 IBA 27 21 77,8 1-4
MS + 0,3 IBA 30 25 83,3 1-5
MS + 0,5 IBA 21 19 90,5 1-5
1/2MS + 0,1 IBA 16 9 56,3 1-2










Hình 1. Quy trình tái sinh cây dưa hấu. A: Phôi nảy mầm trên môi trường MS; B: Mảnh lá mầm 4-5 ngày tuổi được cấy lên
môi trường tái sinh; C: Chồi được hình thành sau 2 tuần nuôi cấy; D: Cụm chồi sau 5 – 6 tuần nuôi cấy; E: Các cụm chồi
cần chuyển sang môi trường kéo dài chồi; F: Các cụm chồi sau 2 tuần trên môi trường kéo dài chồi; G: Tạo rễ cho chồi; H:
Thích ứng cây với môi trường.

KẾT LUẬN
Qua nghiên cứu này, chúng tôi đã tạo được quy
trình tái sinh cây hiệu quả từ lá mầm của cây dưa hấu
(Hình 1). Mảnh lá mầm 5 ngày tuổi là thích hợp cho
việc tái sinh ở dưa hấu. Các vùng khác nhau trên lá
mầm cho hiệu quả tái sinh cũng khác nhau, vùng gần
gốc lá mầm cho hiệu quả tái sinh cao hơn các vùng
khác. Môi trường thích hợp để tái sinh chồi là MS bổ
sung 3% sucrose, 0,8% agarose, 0,5 mg/l IBA, 1,5

A

B

C

E

F

G

H

D

mg/l BAP. Các chồi tạo thành có thể được kéo dài
trên môi trường MS bổ sung 3% sucrose, 0,8%
agarose, 0,1 mg/l IBA, 580mg/l MES và 0,5 mg/l
GA3 và được ra rễ trên môi trường MS bổ sung 3%
sucrose, 0,8% agarose, 0,1 mg/l IBA. Các cây hoàn
chỉnh sẽ được chuyển ra bầu trấu hun để thích nghi
với điều kiện môi trường. Việc sử dụng 2,4-D để
cảm ứng tạo mô sẹo trước khi tạo chồi không những
không tạo được mô sẹo mà còn kìm hãm sự phát
triển của lá mầm.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
Chaturvedi R, Bhatnagar SP (2001) High – frequency
shoot regeneration from cotyledon expalnts of watermelon
cv. Sugar Baby. In Vitro Cell Dev Biol Plant 37: 255-258.

Cho MA, Moon CY, Liu JR, Choi PS (2008)
Agrobacterium-mediated transformation in Citrullus
lanatus, BP 52(2): 365-369.
Choi PS, Soh WY, Kim YS, Yoo Ook J and Liu JR (1994)
Genetic transformation and plant regeneration of
watermelon using Agrobacterium tumefaciens. PCR 13:
344-348.
Compton ME, Gray DJ and Gaba VP (2004) Genetic
transformation of watermelon, I.S.Curtis (ed), Transgenic
crops of the world – Essential Protocols: 425-433.
Compton M E (1999) Dark pretreatment improves
adventitious shoot organogenesis from cotyledons of
diploid watermelon, Plant Cell Tissue Organ Cult 58 :
185-188.
Compton ME, Gray DJ, Elmstrom GW (1996)
Identification of tetraploid regenerants from cotyledons of
dipoid watermelon cultured in vitro, Euphytica 87: 165-
172.
Compton M E, Gray D J (1993) Somatic embryogenesis
and plant regeneration from immature cotyledons of
watermelon, Plant Cell Rep12: 61-65.
Compton ME, Gray DJ, Gaba VP (2004) Use of tissue
culture and biotechnology for the genetic improvement of
watermelon. Plant Cell Tissue Organ Cult 77: 231-43.
Dong JZ, Jia SR (1991) High efficiency plant regeneration
from cotyledons of Watermelon (Citrullus lanatus
Schrad.), Plant Cell Rep v9: 559-562.
Ganasan K, Huyop F (2010) In vitro Regeneration of
Citrullus lanatus cv. Round Dragon, J Biol Sci 10 (2): 131-
137.

Akashi K, Morikawa K, Yokota A (2005) Agrobacterium-
mediated transformation system for the drought and excess
light stress-tolerant wild watermelon (Citrullus lanatus),
Plant Biotechnol 22 (1): 13-18.
Krug MGZ, Stipp LCL, Rodriguez APM (2005)In vitro
organogenesis in watermelon cotyledons, Pesq Agropec
bras Brasília 40(9): 861-865
Lâm Ngọc Phương, Nguyễn Bảo Vệ, Đỗ Thị Trang Nhã
(2005) Nhân chồi dưa hấu tam bội (Citrullus vulgaris
Schrad.) từ chồi đỉnh trên môi trường MS có cytokinin và
auxin, Tạp chí Nông nghiệp và Phát triển nông thôn 2: 30,
31&35.
Lâm Ngọc Phương, Nguyễn Bảo Vệ (2006) Ảnh hưởng
của chất điều hòa sinh trưởng thực vật IBA, BA và than
hoạt tính đến sự tạo rễ của chồi dưa hấu tam bội in vitro
(Citrullus vulgaris Schrad)., Tạp chí Nông nghiệp và Phát
triển nông thôn 2: 39-44.
Lê Văn Việt Mẫn, Trần Quốc Huy (2008) Nghiên cứu kéo
dài thời gian bảo quản dưa hấu tươi cắt miếng bằng
phương pháp xử lý ozone, Tạp chí phát triển Khoa học và
Công nghệ (11)9: 77-82.
Nguyễn Thị Phương Thảo, Ninh Thị Thảo, Vũ Thị Hà
(2010) Nghiên cứu nhân nhanh In vitro cây dưa hấu
(Citrullus lanatus), Tạp Chí Khoa học và Phát triển,
Trường Đại học Nông nghiệp Hà Nội (8)3: 418-425.
Nikam TD, Ghane SG, Nehul JN, Barmukh RB (2009)
Induction of morphogenic callus and multiple shoot
regeneration in Monordica cymbalaria Fenzl., Indian J
Biotechnol 8: 442-447.
Pirinc V, Onay A, Yildirim H, Adiyaman F, Isikalan C and

