khảo sát tình hình nhiễm chlamydophila psittaci trên gà tại khánh hòa

i

LỜI CẢM ƠN

Trước tiên, tôi xin chân thành cảm ơn các thầy cô giáo Viện Công nghệ sinh
học và Môi trường, trường Đại học Nha Trang đã luôn quan tâm, chỉ bảo và giảng
dạy nhiệt tình, giúp cho tôi có được những kiến thức quý báu trong suốt thời gian
học tập tại trường.
Tôi xin dành lời cảm ơn sâu sắc nhất đến Tiến sĩ Lê Lập, trưởng Bộ môn
Nghiên cứu Vi trùng, Tiến sĩ Võ Thành Thìn, phó trưởng Bộ môn Nghiên cứu Vi
trùng, anh Lê Trung Hiếu, chị Đặng Thị Sao Mai, anh Lê Đình Hải và các anh chị
thuộc Bộ môn Nghiên cứu Vi trùng, Phân viện thú y miền Trung đã định hướng, dìu
dắt và tận tình hướng dẫn tôi trong suốt thời gian tôi thực tập tại phân viện.
Tôi xin chân thành cảm ơn Thạc sĩ Văn Hồng Cầm, Bộ môn Công nghệ sinh
học, Viện Công nghệ sinh học và Môi trường, đã luôn luôn nhiệt tình hướng dẫn và
giúp đỡ tôi trong suốt thời gian tôi thực hiện đồ án tốt nghiệp này.
Cuối cùng, tôi bày tỏ lòng biết ơn chân thành đến gia đình, bạn bè, những
người luôn quan tâm giúp đỡ, động viên, đồng thời là chỗ dựa tinh thần rất lớn
giúp tôi hoàn thành tốt mọi công việc được giao trong suốt thời gian học tập và
thực hiện đồ án vừa qua.

Nha Trang, tháng 06 năm 2012
Sinh viên

Đoàn Văn Tiến

ii

MỤC LỤC
LỜI CẢM ƠN i
MỤC LỤC…… ii

DANH MỤC BẢNG v
DANH MỤC HÌNH VẼ VÀ ĐỒ THỊ vi
DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT vii
LỜI MỞ ĐẦU 1
CHƯƠNG I:TỔNG QUAN TÀI LIỆU 3
1.1. Khái niệm và lịch sử bệnh Chlamydophilosis 3
1.2. Tổng quan về vi khuẩn Chlamydophila psittaci 4
1.2.1. Phân loại vi khuẩn Cp. psittaci 4
1.2.2. Hình thái vi khuẩn Cp. psittaci 4
1.2.3. Các tính chất sinh hóa vi khuẩn Cp. psittaci 6
1.2.4. Cấu trúc kháng nguyên vi khuẩn Cp. psittaci 6
1.2.5. Độc lực của vi khuẩn Cp. psittaci 8
1.2.6. Con đường lây nhiễm Cp. psittaci 9
1.3. Triệu chứng bệnh Chlamydophilosis 10
1.4. Bệnh tích bệnh Chlamydophilosis 11
1.5. Chẩn đoán bệnh Chlamydophilosis 12
1.5.1. Thu thập và xử lý mẫu 12
1.5.2. Quan sát trực tiếp bằng phương pháp nhuộm 13
1.5.3. Phân lập vi khuẩn Cp. psittaci 13
1.5.3.1. Phương pháp nuôi cấy tế bào 13
1.5.3.2. Phương pháp gây nhiễm vi khuẩn trên phôi gà 14
1.5.4. Phát hiện các kháng nguyên đặc hiệu cho vi khuẩn Cp. psittaci 14
1.5.5. Phát hiện các gen đặc hiệu cho vi khuẩn Cp. psittaci 14
1.5.6. Xét nghiệm huyết thanh học 16
1.5.7. Chẩn đoán phân biệt 17
iii

1.6. Điều trị bệnh Chlamydophilosis 17
1.7. Phòng bệnh Chlamydophilosis 19
1.8. Bệnh Chlamydophilosis ở người 19

CHƯƠNG II: NỘI DUNG, NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN
CỨU 21
2.1. Đối tượng nghiên cứu 21
2.2. Nội dung nghiên cứu 21
2.3. Nguyên liệu nghiên cứu 21
2.3.1. Mẫu bệnh phẩm 21
2.3.2. Môi trường, hóa chất dùng trong nghiên cứu 21
2.3.3. Dụng cụ và thiết bị nghiên cứu 22
2.4. Phương pháp nghiên cứu 23
2.4.1. Phương pháp lấy mẫu ngoáy hầu họng ở gà 23
2.4.2. Phương pháp tách chiết DNA Cp. psittaci từ mẫu ngoáy hầu họng 23
2.4.2.1. KIT chiết tách DNA 23
2.4.2.2. Quy trình chiết tách DNA 23
2.4.3. Chuẩn hóa nested PCR phát hiện Cp. psittaci trong mẫu bệnh phẩm 24
2.4.3.1. Phương pháp xác định nhiệt độ gắn tối ưu của mồi 25
2.4.3.2. Phương pháp xác định tính đặc hiệu của mồi 25
2.4.4. Phương pháp nested PCR phát hiện gen omp1 27
2.4.5. Phát hiện DNA: Phương pháp điện di trên gel agarose 29
CHƯƠNG III: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 31
3.1. Chuẩn hóa phản ứng nested PCR 31
3.1.1. Xác định nhiệt độ gắn tối ưu của mồi 31
3.1.2. Xác định tính đặc hiệu của mồi 35
3.2. Kết quả khảo sát tình hình nhiễm Cp. psittaci trên gà tại Khánh Hòa 37
3.2.1. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo độ tuổi của gà 41
3.2.2. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo loại gà 43
iv

3.2.3. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo phương thức
chăn nuôi 44
CHƯƠNG IV: KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 46

4.1. Kết luận 46
4.2. Kiến nghị 46
DANH MỤC TÀI LIỆU THAM KHẢO
PHỤ LỤC







v

DANH MỤC BẢNG

Bảng 1.1. Các serovar của Chlamydophila psittaci 8

Bảng 2.1. Thành phần bộ kít tách chiết QIAamp DNA Mini Kit 22

Bảng 2.2. Trình tự mồi dùng cho phản ứng nested PCR 28

Bảng 2.3. Thành phần của một phản ứng nested PCR 28

Bảng 3.1. Nhiệt độ nóng chảy của các cặp mồi 31

Bảng 3.2. Kết quả xác định nhiệt độ gắn thích hợp của cặp mồi xuôi và cặp
mồi ngược 34

Bảng 3.3. Tổng hợp kết quả PCR các mẫu thu được tại hai địa điểm Ninh Hòa
và Cam Lâm (Khánh Hòa) 40

Bảng 3.4. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo độ tuổi của gà 42

Bảng 3.5. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo loại gà 43

Bảng 3.6. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo phương thức
chăn nuôi 44








vi

DANH MỤC HÌNH VẼ VÀ ĐỒ THỊ

Hình 1.1. Ảnh chụp hiển vi điện tử về sự lan truyền của vi khuẩn
Chlamydophila psittaci dạng thể vùi (INCLUS) trong các tế bào
L929 được gây nhiễm. 5

Hình 2.1. Sơ đồ minh họa vị trí gắn hai cặp mồi Cp1-F, Cp1-R, Cp2-F và
Cp2-R trên gen omp1 của vi khuẩn Chlamydophila psittaci 28

Hình 3.1. Kết quả điện di gradient PCR gen omp1 của vi khuẩn
Chlamydophila spp. sử dụng cặp mồi Cp1-F và Cp1-R với nhiệt độ
bắt cặp dao động trong khoảng Ta = 48-58
0

C 32
Hình 3.2. Kết quả điện di gradient PCR gen omp1 của vi khuẩn
Chlamydophila spp. sử dụng cặp mồi Cp2-F và Cp2-R với nhiệt độ
bắt cặp dao động trong khoảng Ta = 50-62
0
C 33
Hình 3.3. Kết quả chạy PCR xác định tính đặc hiệu của cặp mồi ngoài Cp1-F
và Cp1-R 35

Hình 3.4. Kết quả chạy PCR xác định tính đặc hiệu của cặp mồi trong Cp2-F
và Cp2-R 37

Hình 3.5. Kết quả chạy PCR1 của 29 mẫu ngoáy hầu họng (1-29) thu tại thị
xã Ninh Hòa, tỉnh Khánh Hòa 38

Hình 3.6. Kết quả chạy PCR1 của 35 mẫu ngoáy hầu họng (30-64) thu tại
huyện Cam Lâm, tỉnh Khánh Hòa 39

Hình 3.7. Kết quả chạy PCR2 các mẫu dương tính với PCR1 (3, 4, 7, 9, 11,
13, 18 và 26) 40

Hình 3.8. Kết quả PCR2 các mẫu dương tính với PCR1 (30, 37, 38, 41, 45,61,
63 và 64) 41



vii

DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT
Kí hiệu Chữ viết tắt

ppm part per million
DNA Deoxyribonucleic acid
RNA Ribonucleic acid
PCR Polymerase chain reaction
µl
microlitre
opt optimum
T Temperature
P-value Trị số thống kê
VD variable domain
LD Leading peptide
MOMP Major outer membrane protein





1

LỜI MỞ ĐẦU
Chăn nuôi gà là nghề chăn nuôi có truyền thống lâu đời và chiếm vị trí quan
trọng thứ hai (sau chăn nuôi lợn) trong toàn ngành chăn nuôi của Việt Nam. Theo
Trần Công Xuân (2008), ngành chăn nuôi gà cung cấp khoảng 350-450 ngàn tấn thịt
và hơn 2,5-3,5 tỷ quả trứng hàng năm. Chăn nuôi gà chiếm 72-73% trong tổng số
đàn gia cầm hàng năm (Quyết định của Thủ tướng Chính phủ số 10/2008/QĐ-TTg
ngày 16/01/2008).
Mỗi năm ngành chăn nuôi gà đã sản xuất một khối lượng thịt hơi chiếm
khoảng 14- 15% trong tổng khối lượng thịt hơi các loại (thịt lợn chiếm 75-76%).
Theo số liệu của Tổng Cục thống kê năm 2003, sản lượng thịt, trứng gà đạt cao
nhất; khối lượng thịt gà là 271,7 ngàn tấn và số lượng trứng là 3,5 tỷ quả. Năm

2004, do dịch cúm xảy ra, ngành chăn nuôi gà bị thiệt hại lớn, sản lượng sản phẩm
thịt, trứng đều giảm sút. Tính đến 1/8/2004 khối lượng thịt 231 ngàn tấn (bằng
84,89% của năm 2003), sản lượng trứng đạt 2,8 tỷ quả (bằng 81,27% của năm
2003). Theo số liệu tính quay vòng, năm 2005 sản lượng thịt đạt 453,6 ngàn tấn, sản
lượng trứng đạt 2,87 tỷ quả. Năm 2006, do ảnh hưởng của dịch cúm gia cầm sản
lượng thịt, trứng giảm hơn năm 2005 (thịt gà đạt 538,9 ngàn tấn, trứng đạt 2,4 tỷ
quả) (Trần Công Xuân, 2008).
Chăn nuôi gà phát triển mạnh, nhất là vùng Đồng bằng sông Hồng, Đồng
bằng sông Cửu Long và Đông Bắc. Sản lượng đầu con của các vùng này năm 2003
tương ứng là 50,13; 34,58 và 26,57 triệu con, chiếm 60% đàn gà của cả nước. Các
vùng phát triển tiếp theo là Đông Nam Bộ và Bắc Trung Bộ, chiếm 26%, các vùng
có sản lượng thấp nhất là Tây Bắc và Tây Nguyên, chỉ chiếm từ 4-5% về số lượng
đầu con.
Do phương thức chăn nuôi nhỏ lẻ, thả rông, buôn bán, giết mổ phân tán,
không đảm bảo an toàn sinh học nên dịch bệnh vẫn thường xuyên xảy ra, gây tổn
thất lớn về kinh tế. Các bệnh thường gặp là: Niucátxơn Gumbôrô, Tụ huyết trùng…
2

Trong đó, tỷ lệ gà bị bệnh Niucátxơn từ 40-53%, bệnh Gumbôrô 27-32%, tụ huyết
trùng 14-15%. Theo số liệu điều tra của viện Chăn nuôi quốc gia, tỷ lệ chết từ khi
nở ra cho đến lúc trưởng thành của đàn gà nuôi thả rông là 47%; chi phí thuốc thú y
trị bệnh lên đến 10-12% giá thành (Trần Công Xuân, 2008). Chăn nuôi gà nông hộ
vẫn bấp bênh, ngành chăn nuôi gà phát triển không bền vững.
Khánh Hòa là một tỉnh thành có ngành chăn nuôi khá phát triển, đặt biệt là
chăn nuôi gà. Tuy nhiên, đặc điểm khí hậu và các điều kiện tự nhiên thường thuận
lợi cho sự phát triển của nhiều dịch bệnh, trong đó bệnh Chlamydophilosis do Cp.
psittaci gây ra là một bệnh đáng quan tâm. Hiện nay ở nước ta chưa có những báo
cáo nào liên quan đến vi khuẩn Chlamydophila psittaci và bệnh Chlamydophilosis
do chúng gây ra. Tuy nhiên do đặc điểm bệnh lây lan nhanh và nguy hiểm ở cả gia
cầm và người nên bệnh có thể bùng phát gây thiệt hại cho người chăn nuôi cũng

như ảnh hưởng tới sức khỏe cộng đồng. Nhằm hiểu biết thêm về tình hình nhiễm
bệnh Chlamydophilosis do vi khuẩn Chlamydophila psittaci gây ra trên gà tại nội
tỉnh Khánh Hòa, chúng tôi tiến hành đề tài: “Khảo sát tình hình nhiễm
Chlamydophila psittaci trên gà tại Khánh Hòa”.
Mục tiêu của đề tài là đánh giá tình hình nhiễm Cp. psittaci trên gà ở mọi
lứa tuổi tại tỉnh Khánh Hòa.
Nội dung nghiên cứu của đề tài bao gồm:
- Chuẩn hóa phản ứng PCR phát hiện Cp. psittaci trong mẫu bệnh phẩm.
- Xác định tỷ lệ nhiễm Chlamydophila psittaci trên gà theo các chỉ tiêu về độ
tuổi, loại gà và phương thức chăn nuôi.

3

CHƯƠNG I: TỔNG QUAN TÀI LIỆU
1.1. Khái niệm và lịch sử bệnh Chlamydophilosis
Bệnh Chlamydophilosis (Chlamydiosis) trên gia cầm do vi khuẩn
Chlamydophila psittaci (Cp. psittaci) gây ra. Bệnh được phát hiện lần đầu tiên trên
Vẹt và được gọi là “bệnh sốt vẹt” (psittacosis) vào những năm 1929-1930. Trong
khoảng thời gian này, bệnh được chú ý trên phạm vi toàn thế giới khi xuất hiện trên
các đối tượng gia cầm ở 12 quốc gia. Tại Mỹ, người ta cho rằng bệnh lây lan do Vẹt
rừng Amazon vùng Nam Mỹ. Năm 1931, các điều lệ gắt gao đã được thực hiện
nhằm hạn chế việc nhập khẩu vẹt từ các nước nhiệt đới. Suốt thời gian này,
Leventhal, Cole và Lillie độc lập quan sát các thể ái kiềm rất nhỏ trong mô của
chim và người bị nhiễm bệnh và cho rằng chính các thể này là tác nhân gây bệnh.
Mối quan hệ giữa các thể ái kiềm và nguyên nhân gây bệnh Chlamydophilosis cuối
cùng cũng được thiết lập bởi Bedson và Bland (Meyer, 1965).
Năm 1939, vi khuẩn Cp. psittaci phân lập được từ bồ câu tại Nam Phi và
California (Mỹ). Cũng tại thời điểm này, bệnh do Cp. psittaci xuất hiện trên hai
người dân New York (Mỹ) sau khi có tiếp xúc với bồ câu hoang dã nhiễm bệnh.
Năm 1942, kết quả khảo sát huyết thanh cho thấy vịt và gà tây là loài vật nhiễm Cp.

psittaci với tỉ lệ cao nhất. Hơn nữa, những người ở California và New York (Mỹ)
tiếp xúc với vịt, gà tây nhiễm bệnh đều cho kết quả dương tính với kháng thể kháng
Cp. psittaci. Đầu những năm 1950, vi khuẩn Cp. psittaci phân lập được từ gà tây và
người có tiếp xúc với gà tây nhiễm bệnh tại các trang trại chăn nuôi lớn ở Mỹ.
Thống kê cho thấy số lượng các loài gia cầm bị nhiễm bệnh tăng nhanh và hiện nay
có trên 400 loài chim thuộc hơn 21 bộ chim bị nhiễm bệnh (Andersen và
Vanrompay, 2008).
Bệnh do Cp. psittaci lại bùng phát trên gà tây tại Mỹ vào những năm 1980,
tại châu Âu vào những năm 1990 (Vanrompay và cs., 1993b; Ryll và cs., 1994). Tại
Bỉ, bệnh do Cp. psittaci xảy ra thường xuyên trên gà tây tại các trại nuôi công
4

nghiệp (Van Loock và cs., 2005; Verminnen và cs., 2006). Gần đây, số ca bệnh
Chlamydophilosis trên vịt và người tiếp xúc với vịt nhiễm bệnh gia tăng (Andersen
và Vanrompay, 2008; Laroucau và cs., 2009).
1.2. Tổng quan về vi khuẩn Chlamydophila psittaci
1.2.1. Phân loại vi khuẩn Cp. psittaci
Trước đây giống Chlamydia (C.) gồm có 4 loài là C. trachomatis, C. psittaci,
C. pneumoniae, và C. pecorum. Tuy nhiên, lượng dữ liệu về các trình tự DNA mới
của chúng trở nên nhiều hơn nên Everett và cộng sự đã thiết lập lại hệ thống phân
loại dựa trên mối quan hệ về mặt di truyền và đề xuất hệ thống loại mới vào năm
1999. Theo ông và cộng sự, vi khuẩn Cp. psittaci thuộc họ Chlamydiaceae. Họ
Chlamydiaceae được xác định là có 2 giống và gồm 9 loài (Everett và cs., 1999a):
• Giống Chlamydia (C.) gồm các loài C. trachomatis (gây bệnh ở người), C.
suis (gây bệnh ở lợn) và C. muridarum (gây bệnh ở chuột).
• Giống Chlamydophila (Cp.) gồm các loài Cp. psittaci (gây bệnh trên gia
cầm), Cp. felis (gây bệnh cho mèo), Cp. abortus (gây bệnh trên bò, dê, cừu),
Cp. caviae (gây bệnh trên chuột lang), Cp. pneumoniae (gây bệnh cho người)
và Cp. pecorum (gây bệnh trên động vật nhai lại).
1.2.2. Hình thái vi khuẩn Cp. psittaci

Vi khuẩn Cp. psittaci là cầu khuẩn gram âm, sống ký sinh trong tế bào vật
chủ. Thành tế bào của Cp. psittaci không có lớp peptidoglycan. Trong tế bào vật
chủ, vi khuẩn Cp. psittaci thường tồn tại ở 3 dạng riêng biệt về mặt hình thái (hình
1.1):
- Thể trung gian hay thể sơ cấp (elementary bodies - EB),
- Thể mắc lưới không gây nhiễm (non-infectious reticulate bodies - RB)
- Thể trung cấp (intermediate bodies- IB).
5


Hình 1.1. Ảnh chụp hiển vi điện tử về sự lan truyền của vi khuẩn
Chlamydophila psittaci dạng thể vùi (INCLUS) trong các tế bào
L929 được gây nhiễm.
(Độ phóng đại: 15,000 lần (Andersen và Vanrompay, 2008))
Quá trình xâm nhiễm vào tế bào chủ được bắt đầu bởi các EB có đường kính
250-300 nm. Các EB có dạng cầu nhỏ, thường tập trung thành những đám dày đặt
với lớp vỏ bền vững với môi trường và khi di chuyển giữa các tế bào vật chủ. Sau
khi xâm nhiễm vào tế bào chủ, các EB được chuyển vào các không bào trong tế bào
chất (intracytoplasmic vacuoles) và chuyển thành các thể mắc lưới không gây nhiễm
(non-infectious reticulate bodies - RB). Các RB có đường kính khoảng 400 - 600
nm, có khả năng thẩm thấu, thành tế bào không ổn định tạo điều kiện cho các hoạt
động trao đổi chất. Tại đây, quá trình nguyên phân xảy ra tạo ra các thế hệ tiếp theo,
6

sau đó chuyển thành các EB hoàn chỉnh. Các EB hoàn chỉnh phá vỡ thành tế bào
chủ và giải phóng ra ngoài. Trong suốt quá trình trưởng thành của các thể EB mới,
ta có thể quan sát thấy các thể IB tồn tại trong tế bào chủ. Thể IB có lõi đặc với các
sợi nucleoid bao quanh. Toàn bộ quá trình xâm nhiễm, phân chia và phá vỡ tế bào
chủ của vi khuẩn Cp. psittaci kéo dài khoảng 28-32 giờ (Woldehiwet, 2008).
Mặc dù Cp. psittaci là vi khuẩn thuộc nhóm gram âm, song phương pháp

nhuộm gram thường không phát hiện được chúng. Khi nhuộm mẫu mô nhiễm Cp.
psittaci bằng các phương pháp như Castaneda, Giemsa, Gimenez, Macchiavello có
thể phát hiện được các thể khác nhau của Cp. psittaci. Chúng có màu tím đậm khi
được nhuộm bằng phương pháp Giemsa, có màu xanh nước biển trong phương pháp
Castaneda và có màu đỏ khi nhuộm bằng phương pháp Macchiavello và Gimenez.
Phương pháp nhuộm Gimenez được sử dụng nhiều nhất khi phát hiện các thể trung
gian của Cp. psittaci trong lòng đỏ trứng gây nhiễm, túi khí, lách và tim gia cầm
mắc bệnh (Gimenez, 1964).
1.2.3. Các tính chất sinh hóa vi khuẩn Cp. psittaci
Thể RB tồn tại trong tế bào chất của tế bào chủ và hoạt động trao đổi chất
được thực hiện tại đây. DNA và RNA của Cp. psittaci được tìm thấy ở cả thể EB và
RB, tuy nhiên số lượng DNA, RNA ở RB cao hơn so với EB. Quá trình sinh tổng
hợp DNA, RNA và protein được diễn ra chủ yếu ở thể RB (Andersen và
Vanrompay, 2008). Tuy vậy, quá trình trao đổi chất của chúng vẫn có nhiều hạn chế
so với các vi khuẩn sống tự do. Chẳng hạn như chúng không thể hoàn thành chu
trình pentose và không sử dụng pyruvate bằng chu trình axít tricarboxylic. Tuy
nhiên, chúng có thể dị hóa axít pyruvic, aspartic và glutamic, tạo ra CO
2
và các sản
phẩm chứa 2 và 4 carbon (Andersen và Vanrompay, 2008).
1.2.4. Cấu trúc kháng nguyên vi khuẩn Cp. psittaci
Cấu trúc kháng nguyên của Cp. psittaci chưa được xác định rõ ngoại trừ
protein màng ngoài (MOMP) (Andersen và Vanrompay, 2008; Vanrompay, 2008).
7

MOMP có trọng lượng phân tử khoảng 40 kDa và chiếm khoảng 60% trọng lượng
của tất cả lớp màng ngoài. MOMP có tính kháng nguyên mạnh, việc phân loại Cp.
psittaci thường dựa trên kháng thể đặc hiệu kháng MOMP (Andersen, 1991;
Vanrompay và cs., 1993a). MOMP được mã hóa bởi gen omp1 (còn gọi là ompA).
Gen omp1 có đầu 5’ mang tính bảo tồn cao và 4 vùng thay đổi (từ VS1 đến VS4)

mã hóa cho 4 phân đoạn protein trong cấu trúc của MOMP (VDI đến VDIV). Các
quyết định kháng nguyên thường nằm trên vùng không biến đổi và một phần của
vùng VDIV. Quyết định kháng nguyên liên quan đến các serovar của Cp. psittaci
thường nằm ở vùng VDI và VDII (Andersen và Varompay, 2008).
LPS (Lipopolysaccharide) trên thành tế bào cũng có tính kháng nguyên
mạnh và thường biểu hiện như là kháng nguyên bề mặt ở các thể EB và RB. LPS có
trọng lượng phân tử khoảng 10 kDa và mang các đặc tính giống như LPS của vi
khuẩn đường ruột (Brade và cs., 1987; Newman và cs., 1992).
Bằng kĩ thuật vi miễn dịch huỳnh quang với kháng thể đơn dòng kháng
protein màng ngoài (MOMP), các chủng Cp. psittaci gây bệnh trên gia cầm được
xác định là thuộc 8 serovar (từ A đến F, M56 và WC) (Bảng 1.1) (Andersen, 1991;
Vanrompay và cs., 1993a).
Các serovar gây bệnh trên gia cầm thường mang tính đặc trưng loài. Serovar
A thường liên kết với loài chim và có thể gây bệnh sang người; serovar B liên kết
với bồ câu nhưng cũng đã được phân lập từ các loài chim khác. Các chủng thuộc
serovar B có thể là mối nguy tiềm tàng cho sức khỏe người nuôi chim mặc dù khả
năng gây bệnh của chúng có vẻ như thấp hơn so với các chủng thuộc serovar A.
Serovar C được xác định lần đầu tiên trên các chủng Cp. psittaci phân lập từ vịt và
ngỗng. Tuy nhiên, các chủng thuộc serovar C cũng đã được phân lập từ gà tây và gà
gô. Các chủng Cp. psittaci phân lập từ gà tây chủ yếu thuộc serovar D. Ngoài ra
serovar D cũng được phân lập từ diệc và mòng biển. Bác sĩ thú y và người tiếp xúc
với gia cầm có nguy cơ cao nhiễm các chủng thuộc serovar D. Serovar E được phân
lập đầu tiên vào thời điểm bùng phát bệnh viêm phổi suốt những năm đầu 1930.
8

Các chủng Cp. psittaci thuộc serovar E có thể gây bệnh cho rất nhiều loài động vật
như bồ câu, vịt, gà tây, các loài chim chạy (ratile). Serovar F là các chủng phân lập
được từ chim và gà tây. Serovar M56 phân lập được trên chuột xạ, chuột hương và
thỏ rừng (Spalatin và cs., 1966). Serovar WC phân lập lần đầu tiên từ ổ dịch bò bị
tiêu chảy (Page, 1967). Tất cả các serovar này đều có thể lây nhiễm cho con người

(Woldehiwet, 2008).
Bảng 1.1. Các serovar của Chlamydophila psittaci
Serovar Chủng đại diện Vật chủ
A VS1 Chim họ vẹt
B CP3 Bồ câu
C GR9 Vịt, ngỗng
D NJ1 Gà tây
E MN Bồ câu, gà tây
F VS225 Chim họ vẹt
M56 M56 Chuột xạ, thỏ rừng trắng Bắc Mỹ
WC WC Gia súc

1.2.5. Độc lực của vi khuẩn Cp. psittaci
Các chủng Cp. psittaci gây bệnh trên gia cầm thường có độc lực rất cao, gây
bệnh ở thể cấp tính, có mức lây lan nhanh trong đàn gia cầm và ở cả người. Tỷ lệ
gia cầm chết do mắc bệnh thể độc lực cao dao động khoảng 5-30%. Một số chủng
có độc lực thấp thì gây bệnh ở thể mãn tính và tỷ lệ chết dưới 5%. Tuy nhiên, độc
lực của các chủng Cp. psittaci còn phụ thuộc vào vật chủ, một số chủng thể hiện
độc lực yếu trên gia cầm nhưng lại có độc lực rất mạnh trên một số loài vật khác.
Hơn nữa, độc lực của Cp. psittaci có thể thay đổi giữa các loài chim hoang dã và gia
cầm, thậm chí giữa loài chim và người (Woldehiwet, 2008; Vanrompay, 2008).
Bệnh Chlamydophilosis trên gia cầm thường kết hợp với một số bệnh kế phát khác
9

như Salmonellosis. Trong trường hợp có kế phát, tỷ lệ gia cầm mắc bệnh, chết
thường rất cao và mức độ lây nhiễm rất nhanh (Andersen và Vanrompay, 2008).
Số loài gia cầm nhiễm Cp. psittaci ngày càng tăng. Theo Ito và cs. (2002), có
khoảng 465 loài chim (kể cả gia cầm) được xác định là đã nhiễm Cp. psittaci. Tỷ lệ
nhiễm Cp. psittaci cao nhất được phát hiện là ở trên loài vẹt và bồ câu. Khảo sát
huyết thanh cho thấy có khoảng 16-81% loài vẹt nhiễm Cp. psittaci và tỷ lệ chết

khoảng 50% (Raso và cs., 2002; Vanrompay, 2008). Một số nghiên cứu cho thấy tỷ
lệ nhiễm Cp. Psittaci trên bồ câu là 35,9-60%, tỷ lệ này trên bồ câu hoang giao
động khoảng từ 12,5-95,6% (Haag-Wackernagel, 2005; Laroucau và cs., 2005;
Tanaka và cs., 2005; Geigenfeind và cs., 2011). Đây là nguồn gây nhiễm nguy hiểm
cho gia cầm cũng như người tiếp xúc trực tiếp với loài vật nhiễm bệnh.
1.2.6. Con đường lây nhiễm Cp. psittaci
Đường lây nhiễm Cp. psittaci chủ yếu là qua đường hô hấp do gia cầm tiếp
xúc trực tiếp với gia cầm bệnh hoặc tiếp xúc với phân, nước mũi mang mầm bệnh.
Vi khuẩn Cp. psittaci xâm nhập vào cơ thể gia cầm qua đường hô hấp, sau đó nhân
lên và sản sinh các thể EB, RB trong phổi, túi khí, màng ngoài tim và theo hệ thống
mao mạch đến các cơ quan như gan, thận, lách. Sau 48 giờ lây nhiễm, vi khuẩn Cp.
psittaci có thể được thải ra ngoài qua phân và nước mũi - đây là nguồn lây nhễm
chủ yếu trong đàn và trong quá trình vận chuyển (Woldehiwet, 2008). Thời gian
thải mầm bệnh có thể kéo dài đến 60 ngày sau khi nhiễm bệnh (Tappe và cs., 1989).
Số lượng mầm bệnh thải qua dịch mũi thường cao hơn rất nhiều so với qua phân,
đặc biệt trong giai đoạn đầu của quá trình lây nhiễm (Andersen, 1996).
Vi khuẩn Cp. psittaci có thể lan truyền nhờ chuột, ve và ruồi (Longbottom và
Coulter, 2003). Chim được xem là những vector lây truyền bệnh tốt nhất do chúng
thường tiếp xúc với phân và xác động vật bị nhiễm bệnh và có tính động cao
(Everett và cs., 1999b).
10

Quá trình lây truyền dọc qua trứng cũng có thể xảy ra nhưng với tỷ lệ thấp.
Tuy nhiên, đây là nguồn lây nhiễm nguy hiểm trong những đàn gia cầm mang trùng
(Wittenbrink và cs., 1993; Lublin và cs., 1996).
1.3. Triệu chứng bệnh Chlamydophilosis
Thời gian ủ bệnh phụ thuộc vào nhiều yếu tố như độc lực của chủng vi khuẩn
gây bệnh, số lượng vi khuẩn lây nhiễm, loài và độ tuổi của động vật mẫn cảm. Đối
với gia cầm non nhiễm chủng độc lực cao thì thời gian ủ bệnh khoảng 5-10 ngày.
Trong khi đó, ở gia cầm trưởng thành nhiễm chủng độc lực yếu thì thời gian ủ bệnh

có thể kéo dài đến 60 ngày (Andersen và Vanrompay, 2008).
Triệu chứng bệnh thường không rõ ràng trên gia cầm. Ở những đàn nhiễm
chủng độc lực cao thường thể hiện triệu chứng là chết đột ngột trong vòng 5-14
ngày khi có sự thay đổi về điều kiện môi trường hay nhiễm khuẩn kế phát
(Woldehiwet, 2008). Gia cầm mắc bệnh thể cấp tính thường biểu hiện mệt mỏi, xù
lông, bỏ ăn, chảy nước mũi và viêm màng kết; có triệu chứng đường hô hấp như thở
khò khè; có thể tiêu chảy phân xanh có màng nhầy và máu. Một số gia cầm mắc
bệnh có thể có triệu chứng thần kinh như đi đứng mất thăng bằng, co giật (Andersen
và Vanrompay, 2008; Vanrompay, 2008).
Gà mắc bệnh thường chậm phát triển, giảm trọng lượng, bỏ ăn, tiêu chảy
phân có chất nhầy màu vàng xanh, giảm đẻ hoặc ngừng hẳn ở gà sinh sản, gà có các
triệu chứng đường hô hấp như chảy nước mũi, thở bằng miệng, viêm túi khí. Một số
gà nhiễm bệnh có các triệu chứng ở mắt như chảy nước mắt, viêm kết mạc mắt
(Woldehiwet, 2008). Gan thường chịu tác động đáng kể do bệnh gây ra và hiện
tượng màu sắc lông không bình thường do biến đổi quá trình trao đổi chất cũng xảy
ra ở chim bị nhiễm bệnh mãn tính (Billington, 2005).
Các chủng thuộc serovar D gây bệnh nghiêm trọng nhất trên gà tây với các
triệu chứng như viêm màng kết, viêm mũi, viêm xoang, viêm khí quản, viêm phổi,
viêm màng ngoài tim, viêm đường ruột và giảm khả năng đẻ trứng. Tỷ lệ tử vong có
11

thể cao nếu không được xử lý kháng sinh sớm. Ngoài ra, chủng vi khuẩn thuộc
serovar D đặc biệt nguy hiểm đối với người làm việc tiếp xúc với gia cầm, nhất là ở
địa điểm chế biến gia cầm. Các dấu hiệu lâm sàng đối với gà tây bị nhiễm các
serovar có độc tính thấp thường nhẹ hơn, bao gồm bệnh chán ăn và tiêu chảy
(Vanrompay và cs., 1995b).
Ngược lại, bồ câu hoang dã bị nhiễm bệnh là những vật mang vi khuẩn Cp.
psittaci tiềm ẩn do giải phóng vi khuẩn qua phân, đường hô hấp và dịch tiết màng
kết (Magnino và cs., 2009). Tuy nhiên, những dấu hiệu lâm sàng gồm bệnh chán ăn,
tiêu chảy và các dấu hiệu ở đường hô hấp có thể xảy ra đồng thời với các bệnh khác

như bệnh salmonela, bệnh tricomonas, và bệnh do virus gây ra (virus gây bệnh
Herpes và virus gây bệnh quai bị) (Longbottom và Coulter, 2003). Vịt bị nhiễm
bệnh cũng thường không biểu hiện triệu chứng nhưng nếu người tiếp xúc với chúng
có thể mắc bệnh viêm phổi nghiêm trọng (Laroucau và cs., 2009). Trong một số
trường hợp, các chủng Cp. psittaci có thể gây nhiễm ở các loài động vật có vú khác,
như chó (Sprague và cs., 2009), ngựa (Theegarten và cs., 2008), và lợn (Kauffold và
cs., 2006), đồng thời gây ra hiện tượng chết yểu và viêm phổi.
1.4. Bệnh tích bệnh Chlamydophilosis
Bệnh tích bệnh Chlamydophilosis phụ thuộc vào loài cảm nhiễm và thời gian
mắc bệnh. Gia cầm nhiễm chủng Cp. psittaci độc lực thấp thường ít thể hiện bệnh
tích hơn so với gia cầm nhiễm chủng độc lực cao. Một trong những bệnh tích
thường gặp ở gia cầm mắc bệnh là viêm màng thanh dịch; viêm màng ngoài bao
tim; phổi xung huyết; màng túi khí mờ đục; gan, lách sưng to, dễ vỡ và có thể có
những điểm hoại tử trên bề mặt. Một số ca bệnh có thể hiện viêm cơ tim, viêm phổi
(Woldehiwet, 2008). Khi gia cầm mắc bệnh thể mạn tính, lách sưng to, gan có
những khối u. Bệnh tích vi thể thường gặp là sự tăng sinh tế bào và xuất hiện các
khối u kèm theo các biểu hiện viêm tại phế quản, phổi (Woldehiwet, 2008;
Vanrompay, 2008).
12

1.5. Chẩn đoán bệnh Chlamydophilosis
Phương pháp được sử dụng để chẩn đoán sự nhiễm Cp. psittaci gồm có bốn
bước căn bản:
 Bước một: Quan sát trực tiếp vi khuẩn trong mẫu lâm sàng bằng kĩ
thuật nhuộm.
 Bước hai: Phân lập vi khuẩn từ mẫu lâm sàng kèm theo định danh vi
khuẩn được phân lập.
 Bước ba: Phát hiện các kháng nguyên hoặc các gen đặc hiệu giống.
 Bước bốn: Xác định hiệu giá kháng thể trong huyết thanh của đối
tượng mắc bệnh cấp tính và đối tượng đang trong thời gian hồi phục

sau khi mắc bệnh.
1.5.1. Thu thập và xử lý mẫu
Mẫu thu thập, nhất là mẫu dùng cho phân lập vi khuẩn cần phải vô trùng
nhằm tránh tạp khuẩn ảnh hưởng đến kết quả kiểm tra. Đối với chim đã chết thì ưu
tiên lựa chọn các mẫu mô túi phổi, lá lách, màng bao ngoài tim, tim, gan, và thận.
Đối với chim còn sống nên lấy mẫu dịch vòm họng và dịch lỗ huyệt (Andersen,
1996; Arizmendi và Grimes, 1995).
Nếu mẫu được sử dụng cho phân lập, thao tác cần phải có độ chính xác nhằm
ngăn chặn hiện tượng chết vi khuẩn do vận chuyển hay thao tác. Môi trường vận
chuyển Rickettsia chứa sucrose-phosphate-glutamate (SPG) cũng có thể dùng làm
môi trường vận chuyển Chlamydiae. Môi trường khuyến cáo sử dụng cho vận
chuyển Chlamydiae gồm đệm SPG (đường sucrose, 74,6 g/lít; KH
2
PO
4
, 0,512 g/ lít;
K
2
HPO
4
1,237 g/lít; và L-glutamic acid 0,721 g/ lít) và có thể được hấp thanh trùng
hoặc lọc (Spencer và Johnson, 1983).
13

1.5.2. Quan sát trực tiếp bằng phương pháp nhuộm
Sử dụng các phương pháp nhuộm như Gimenez, Gimenez cải tiến (nhuộm
PVK), và kỹ thuật nhuộm Giemsa (Andersen, 1998; Andersen, 2000). Các thể EB
trong thử nghiệm Gimenez sẽ xuất hiện màu đỏ trên nền xanh lục.
Phương pháp tế bào học và mô học để phát hiện Chlamydia là phương pháp
nhuộm hóa mô miễn dịch. Kỹ thuật này nhạy hơn so với kỹ thuật nhuộm mô nhưng

để giải thích được kết quả đòi hỏi phải có kinh nghiệm.
1.5.3. Phân lập vi khuẩn Cp. psittaci
Quá trình phân lập có thể được thực hiện bằng việc gây nhiễm các mẫu vào
lớp mỏng tế bào nuôi cấy, vào lòng đỏ trứng gà đã có phôi, hoặc chuột.
1.5.3.1. Phương pháp nuôi cấy tế bào
Nuôi cấy tế bào là phương pháp thuận tiện nhất để phân lập các chủng Cp.
psittaci gây bệnh trên gia cầm. Các dòng tế bào thường được sử dụng nhất để nuôi
cấy vi khuẩn Cp. psittaci là McCoy, Hela, Vero, L929, và BGM. Phương pháp và
môi trường nuôi cấy mô tiêu chuẩn đã cải tiến thường được sử dụng.
Việc ngăn chặn sự phân chia của tế bào nuôi cấy là điều cần thiết nhằm đảm
bảo dinh dưỡng cho sự sinh trưởng của vi khuẩn và cho phép quan sát lâu hơn các
tế bào bị nhiễm trong quá trình nuôi cấy. Các tế bào chủ có thể bị ức chế bằng chiếu
sóng bức xạ hoặc bằng các hóa chất gây độc tế bào (như cycloheximide) làm cho tế
bào không thể phân chia (Herring và cs., 1986). Ly tâm vi khuẩn vào tế bào lớp đơn
thường được sử dụng nhằm làm tăng tỷ lệ nhiễm.
Sau khi gây nhiễm vi khuẩn, các tế bào nuôi cấy lớp đơn sẽ được xử lý (với
methanol, acetone, hay hỗn hợp methanol và acetone và sau đó đem đi nhuộm để
xác định các thể vùi.
14

1.5.3.2. Phương pháp gây nhiễm vi khuẩn trên phôi gà
Trứng gà có phôi 6-7 ngày tuổi sẽ được gây nhiễm với 0,2 – 0,5 ml dung
dịch vi khuẩn/phôi thông qua túi noãn hoàng. Theo dõi sự phát triển của phôi ở
37
0
C đến 10 ngày sau gây nhiễm. Tắt nghẽn mạch máu là tổn thương lớn nhất được
tìm thấy ở phôi gà chết do bị nhiễm vi khuẩn Cp. psittaci. Túi noãn hoàng được thu
nhận từ phôi đã chết 3-10 ngày sau gây nhiễm. Nếu phôi không chết thì việc cấy
chuyển lại tiếp tục được thực hiện. Túi noãn hoàng thu nhận cũng có thể được sử
dụng để gây nhiễm vào trong tế bào lớp đơn kèm theo xác định các thể vùi của vi

khuẩn đích bằng phương pháp nhuộm tế bào hay miễn dịch huỳnh quang.
1.5.4. Phát hiện các kháng nguyên đặc hiệu cho vi khuẩn Cp. psittaci
Xét nghiệm phát hiện kháng nguyên vi khuẩn, có nhiều lợi ích hơn so với các
kỹ thuật phân lập. Hệ thống phát hiện kháng nguyên có khả năng phát hiện cả vi
khuẩn sống và vi khuẩn chết cũng như các kháng nguyên hòa tan trong các chất tiết
hay các chất đào thải. Hiện nay, các phương pháp miễn dịch huỳnh quang trực tiếp
(direct immunofluorescence - IF), xét nghiệm hấp thụ miễn dịch liên kết với
enzyme (Enzyme Linked Immunosorbent Assay- ELISA), và thử nghiệm miễn dịch
sắc ký (immunochromatography - IC) được xem là những phương pháp chẩn đoán
các kháng nguyên vi khuẩn nhanh chóng. Hầu hết các xét nghiệm này đều sử dụng
một kháng thể đơn dòng (MAb) kháng epitope đặc hiệu giống trên protein LPS hay
kháng lại epitope đặc hiệu loài nằm trên protein màng ngoài MOMP. Một vài trong
số các thử nghiệm dựa trên LPS này cũng được xem xét nhằm mục đích phát hiện
Cp. psittaci trong mẫu gia cầm (Biendl, 1992; Gerlach, 1994; Kingston, 1992; Ley
và cs., 1993; Vanrompay và cs., 1994).
1.5.5. Phát hiện các gen đặc hiệu cho vi khuẩn Cp. psittaci
Phương pháp phản ứng chuỗi trùng hợp (polymerase chain reaction - PCR),
một phương pháp phát hiện dựa trên acid nucleic được khuếch đại và được sử dụng
phổ biến nhất, tập trung vào sự khuếch đại một phần gen ompA (omp1) mã hóa cho
15

protein màng ngoài MOMP hay gen 16S rRNA (Everett và cs., 1999c; Hewinson và
cs., 1991; Messmer và cs., 1997).
Gần đây, hai xét nghiệm nested PCR với độ nhạy cao đã được phát triển
nhằm phát hiện Cp. psittaci trong các mẫu gia cầm (Sachse và Hotzel, 2003; Van
Loock và cs., 2005).
Phương pháp real-time PCR cũng được nhiều tác giả phát triển để chẩn đoán
bệnh Chlamydophilosis như Geens và cs. (2005). Geens và cộng sự (2005) đã phát
triển real-time PCR di truyền nhằm phát hiện các kiểu gen ompA của vi khuẩn Cp.
psittaci.

Phương pháp PCR được sử dụng để chẩn đoán bệnh Chlamydophilosis do có
những ưu điểm sau:
1. Thu mẫu dễ dàng và không gây hại cho sinh vật chủ
2. Các yêu cầu về lưu giữ và vận chuyển mẫu cũng đơn giản do không nhất
thiết phải đảm bảo vi khuẩn còn sống.
3. Tránh lấy nhiều mẫu như các thử nghiệm phát hiện kháng nguyên trực tiếp
(chẳng hạn như ELISA)
4. Cho kết quả nhanh chóng
5. Độ nhạy cao
6. Độ đặc hiệu cao
Ngoài ra, việc tạo ra các phân đoạn DNA đích cũng cho phép thiết lập bản đồ
enzyme giới hạn về tính đa hình của sản phẩm khuếch đại, từ đó tạo điều kiện cho
việc định danh và phân loại chủng loài (Andersen, 1997; Everett và
Anderson,1999a; Sayada và cs., 1995, Vanrompay và cs., 1997).
16

1.5.6. Xét nghiệm huyết thanh học
Bệnh Chlamydophilosis có thể được chẩn đoán bằng phương pháp huyết
thanh. Phương pháp này thường đòi hỏi một lượng kháng thể cao trong huyết thanh
hay tỷ lệ dương tính với bệnh phải cao trong đàn. Xét nghiệm cố định bổ thể là xét
nghiệm tiêu chuẩn và thường được sử dụng ở hầu hết các phòng thí nghiệm. Các xét
nghiệm huyết thanh mới hơn cũng được sử dụng, trong đó có một số xét nghiệm chỉ
phát hiện IgM và được xem là những xét nghiệm chỉ thị bệnh tốt hơn. Hầu hết
những xét nghiệm này cần sự đánh giá nhiều hơn từ các phòng thí nghiệm khác
trước khi chúng được khuyến cáo sử dụng.
Cố định bổ thể (complement fixation - CF) là một phương pháp được sử
dụng rộng rãi để phát hiện các kháng thể kháng vi khuẩn chlamydia.
Phương pháp cố định bổ thể trực tiếp cả chưa cải tiến và có cải tiến đều là
những phương pháp được sử dụng phổ biến nhất để phát hiện kháng thể ở chim
(Grimes, 1985; Grimes và Page, 1978; Grimes và cs., 1970; Hall và cs., 1975). Cả

hai phương pháp này tương đối nhạy và có thể được tiến hành thông qua việc sử
dụng kháng nguyên thu từ vi khuẩn chlamydia sinh ra từ quá trình nuôi cấy trong tế bào.
Các xét nghiệm vi miễn dịch huỳnh quang gián tiếp (indirect micro-
immunofluorescense - IMIF) và miễn dịch huỳnh quang gián tiếp (indirect
immunofluorescense - IFI) được sử dụng rộng rãi nhằm mục đích phân biệt các
serovar của vi khuẩn C. trachomatis trên người, và gần đây hơn là mục đích xác
định cơ thể con người đáp ứng miễn dịch đối với loại vi khuẩn nào: C. trachomatis,
Cp. pneumoniae, hay Cp. psittaci. Nguyên lý chung của các xét nghiệm này là cả
hai đều là xét nghiệm IF gián tiếp: xét nghiệm IFI phát hiện các phản ứng đối với
những thể vùi trong môi trường tế bào đã được gây nhiễm, và xét nghiệm IMIF phát
hiện các thể EB gắn trên lam kính dưới kính hiển vi.

17

1.5.7. Chẩn đoán phân biệt
Bệnh Chlamydophilosis cần được phân biệt với bệnh tụ huyết trùng
(Pasteurellosis), đặc biệt là ở gà tây, dù chúng biểu hiện dấu hiệu và thương tổn
tương tự nhau. Bệnh tụ huyết trùng có thể được loại trừ nhờ vào thủ tục nuôi cấy
phù hợp. Do có một số tương đồng về dấu hiệu và tổn thương, bệnh viêm đường hô
hấp mãn (Mycoplasmosis) cần được loại trừ ở những gà tây bị nghi ngờ nhiễm bệnh
Chlamydophilosis. Cúm gia cầm có thể được loại bỏ trong các trường hợp nghi ngờ
nhiễm Chlamydophilosis bằng phương pháp phân lập virus và xét nghiệm huyết thanh.
1.6. Điều trị bệnh Chlamydophilosis
Vi khuẩn Cp. psittaci rất mẫn cảm với các kháng sinh thuộc nhóm
Tetracycline nên có thể sử dụng các kháng sinh thuộc nhóm này để điều trị bệnh
cho gia cầm bằng đường uống hoặc tiêm bắp thịt (Vanrompay và cs., 1995a;
Johnston và cs., 2000).
Kháng sinh có thể sử dụng trong thời gian dài (đến 45 ngày) để giảm quá
trình lây nhiễm và phát tán mầm bệnh. Các kháng sinh thuộc nhóm Quinolone cũng
có thể điều trị bệnh trên gia cầm (Woldehiwet, 2008).

Kháng sinh có thể sử dụng kèm với thức ăn (chlortetracycline 500-5000 ppm
tùy thuộc vào loài chim và loại thức ăn, Doxycycline 1000mg/kg, hoặc
Enrofloxacin 250-1000 ppm) (Gerlach, 1999) hoặc cho vào nước (Doxycycline
200-800 ml/L tùy vào từng loài chim) nhưng cần lưu ý rằng không được sử dụng
bất kỳ nguồn nước nào khác để uống. Việc hòa tan doxycycline vào nước thường
cho kết quả tốt hơn, do chúng ổn định trong nước hơn trong thực phẩm và thường
dễ được chấp nhận hơn đối với chim, ngoại trừ vẹt do vẹt thường uống ít.
Gà tây nhiễm bệnh nên được xử lý với Chlortetracycline (CTC) ở nồng độ
400g/ tấn thức ăn dạng viên. Trong quá trình vo thức ăn thành viên phải chú ý đến
độ nóng được tạo thành vì nhiệt độ có thể làm phân hủy CTC và làm nồng độ CTC
giảm dưới mức cần thiết. Thức ăn có bổ sung CTC phải được sử dụng trong 2 tuần
18

và sau đó thay bằng loại thức ăn không bổ sung CTC trong 2 ngày trước khi chim
được đem đi mổ lấy thịt cho con người tiêu thụ. Thức ăn dạng viên chứa CTC
không được bổ sung thêm canxi vì các ion canxi có thể chelate hóa CTC và làm
giảm hiệu quả của CTC. Theo khuyến cáo tất cả gà tây mới nhiễm bệnh cần được
xử lý và giết lấy thịt: Mầm bệnh có thể phát tán trở lại nhanh chóng do các loài
chim hoang dã có thể tiếp tục mang mầm bệnh Chlamydiae, hay việc xử lý không
thể loại bỏ hết những con chim mang mầm bệnh. Đối với những khu vực có bệnh
Chlamydophilosis đã phát tán, số gà tây và vịt thương mại cần phải qua kiểm tra bởi
bác sĩ thú y và 1-2% trong số chúng cần phải được xét nghiệm huyết thanh. Ngoài
ra cũng nên tiến hành phân lập trên mô của chim lấy ngẫu nhiên từ những con đã
qua xét nghiệm huyết thanh.
Những phương pháp điều trị tương tự như trên cần được sử dụng để điều trị
các loài gia cầm khác cũng bị nhiễm vi khuẩn Cp. psittaci. Ở một số các loài chim
khác, bệnh salmonellosis thường xuất hiện và làm tình hình thêm phức tạp nên nhất
thiết cần xử lý phối hợp nhiều loại kháng sinh.
Bồ câu nuôi cần được điều trị bằng thức ăn có bổ sung CTC, nhưng việc điều
trị có thể không mấy hiệu quả với người mang bệnh. Việc thay đổi các khoảng thời

gian điều trị bằng những khoảng thời gian không điều trị có thể dần dần xóa bỏ sự
nhiễm bệnh mãn tính (Meyer, 1965).
Sau khi xử lý kháng sinh, cần phải kiểm tra độ sạch vi khuẩn cuối quá trình
xử lý và tiến hành lấy mẫu định kỳ để kiểm soát sự trở lại của dịch bệnh.
Việc điều trị chỉ nên tiến hành đối với những vật nhiễm bệnh. Không nên
thường xuyên sử dụng kháng sinh để ngăn chặn bệnh nhằm hạn chế hiện tượng
kháng kháng sinh mặc dù chưa có báo cáo nào cho thấy có hiện tượng kháng kháng
sinh xảy ra đối với chủng Cp. psittaci.