Basaran D (2003) Adventitious shoot organogenesis and
plant regeneration from cotyledons of Diploid Diyarbakir
Watermelon (Citrullus lanatus cv. “Surme”), Turk J Biol
27: 101-105.
Park SM, Lee JS, Jegal S, Jeon BY, Jung M, Park YS, Han
SL, Shin YS, Her NH, Lee JH, Lee MY, Ryu KH, Yang
SG, Harn CH (2005) Transgenic watermelon rootstock
resistant to CGMMV (Curcumber green mottle mosaic
virus) infection, Plant Cell Rep 24: 350-356.
Shalaby TA, Omran SA, Baioumi YA (2008) In vitro
propagation of two triploid hybrids of watermelon through
adventitious shoot organogenesis and shoot tip culture,
Acta Biol Szege v52(1): 27-31.
Srisvastava DR, Andrianov VM and Piruzian ES (1989)
Tissue culture and plant regeneration of watermelon
(Citrullus vulgaris Schrad. cv. Melitopolski), Plant Cell
Rep v8: 300-302.
Sultana RS, Bari MA, Rahman MH, Rahman MM,
Siddique NA and Khatun N (2004) In vitro Rapid
Regeneration of Plantles from Leaf Explant of Watermelon
(Citrullus lanatus Thumb.), Biotechnology 3(2): 131-135.
Sultana RS, Bari MA (2003) Effect of Different Plant
Growth Regulators on Direct Regeneration of Watermelon
(Citrulus lanatus Thumb.). Plant Tissue Cult 13(2): 173-
177.
Tạp chí Công nghệ Sinh học 8(3B): 1353-1359, 2010
1359
Trần Đình Nguyễn, Trần Thị Ba (2008) Nghiên cứu biện
pháp kỹ thuật tạo trái dưa hấu hình vuông phục vụ chưng
tết, Tạp chí Khoa học Công nghệ Trường Đại học Cần Thơ

9: 128-135.
Trần Thị Ba, Võ Thị Bích Thủy (2004) So sánh năng suất
và phẩm chất một số giống dưa hấu tại ngoại thành thành
phố Cần Thơ từ năm 2001 – 2003, Tạp chí Khoa học Công
nghệ Trường Đại học Cần Thơ 2: 131-137.
Wang Chun-xia, Jian Zhi-ying, Liu Yu, Zou Qi, Bai Yong-
yan and Mao Hui-zhu (1997) Genetic transformation and
plant regeneration of watermelon using Agrobacterium
tumefaciens, website:
CJFDTOTAL-ZWXB199705009.htm
Wehner TC (2008) Watermelon. (p. 381-418). In: J.
Prohens and F. Nuez, eds. Handbook of Plant Breeding;
Vegetables I: Asteraceae, Brassicaceae, Chenopodiaceae,
and Cucurbitaceae. Springer Science+Business LLC, New
York, NY, 426 p.17.
Wehner TC, Maynard DN (2003) Cucurbitaceae (vine
crops). In: Encyclopedia of Life Sciences. Nature
Publishing. Website:
wehner/articles/book14.pdf.

IN VITRO REGENERATION OF WATERMELONS (CITRULLUS LANATUS THUMB.)

Nguyen Thi Thanh Nga
1,2 ∗
∗∗
∗
, Nguyen Tuong Van
2
, Chu Hoang Ha
2

, Le Tran Binh
2

1
Tay Bac University
2
Institute of Biotechnology
SUMMARY

This study focused on the development of an efficient plant regereration in vitro protocol for watermelon
cultivars of Vietnam. Cotyledon (4-5 days old) was used as initial explants. The ability to produce callus or
buds from cotyledon was tested on MS medium supplemented with different plant growth regulators. 2.4D had
no effect on the callus induction and plant regeneration of watermelon. The highest number of shoot buds was
obtained on medium having 0,5 mg L
-1
and 1,5 mg L
-1
BAP. After 6 weeks, multiple shoot buds were
elongated on MS medium containing 580 mg L
-1
MES, 0.1 mg L
-1
IBA, 0.5 mg L
-1
GA3 in 2 weeks. The
shoots longer than 1 cm after elongation were transfered onto MS medium containing 0,1mg L
-1
IBA for
rooting in 3 weeks. After rooting, plants were transferred to rice husk substrate for acclimatization
Keywords: watermelons, in vitro plant regeneration, cotyledons, shoot buds

∗
Author for correspondence: E-mail: