BÁO CÁO ĐỀ TÀI NHÁNHNGHIÊN CỨU BỆNH ĐỐM TRẮNG NỘI TẠNG CỦA CÁ CHIM VÂY VÀNG (Trachinotus blochii) NUÔI BẰNG LỒNG TẠI VŨNG NGÁN, NHA T

BÁO CÁO ĐỀ TÀI NHÁNH
NGHIÊN CỨU BỆNH ĐỐM TRẮNG NỘI TẠNG CỦA CÁ
CHIM VÂY VÀNG (Trachinotus blochii) NUÔI BẰNG LỒNG TẠI
VŨNG NGÁN, NHA TRANG
Người thực hiện: PGS-TS. Đỗ Thị Hòa
Dương Văn Quý Bình
Nguyễn Thị Thùy Giang
Nguyễn Xuân Nguyên
Nha Trang, tháng 5/ 2011
1
MỞ ĐẦU
Cá chim vây vàng (Trachinotus blochii), có gía trị dinh dưỡng cao, tốc độ sinh
trưởng rất nhanh trong 3 năm đầu, rất thích hợp cho nuôi tăng sản [3]. Cá chim vây
vàng (CVV) là đối tượng nuôi đã đem lại lợi nhuận cao cho nhiều nước trong khu
vực như Trung Quốc, Indonesia, Đài Loan, Nhật Bản… Năm 2006, loài cá này đã
được nhập vào Việt Nam từ Trung Quốc bởi các nhà khoa học của Trường cao đẳng
thủy sản Bắc Ninh. Từ năm 2009, cá CVV đã và đang được thử nghiệm nuôi và cho
đẻ nhân tạo tại Trường Đại học Nha Trang. Công trình thử nghiệm này bước đầu đã
thu được những thành công trong sinh sản nhân tạo và nuôi thương phẩm loài cá này
bằng lồng trên biển đặt tại Vịnh Nha Trang. Con giống của cá CVV đã được cung cấp
cho nhiều nông hộ nuôi thương phẩm tại các tỉnh Nam Trung bộ như Phú Yên, Ninh
Thuận và đối tượng cá biển này đang nhận được sự quan tâm của nhiều người dân
nuôi trồng thủy sản ven biển.
Tuy nhiên, bệnh và tác hại của bệnh luôn là một vấn đề đã và đang gây ra
những khó khăn cho nghề nuôi cá biển nói chung, đặc biệt là cá CVV, đối tượng nuôi
mới ở Việt Nam. Vào tháng 8 năm 2010, cá CVV cỡ 6-10cm đang nuôi trong các
lồng tại Vịnh Nha Trang xuất hiện một dạng bệnh lạ với các dấu hiệu đặc trưng: các
nốt phồng rộp nhỏ dưới da, sau đó vỡ tạo nên các điểm thương tổn nhỏ màu nâu.
Mang cá bệnh tiết nhiều dịch nhày với các vùng thương tổn và các hạt nhỏ màu trắng
đục. Một số khối u xuất hiện trên cột sống, khi khối u lớn làm cột sống bị cong, gây
dị dạng cho cá bệnh. Giải phẫu trong ổ bụng đã quan sát được các hạt trắng nhỏ xuất

hiện ở một số nội tạng như: thận, lách và gan cá bệnh. Khi cá CVV bị bệnh này đã
gây chết nhiều cá trong các lồng nuôi, tỷ lệ chết ở một số lồng lên tới 50% sau 15
ngày phát bệnh. Cho đến năm 2010, vẫn chưa có một nghiên cứu nào về bệnh ở cá
CVV ở Việt Nam được công bố.
Được sự hỗ trợ về kinh phí của đề tài do tỉnh Khánh Hòa quản lý , mã số
…… , bệnh đốm trắng nội tạng ở cá chim vây vàng (Trachinotus blochii Lacepède,
1801) nuôi bằng bè ở Vũng Ngán (Vịnh Nha Trang) đã được nghiên cứu nhằm xác
định các dấu hiệu đặc trưng của bệnh và tác nhân gây ra bệnh này ở cá chim vây
vàng nuôi tại Khánh Hòa
2
Mục tiêu củanghiên cứu: Xác định tác nhân gây bệnh đốm trắng ở nội tạng
cá chim vây vàng.
Nội dung chính đã tập trung nghiên cứu:
1. Mô tả dấu hiệu chính của cá CVV bị bệnh đốm trắng nội tạng.
2. Đặc điểm mô bệnh học của cá CVV bị bệnh đốm trắng nội tạng.
3. Xác định tác nhân gây bệnh đốm trắng nội tạng ở cá CVV
Ý nghĩa khoa học và thực tiễn của nghiên cứu này:
 Ý nghĩa khoa học: Cung cấp các tư liệu mới về bệnh ở cá CVV nuôi và bổ
sung vào danh mục bệnh ở cá biển nuôi tại Việt Nam
 Ý nghĩa thực tiễn: Kết quả của đề tài làm cơ sở cho các đề xuất phòng trị
bệnh đốm trắng nội tạng của cá CVV nuôi ở Nha Trang, Khánh Hòa.
3
Phần 1: TỔNG QUAN
1.1. Đặc điểm sinh học cá chim vây vàng
1.1.1 Vị trí phân loại
Ngành : Vertebrata
Lớp : Osteichthyes
Bộ : Perciformes
Họ : Carangidae
Giống : Trachinotus

Loài : Trachinotus blochii Lacepède, 1801
Tên tiếng Anh: Snub-nose pompano
Tên tiếng Việt: Cá chim vây vàng
(Nguồn: trang web của FishBase)
1.1.2 Đặc điểm hình thái
Cơ thể cá CVV hơi tròn, cao, dẹp chính giữa, lưng hình vòng cung. Trên
đường bên vảy sắp xếp khoảng 135 - 136 cái, chiều dài so với chiều cao 1,6-1,7 lần,
so với chiều cao đầu 3,5 - 4 lần, cuống đuôi ngắn và dẹp, đầu nhỏ, chiều cao đầu lớn
hơn chiều dài, môi tù về phía trước. Hai lỗ mũi nằm gần nhau và ở môi trên: lỗ mũi
trước nhỏ hình tròn, lỗ mũi sau to hình bầu dục [3,21,30,39].
Mép phía trước xương nắp mang có dạng hình cung tương đối lớn, mép sau
cong. Xương nắp mang phía sau trơn, màng nắp mang tách rời, mỗi tia mang có 8 – 9
tơ mang ngắn. Đầu và thân có màu trắng bạc, đỉnh đầu có màu xanh xám. Ở những cá
thể trưởng thành thỉnh thoảng có màu vàng cam đặc biệt trên cơ thể nhất là vùng
miệng và nửa sau của thân. Phần đầu không có vảy, cơ thể có nhiều vảy nhỏ dính vào
dưới da. Công thức vây: D.V – VI, I + 18 – 19; A.II, I + 16 – 17; P.I + 17 – 18; G.R 6
– 7 + 8 – 9. Phía trước đường bên có hình cung khá lớn, trên đường bên vảy không có
gờ. Vây lưng thứ 1 hướng về phía trước, gai bằng và có 5 – 6 gai ngắn. Ở cá giống
giữa các gai có màng liền nhau, cá trưởng thành màng thoái hóa thành những gai tách
rời nhau. Vây lưng thứ 2 có 1 gai và 19 – 20 tia vây, phần trước của vây kéo dài hình
lưỡi liềm. Tia vây dài nhất gấp chiều dài của đầu 1,2 – 1,3 lần. Vây hậu môn có 1 gai
và 17 – 18 tia vây, phía trước có hai gai ngắn. Vây hậu môn và vây lưng thứ 2 hình
dạng giống nhau, màu cam sẫm. Vây ngực tương đối ngắn, rộng, màu tối đen. Đuôi
4
xẻ thùy, vây đuôi hình lưỡi liềm. Lưng màu xanh xám, bụng trắng bạc, mình không
có vân đen, vây lưng màu ánh bạc, rìa vây màu tro đen, vây hậu môn hơi vàng, vây
đuôi màu tro [21,30,39].

1.1.3 Sinh thái và phân bố của cá chim vây vàng
a. Phân bố địa lý

Theo Borut Forlan (2004), cá chim vây vàng sống ở vùng biển hở và được tìm
thấy ở Đại Tây Dương, Ấn Độ Dương và Thái Bình Dương. Ở Châu Á, cá chim vây
vàng phân bố ở miền nam Nhật Bản, Indonesia, Trung Quốc và Đài Loan [2]. Những
con cá nhỏ thường được tìm thấy ở vùng biển đáy cát hoặc gần những vùng cửa sông
đáy cát pha đất sét. Ở giai đoạn con giống chúng có xu hướng tập trung theo đàn và
dần tách đi một mình khi đã trưởng thành (Bianchi, G, 1985), các động vật thân
mềm trên cát và động vật không xương sống khác là thức ăn tự nhiên chính cho loài
cá này (Bianchi, G., 1985). Cá chim vây vàng xuất xứ từ Carangida, sống tại những
vùng đá ngầm với mực nước < 7 m (Potonetal, 1989).
Ở Việt Nam, loài cá CVV được tìm thấy ở vùng biển Vịnh Bắc Bộ, vùng biển
miền Trung và Nam Trung Bộ (Ngô Trọng Lư và cộng sự) [3].
Cá CVV là loài cá nước ấm, có tập tính di cư, sống ở tầng giữa và tầng trên. Ở
giai đoạn cá giống, hàng năm sau mùa đông thường sống ở vùng vịnh cửa sông, sống
theo đàn. Cá trưởng thành bơi ra vùng biển sâu. Là loài cá rộng muối, ngưỡng chịu
đựng độ mặn trong khoảng 3 – 35 ‰, dưới 20 ‰ cá sinh trưởng nhanh, trong điều
kiện độ mặn cao cá sinh trưởng chậm. Khả năng chịu đựng nhiệt độ tương đối kém,
nhiệt độ thích hợp từ 16 – 36°C, sinh trưởng tốt nhất ở 22 - 28°C. Thông thường hàng
năm cuối tháng 12 đến đầu tháng 3 năm sau là thời kỳ nhiệt độ thấp, cá không ăn
thức ăn. Nhiệt độ dưới 16°C cá chim ngừng bắt mồi, nhiệt độ thấp nhất mà cá chịu
5
Hình 1.1: cá chim vây vàngHình 1.1: Cá chim vây vàng
đựng được là 14°C. Nếu 2 ngày liên tục nhiệt độ xuống dưới 14°C cá sẽ chết.
Ngưỡng oxy hòa tan thấp mà cá chịu đựng được là 2,5 mg/l [39].
b. Đặc điểm sinh thái:
Cá CVV được nhập vào Indonesia từ Đài Loan và Trung Quốc nhưng loài cá này
vẫn được tìm thấy phân bố tự nhiên ở vùng biển Indonesia. Cá có tốc độ sinh trưởng nhanh
và đem lại giá trị thương mại cao nên là một loài có tiềm năng lớn cho nghề nuôi
trồng thủy sản ở khu vực Châu Á – Thái Bình Dương (Anony Mous, 2007) [21.30].
1.2 Tình hình sản xuất giống và nuôi cá CVV trên thế giới và Việt Nam
1.2.1 Tình hình trên thế giới

Tại Đài Loan, Lâm Liệt Đường (1986) đã thu gom 126 con cá chim vây vàng
loại nhỏ, loại vừa và lớn nuôi chung với nhau để tạo đàn cá bố mẹ. Đến năm 1989,
tác giả bắt đầu thử nghiệm cho sinh sản loài cá này trong điều kiện nhân tạo, trong 5
lần tiêm kích dục tố, thì có 4 lần cá CVV đã đẻ trứng và thụ tinh thành công, thu được
trên 900 vạn trứng, tỷ lệ thụ tinh khoảng 56%. Qua nhiều hình thức thực nghiệm
ương nuôi, nhóm nghiên cứu đã thu được 38,6 vạn giống kích cỡ 2 – 3cm. Đây là
công trình đầu tiên cho cá CVV sinh sản nhân tạo thành công. Đến năm 1991, quy
trình sinh sản nhân tạo loài cá này đã khá hoàn thiện [3,39,30](Lê Phúc Tổ, 2005).
Năm 1993, Trung tâm chuyển giao công nghệ thuộc Trường Đại học Trung
Sơn đã kết hợp với Trại Nghiên cứu giống Thủy sản Quảng Đông – Trung Quốc cho
sinh sản nhân tạo thành công cá CVV ở quy mô nhỏ, ương nuôi cá bột trong các bể xi
6
Hình 1.2: Bản đồ phân bố cá chim vây vàng trên thế giới
(Phần chấm đỏ là khu vực cá phân bố) [3]
măng. Năm 1998, trung tâm này đã kết hợp với Công ty trách nhiệm hữu hạn giống
thủy sản Tháng Lợi – Hải Nam – Trung Quốc cho cá CVV sản xuất giống nhân tạo
thành công trên quy mô lớn, ương nuôi cá bột trong các ao đất [21,30].
Tại Indonesia, Trung tâm phát triển nuôi biển ở Batam (Nur. Muflich
Juniyanto, Syamsul Akbat and Zakimi) đã thành công trong việc sản xuất giống nhân
tạo cá chim vây vàng vào năm 2008. Việc con giống loài cá này được sản xuất nhân
tạo đã làm giảm áp lực khai thác giống cá CVV ngoài tự nhiên. Quy trình sản xuất
giống cá CVV tại Indonesia đã đạt tỷ lệ đẻ 60% -70%; tỷ lệ nở đạt 65% - 75% và tỷ
lệ sống của ấu trùng đạt 20% - 25% [30].
Hsiang Pin Lan & ctv. (2007), đã tiến hành thử nghiệm so sánh ảnh hưởng của
2 loại thức ăn có nguồn protein khác nhau đến tình trạng sức khỏe và tốc độ sinh
trưởng của cá CVV nuôi trên biển, ở phía nam của đảo Hải Nam,Trung Quốc với mật
độ 96con/m
3
, trong các lồng 100m
3

. Kết quả thí nghiệm đã chứng minh rằng không
có sự khác biệt có ý nghĩa về sinh trưởng, tỷ lệ sống và hệ số chuyển đổi thức ăn
(FCR) ở cá chim vây vàng khi nuôi bằng loại thức ăn có chứa 45% protein từ bột cá
và loại thức ăn có tỷ lệ protein tương đương nhưng chỉ có 16% từ bột cá, phần protein
còn lại được bổ sung từ bột đậu nành. Sau 3 tháng nuôi, cá đạt kích thước hơn 600
g/con, tỷ lệ sống 99% và hệ số FCR= 2,51-2,59 [30].
1.2.2. Tình hình ở Việt Nam
Năm 2006, Trại Nuôi trồng Thủy sản thực nghiệm của Trường Cao Đẳng
Thủy sản Bắc Ninh tại Yên Hưng – Quảng Ninh đã nhập công nghệ sản xuất giống cá
chim vây vàng từ Trung Quốc. Việc di nhập đàn cá bố mẹ và cho đẻ tại Yên Hưng đã
khá thành công: tỷ lệ cá đẻ trung bình giữa các đợt là 87,5%, tỷ lệ thụ tinh trung bình
60%, tỷ lệ nở trung bình 80%, tỷ lệ sống từ cá bột lên cá hương trung bình đạt 30%
và đã sản xuất được 65 nghìn con giống cỡ 4 – 6 cm [3].
Năm 2009, Khoa Nuôi trồng Thủy sản thuộc Trường Đại học Nha Trang bắt
đầu thử nghiệm sản xuất giống nhân tạo loài cá CVV tại Nha Trang, Khánh Hòa. Cá
bố mẹ được nuôi vỗ tại các lồng đặt tại cơ sở thực nghiệm ở Vũng Ngán, trên vịnh
Nha Trang. Tại đây, cá bố mẹ thành thục và đẻ trứng, sau đó trứng được thu về ấp
và ương cá giống trong các bể xi măng tại trại Sản xuất giống cá Biển, tại phường
Vĩnh Hòa, Nha Trang.
7
Mặc dù, đến nay đề tài sản xuất giống cá CVV của Khoa nuôi trồng Thủy sản
chưa kết thúc, nhưng đã có một số lượng con giống là sản phẩm của đề tài này được
nuôi trong lồng tại trại thực nghiệm Vũng Ngán và cung cấp cho một số hộ nuôi ở
vùng ven biển từ Phú Yên đến Ninh thuận. Cá CVV được các hộ nuôi dưới 2 hình
thức là nuôi lồng ngoài biển và nuôi trong ao đất. Theo phỏng vấn từ những người
nuôi thì cá có tốc độ sinh trưởng và phát triển nhanh, tỷ lệ sống tương đối cao. Tuy
nhiên vào những tháng giao thời giữa mùa khô và mùa mưa (khoảng tháng 7-8 dương
lịch) cá nuôi trong lồng ở Vũng Ngán, Đầm Môn và cá nuôi trong ao đất ở Cam
Ranh bị chết rải rác với tỷ lệ chết tích lũy lên tới 80%. Những con cá bị bệnh đã bộc
lộ các dấu hiệu bên ngoài như xuất hiện các nốt phồng nhỏ dưới da, sau đó các nốt

phồng này vỡ ra, trên cột sống cũng xuất hiện các khối u, đôi khi làm cơ thể cá cong
dị dạng. Tuy nhiên, cho đến năm 2010, lĩnh vực nghiên cứu về bệnh ở cá CVV của
Việt Nam còn bỏ ngỏ.
1.3 Những loại bệnh đã được phát hiện ở cá chim vây vàng (cá CVV) nuôi và các
loại cá khác
Theo nghiên cứu của Main & ctv. (2007), khi nghiên cứu trên cá bố mẹ và cá
giống nuôi ngoài tự nhiên của loài cá chim Trachinotus carolinus đã phát hiện một
giống tiên mao trùng -Amyloodinium ký sinh ở mang của loài cá này và khi cảm
nhiễm với cường độ cao có thể gây chết nhiều cá.
Kết quả nghiên cứu Johnson & ctv. (1996), Neilson & ctv. (1987) và Hewitt
(1971) về các loài giáp xác ký sinh trên động vât thủy sản, cho thấy có nhiều loài giáp
xác bậc thấp ký sinh dài ngày trên các ký chủ như cá và chúng tác động đến sinh
trưởng, khả năng sinh sản và gây tỷ lệ chết cao của các loài cá nuôi. Với sự phát triển
của hệ thống nuôi bán thâm canh và thâm canh ở các vùng nước lợ và nuôi biển,
những bệnh do tác nhân là giáp xác ký sinh trở càng lên nghiêm trọng.
Ở Trung Quốc, phía nam Hàn Quốc và Đài Loàn, bệnh cá đã bùng phát do
một loài giáp xác ký sinh là Caligus spp trên cá măng biển (Chanos chanos), rô phi
vằn (Oreochromis mossambicus) và cá mú nghệ (Epinephelus awoara), cá chẽm
(Lates calcarifer) và cá chim vây vàng (Trachinotus blochii) [Lavinia, 1977; Jones,
1980; Lin and Ho, 1993, 1998; Lin & ctv. 1994, 1996, 1997; Choi & ctv., 1995; Wu
and Pan, 1997; Ho, 2000] . Một số loài khác nhau của giống Caligus đã được tìm thấy
8
bao gồm Caligus acanthopagri, C. epidemicus, C. orientalis, C. patulus, and C.
rotundigenitalis (Ho 2000) [20,40,42-47,60].
Năm 2010, Lee & ctv đã có báo cáo về tác nhân vi khuẩn gây bệnh phân lập từ
cá chim vây vàng (Trachinotus blochii) và nghiên cứu đến khả năng chống chịu với
hàm lượng kim loai nặng trong môi trường nước của loài cá này. Nhiều loài môi
trường vi sinh đã được dùng cho nghiên cứu này như: 5% of Horse Blood agar
(HBA), Tryptic Soy Agar (TSA), Mac Conkey, Thiosulphate Citrate Bile Salt
(TCBS), Eosin Methylene Blue (EMB), Glutamate Starch Pseudomonas (GSP),

Xylose Lysine Deoxycholate (XLD). Các chủng vi khuẩn được phân lập được đã
được xác định các phản ứng sinh hóa thông thường và có sử dụng thêm bộ kis để
định danh vi khuẩn. Đã có một số loài vi khuẩn được phân lập từ 50 mẫu cá chim vây
vàng (Trachinotus blochii) bị bệnh, như Streptococcus spp. (n = 12), Escherichia coli
(n = 30), Salmonella spp. (n = 20), Pseudomonas spp. (n = 36), and Vibrio spp. (n =
50) [41].
Kỹ thuật kháng sinh đồ cũng đã được thực hiện với 21 loại kháng sinh trên các
chủng vi khuẩn đã phân lập được bằng phương pháp khuyếch tán trên đĩa thạch. Với
21 loại thuốc kháng sinh được dùng [41].
Lee & ctv cũng đã thử nghiệm tác dụng của các loại ion kim loại nặng lên các
chủng vi khuẩn đã phân lập được bằng phương pháp pha loãng 2 lần trên đĩa thạch.
Kết quả thí nghiệm đã chứng minh rằng các loài vi khuẩn này đều kháng với hầu hết
các kim loại nặng đã đưa vào thử nghiệm như: thủy ngân (Hg
2+
), cadimi (Cd
2+
), crom
(Cr
6+
), nhưng lại nhạy cảm với đồng (Cu
2+
) [41].
Labrie & ctv, 2008 đã tổng hợp các nghiên cứu gần đây cho thấy, có một bệnh
nhiễm vi khuẩn hệ thống rất thường xuất hiện và gây tác hại cho cá CVV và một số
loài cá khác nuôi ở khu vực châu Á, đó là bệnh nhiễm khuẩn Nocardiosis (Bảng 1.1).
Bảng 1.1. Xác định và chẩn đoán hiện tượng nhiễm vi khuẩn Nocardia spp
ở cá nuôi tại một số quốc gia châu Á (Labrie &ctv, 2008)
Tên quốc
gia
Số

mẫu
NC
Tên loài
cá bị
bệnh
Tên khoa học
của cá
Cơ quan đã
phân lập
Khối
lượng cá
(g/con)
Thời
gian NC
Malaysia 10 Cá chim
vây vàng
Trachinotus
blochii
Thận, gan,
não, lách
15-200 12/2001-
10/2005
9
4 Cá hồng
đỏ
Lutjanus
eryhtropterus
nt 25-180 10/2005
1 Cá hồng
bạc

L.argentimac
ulatus
nt 100-150 7/2003
1 Cá mú Epinephelus
fuscoguttatus
nt 8-10 7/2003
Trung
quốc và
Singapore
14 Cá chim
vây vàng
Trachinotus
blochii
Mang, thận,
gan và lách
60-500 8/2003-
11/2005
3 Cá hồng
đỏ
Lutjanus
eryhtropterus
nt 45-70 11/2005
3 Cá mú
xanh
Epinephelus
coicoides
nt 11-40 8/2003
Indonesia 4 Cá rô phi Oreochromiss
sp
Gan, lách

và thận
200-700g 2005-
2006
Nhóm nghiên cứu này đã nhận xét rằng, cá CVV là loài rất mẫn cảm với bệnh
Nocadiosis, bệnh này gây ra do một số loài khác nhau thuộc gống vi khuẩn Nocardia
spp. Vi khuẩn Nocardia spp được mô tả là trực khuẩn dạng sợi, phân nhánh, Gram(+)
và kháng acid. Vi khuẩn này đã được phân lập từ não, mang, gan, lách và thận của cá
CVV bị bệnh thu từ nhiều quốc gia khác nhau như: 10 mẫu ở Malaysia, 14 mẫu ở
Trung Quốc và Singapore. Bệnh Nocardiosis ở cá CVV và một số loài cá khác đã
được mô tả các dấu hiệu chính như sau: Một số nốt thương tổn xuất hiện ở da, mang
và một số nội tạng như gan, lách và thận xuất hiện các hạt trắng làm bụng cá trướng
to.
10
Hình 1.3: Cá hồng đỏ (Lutjanus erythopterus) bị bệnh nhiễm trùng hệ thống do vi
khuẩn Nocardia spp (Ảnh của Labrie, 2008)
a. Các hạt trắng tồn tại trong lách cá bị bệnh do vi khuẩn Nocardia;
b. Phồng rộp và xuất huyết ở đuôi cá bị nhiễm Nocardia
Từ cá bị bệnh, các tiêu bản phết đã được thực hiện với bệnh phẩm thu từ mang
và nhiều nội tạng khác nhau của cá bệnh và một loại vi khuẩn dài, phân nhánh, gram
dương, kháng acid đã được phát hiện trong mô của mang, gan, lách và thận cá bệnh.
Tuy nhiên, nhóm tác giả này cho biết chỉ có 55% trường hợp phân lập được vi khuẩn
này mặc dù các dấu hiệu bệnh lý thường biểu hiện giống nhau ở tất cả những trường
hợp. Bằng phương pháp mô học truyền thống kết hợp với thực hiện các phản ứng
sinh hóa, các tác giả đã xác định được tác nhân gây ra loài bệnh này ở nhiều loài cá
như cá CVV (Trachinotus blochii , cá hồng đỏ (Lutjanus erythopterus), cá mú là 2
loài vi khuẩn Nocardia seriolae và N. asteriodes. Bằng thí nghiệm cảm nhiễm chủng
vi khuẩn Norcadia seriolae vào cá đuôi vàng khỏe, các nhà khoa học đã chứng minh
rằng Nocardia seriolae là tác nhân chính gây bệnh Nocardiosis ở các loài cá này.
Theo nhóm tác giả này, cá CVV nuôi ở nhiều quốc gia thuộc khu vực châu Á như
Trung Quốc, Malaysia, Singapore và Indonesia đều rất mẫn cảm với bệnh

Nocardiosis [38].
Khi nghiên cứu về mô bệnh học ở các mẫu cá bị bệnh Nocardiosis, Kariya &
ctv.(1968); Austin và Austin (1999) thông báo rằng, bệnh nhiễm trùng hệ thống do vi
khuẩn Nocardia spp đã được đặc trưng bởi việc hình thành các vùng áp-xe ở biểu bì
và u hạt tồn tại ở mang, gan, thận và lá lách của cá bệnh [38].
11
Hình 1.4 : A vi khuẩn N. seriolae bắt mầu Gram (+) dạng sợi phân nhánh khi nhuộm
Gram; B vi khuẩn N. seriolae bắt mầu hồng khi nhuộm Ziehl-Neelsen.(1000X)
(Ảnh của Labrie, 2008)
Hình 1.5. Biến đổi mô bệnh học trong nội tạng ở cá chim vây vàng
(Trachinotus blochii) bị bệnh Nocardiosis (Nguồn Labrie, 2008)
a. Thương tổn dạng u hạt trong thận của cá bệnh với thuốc nhuộm Modified Ziehl
Neelsen (File Faraco-FF), lưu ý rằng vật chất kháng acid tập trung ở vùng trung
tâm của u hạt (màu hồng)
b. Các thương tổn dạng u hạt quan sát được trong mô tim của cá chim vây vàng
bị bệnh với thuốc nhuộm FF.
a b
1.4. Tổng quan các loại bệnh khác ở cá đã được công bố có dấu hiệu chẩn đoán
là xuất hiện các hạt đốm trắng trong nội tạng của cá bệnh
1.4.1. Những nghiên cứu đã thông báo của thế giới.
Trong số các bệnh nhiễm khuẩn ở cá đã được công bố, có nhiều loại bệnh khác
nhau nhưng có chung biểu hiện bệnh lý giống như các mô tả về bệnh đốm trắng xuất
hiện trong nội tạng của cá CVV đã trình bày ở mục 1.
Kudo & ctv.(1988) cho rằng bệnh Nocardiosis là một trong những bệnh quan
trọng nhất đã ảnh hưởng đến nghề nuôi cá đuôi vàng (Seriola quinqueradiata) ở Nhật
Bản. Tác nhân gây ra bệnh này là loài vi khuẩn Nocardia seriolae, một trực khuẩn
Gram dương, kháng axít và không di động [34].
Itano và Kawakami. (2002), đã kiểm tra độ nhạy kháng sinh của chủng vi
khuẩn Nocadia seriolae gây bệnh ở cá đuôi vàng cho thấy, Erythromycin (EM) có độ
nhạy cao với loài vi khuẩn này. Trong khi đó những kháng sinh khác như spiramycin

(SPM), chloramphenicol (CP), oxolinic acid (OX), và sulfamonomethoxine (SMM)
lại bị vi khuẩn này kháng [28,29].
Tuy nhiên, sự kiểm soát bệnh Nocardiosis ở cá nuôi vẫn có khả năng thực hiện
được nếu như có một lại vaccine hiệu quả được phát triển, để chống lại vi khuẩn gây
bệnh này. Kusuda và Nakagawa (1978) đã thử nghiệm một loại vaccine chống lại sự
lây nhiễm của N. seriolae. Các tác giả này đã xem xét mức độ hình thành kháng thể
đặc hiệu trong huyết thanh thông qua khả năng gây ngưng kết của huyết tương cá đã
được chủng ngừa bởi các tế bào vi khuẩn N. seriolae được bất hoạt bởi formalin
(FKC) hoặc được bất hoạt bởi nhiệt (HK). Kết quả cho thấy mức độ gây ngưng kết
12
của huyết thanh ở cá được chủng ngừa tăng hơn 1000 lần so với cá không chủng ngừa
[36].
Mặt khác Shimahara & ctv. (2005), đã công bố rằng, cá đuôi vàng được chủng
ngừa với FKC hay hỗn hợp FKC với tá dược Freund không hoàn toàn (FKC-FIA) đã
không cho thấy khả năng bảo vệ nào sau khi bị cảm nhiễm vi khuẩn Nocardia, mặc
dù họ đã quan sát được sự gia tăng của hàm lượng kháng thể trong huyết thanh [55].
Mới đây, Salonius & ctv. (2005), đã xem xét tính hiệu quả của nhiều dòng
Nocardia khác nhau như là vaccine sống, để chống là bệnh Nocardiosis gây ra ở cá
đuôi vàng. Thêm vào đó, tác giả cũng tìm hiểu khả năng sống sót của cá được tiêm
vaccine sống sau đó bị cảm nhiễm bởi vi khuẩn N. seriolae [54].
Năm 2006, Itano & ctv đã nghiên cứu hiệu quả của vaccine sống từ các chủng
vi khuẩn N. soli, N. fluminea, N. uniformis tiêm vào cá đuôi vàng (Seriola
quinqueradiata. Để chống lại bệnh do Nocarsia seriolae gây ra ở cá đuôi vàng. Kết
quả cho thấy loại vaccine này có hiệu quả sinh ra các kháng thể chống lại bệnh do vi
khuẩn Nocardia serolae gây ra [29].
Năm 2005, Wang & ctv đã nghiên cứu bệnh do loài vi khuẩn Nocardia sp gây
ra ở loài cá có tên khoa học là Larimichthys crocea, nuôi tại Trung Quốc. Trong 16
tháng nghiên cứu từ tháng 8 năm 2003, tác giả đã bắt gặp hiện tượng chết ở loài cá
này (Larimichthys crocea), cá bệnh có kích thước 25 – 30 cm. Các dấu hiệu bệnh lý
trên cá bệnh đã được mô tả là tương tự như dấu hiệu của bệnh Nocardiosis đã được

mô tả ở cá CVV. Đó là: xuất hiện các vết lo loét trên da và có các hạt trắng trong nội
tạng cá. Các hạt trắng có kích thước từ 0,1 – 0,2 cm nằm ở các cơ quan như thận,
lách, và gan. Kết quả phân lập trên môi trường TSA và quan sát trên tiêu bản lam
nhuộm Lowenstein–Jensen trên kính hiển vi quang học thấy vi khuẩn ở dạng sợi
mảnh và phân nhánh. Tiến hành thí nghiệm cảm nhiễm với chủng vi khuẩn đã phân
lập được thấy tỷ lệ chết tích lũy là 100%, sau đó phân lập lại xác định đó chính là tác
nhân gây bệnh ở loài cá này. Khi tiến hành chạy giải trình tự DNA và làm các phản
ứng sinh hóa thông thường, các tác giả đã xác định được vi khuẩn gây bệnh có trình
tự DNA giống với vi khuẩn Nocardia seriolae đến 99,9%. Và đây cũng là báo cáo
đầu tiên nghiên cứu bệnh Nocardiosis trên loài cá này (Larimichthys crocea) Hình
1.5 [57, 58].
13
Theo Wang & ctv. (2007), một loại bệnh đã xảy ra ở cá lóc (Ophiocephalus
argus Cantor) nuôi trong ao tại Trung Quốc. Tác nhân gây bệnh được xác định là do
vi khuẩn Nocardia sp gây ra. Bệnh này đã gây ra tỷ lệ chết tích lũy trong 30 ngày là
35% (180.000 trong tổng số 500.000 con) ở đàn cá đã ở kích cỡ lớn (30 – 35cm) và
đã nuôi được 18 tháng. Nhiều u hạt trắng có đường kính từ 0,1 – 0,5cm đã được tìm
thấy trong các nội quan của cá bệnh như: thận, lách và gan. Bệnh phẩm đã được phân
lập vi khuẩn trên môi trường Ogawa (môi trường trứng gà) và môi trường TSA ở
nhiệt độ 26
0
C sau 5-7 ngày khuẩn lạc của loại vi khuẩn dạng sợi, nhỏ dài, phân
nhánh, Gram (+) đã được phát hiện. Khi dùng chủng vi khuẩn này để cảm nhiễm
ngược trở lại cá lóc khỏe đã gây chết cá sau một tuần cảm nhiễm. Bằng kỹ thuật sinh
học phân tử (PCR) các tác giả đã công bố rằng chủng vi khuẩn gây bệnh ở đàn cá lóc
14
Hình 1.7: Cá lóc (Ophiocephalus
argus ) bị nhiễm bệnh Nocardiosis
bộc lộ các hạt trắng trong thận của
cá bệnh (Ảnh của Wang, 2007)

(Ảnh của Wang, 2007)
Hình 1.6: Loài cá Larimichthys crocea
bị bệnh Nocardiosis với các hạt trắng
ở lách, thận của cá bệnh
(Ảnh của Wang, 2005)
Hình 1.8: Mang bết dính và hạt
trắng xuất hiện một loại cá đuôi
vàng (Seriola)
(Ảnh của Sheppard 2010)
Hình 1.9: Các hạt trắng xuất hiện
ở lách ở một loại cá đuôi vàng
(Seriola)
(Ảnh của Sheppard 2010)
này có cấu trúc gen tương tự (99,9%) như loài vi khuẩn Nocardia seriolae. Đây là
thông báo đầu tiên về bệnh Nocardiosis ở cá lóc (hình 1.6) [58].
Theo kết quả nghiên cứu Sheppard & ctv. (2010), khi cá bị bệnh Nocardiosis
đã thường xuất hiện các dấu hiệu bệnh lý như: các nốt phồng rộp rồi lở loét trên thân,
và các u xương dọc theo xương sống. Một số cá xuất hiện các đốm trắng nhỏ trong
nội tạng cá như gan, thận, lách và đường kính của hạt trắng dao động trong khoảng 1-
2 mm. Các hạt trắng này đôi khi còn bắt gặp trên màng treo ruột và bóng hơi [56].
Trên cá hồi nuôi ở châu Âu, Bệnh Piscirickettsiosis gây ra bởi loài vi khuẩn
Piscirickettsia salmonis, một vi khuẩn gram âm, ký sinh nội bào bắt buộc, không thể
nuôi cấy trên môi trường tổng hợp, là vi khuẩn có nhiều hình dạng như hình cầu, hình
nhẫn, thường kết cặp. Vi khuẩn này được xếp vào nhóm gamma – proteobacteria
thuộc họ Piscirickettsiaceae. Bệnh này được thông báo xảy ra ở các loài cá thuộc họ
cá hồi (Samonideae) nuôi ở nhiều nơi trên thế giới như Chile, Ireland, Norway,
Canada và có thể gây chết tích lũy 10-90%. Cá hồi khi bị bệnh Piscirickettsiosis
thường thể hiện một số dấu hiệu chính như: xuất hiện những vết loét nông có xuất
huyết hay một số điểm trắng trên da, bụng sưng, giải phẫu nội tạng cho thấy lá lách
và thận sưng to, gan có nhiều u hạt trắng. Tuy nhiên, những u hạt màu trắng này

không thấy được mô tả trên thận và lá lách [52, 54].
Bệnh viêm thận do vi khuẩn (Bacterial kidney disease) gây ra bởi
Renibacterium salmoninarum – một vi khuẩn hình que ngắn hơi tròn (Coccobacillus)
0,5-1µm, Gram (-), không sinh bào tử, không vận động, được xem là vi khuẩn có đời
sống ký sinh bắt buộc nên rất khó nuôi cấy trên môi trường tổng hợp, sau 3 tuần nuôi
cấy ở 15-18
o
C mới mọc thành khuẩn lạc màu trắng kem đường kính 2mm. Bệnh này
đã xảy ra trên cả cá hồi nước ngọt và nước mặn (Oncorhynchus spp, Salmo sp). Các
hạt màu trắng, kem đã được phát hiện ở thận, đôi khi cả gan và lá lách có hiện tượng
sưng ở cá bệnh [51].
Giống Mycobacterium spp là vi khuẩn Gram (+), hình que, kháng acid cũng
được thông báo là tác nhân gây bệnh cho 151 loài cá nước ngọt và nước mặn
(Nigrelli và Volgel, 1963). Cá bị bệnh này cũng đã được mô tả với biểu hiện có các u
dạng hạt trắng xám ở trong hoặc trên các nội tạng đã bị sưng to như gan, thận và lá
lách [5].
15
Ngoài vi khuẩn, ký sinh trùng thuộc nhóm thích bào tử trùng (Myxobolidae)
khi ký sinh ở các cơ quan nội tạng như gan, thận, lá lách của cá cũng tạo nên những
đốm trắng với nhiều kích thước khác nhau. Những đốm trắng này khi ép vỡ sẽ chảy
ra dịch trắng sữa, kiểm tra bằng kính hiển vi đã cho thấy sự tồn tại dày đặc của các
bào tử.
Edwardsiella tarda là vi khuẩn gây bệnh Edwardsiellosis, đã gây bệnh ở nhiều
loài cá khác nhau. Ở các loài cá khác nhau, bệnh này đã gây ra những dấu hiệu bệnh
lý không giống nhau. Khi cá nheo Mỹ (Ictalurus sp) bị bệnh gây ra do Edwardsiella
tarda có bộc lộ những đốm trắng nhỏ trên da ở phần đuôi, từ đó vết thương tổn có thể
tạo thành vết loét sâu vào trong cơ, kèm theo hiện tượng xuất huyết hoại tử lỏng với
mùi hôi đặc trưng do vi khuẩn có khả năng sinh H
2
S tạo ra. Tuy nhiên, ở cá trình nhật

bản (Anguilla japonica) khi bị bệnh này lại thường gây ra những u hạt sáng màu
trong các cơ quan nội tạng. Những u hạt màu trắng chứa đầy vi khuẩn xuất hiện ở
mang, thận, gan, lá lách của loài cá striped bass do nhiễm khuẩn Edwardsiella tarda
cũng đã được mô tả [22].
Theo Liu P.C & ctv. (2003), cá giò (Rachycentron canadum) với khối lượng
khoảng 3 kg/con nuôi tại Đài Loan đã xảy ra hiện tượng chết với tỷ lệ cao. Cá bị bệnh
đã thể hiện các dấu hiệu chính là tồn tại các u hạt màu trắng ở thận, gan và lách, đặc
biệt gặp ở thận. Vi khuẩn Photobacterium damsela,tlà một loài trực khuẩn, Gram (-),
không vận động đã được xác nhận là tác nhân gây ra bệnh Photobacteriosis mãn tính
ở cá giò gần trưởng thành và chủng vi khuẩn này có thể gây ra dạng bệnh cấp tính ở
cá giò giai đoạn còn nhỏ (< 1kg/con). Độc lực của loài Photobacterium damsela đối
với cá giò (cobia) đã được xác định với giá trị LD
50
=1,03x 10
4
cfu/ml [47].
Theo Kei Yuasa (2003), cá tra (Pangasius hypophthalmus) nuôi ở Indonesia
đã bị bệnh đốm trắng ở gan thận, bệnh xuất hiện lần đầu vào tháng 2/ 2002, tại 2
nông trại nuôi cá ở miền trung Sumatra, gây chết 50-100% cá nuôi trong 2 tuần. Cá
bệnh đã bộc lộ các dấu hiệu bệnh như: mang nhợt nhạt, bụng sưng to, xuất huyết ở
gốc vây và xung quanh hậu môn, giải phẫu nội tạng cho thấy gan, lá lách và tiền thận
có nhiều đốm trắng với đường kính 1-2mm. Từ gan, thận của cá bệnh người ta đã
phân lập được một dạng vi khuẩn hình que, gram (-), kích thước thay đổi từ 1,2-
15mm, có khả năng di động nhưng yếu ở 25
o
C, không di động ở 37
o
C. Các phản ứng
16
sinh hóa của vi khuẩn này đã được kiểm tra bằng kít API 20 và kết quả cho thấy hầu

hết các đặc điểm sinh hóa của chủng vi khuẩn phân lập từ cá tra bị bệnh ở Indonesia
đều giống với loài vi khuẩn Edwardsiella ictaluri, đây là vi khuẩn gây bệnh ESC
(enteric septicemia of catfish) ở cá da trơn. Thí nghiệm cảm nhiễm ngược với các
chủng vi khuẩn bằng các phương pháp tiêm vào cơ, xoang bụng và phương pháp
ngâm đều gây chết 100% cá thí nghiệm trong vòng 1 tuần với những dấu hiệu đặc thù
của bệnh. Vi khuẩn phân lập lại từ cá bệnh được khẳng định là vi khuẩn gây bệnh
[32].
1.4.2 Những loại bệnh ở cá có xuất hiện các đốm trắng ở nội tạng đã được phát
hiện và công bố ở Việt Nam.
Đỗ Thị Hòa & cvt. (2008), đã thông báo rằng, cá giò (Rachycentron canadum)
nuôi ở lồng đặt trên biển tại Đầm Môn, huyện Vạn Ninh, Khánh Hòa đã bùng phát
một dạng bệnh gây chết rải rác cá giò đang nuôi ở kích cỡ 0,5-1,0 kg/con. Bệnh xuất
hiện vào mùa mưa, mùa có nhiệt độ thấp (26-28
o
C) trong năm. Cá bệnh cũng đã bộc
lộ các dấu hiệu như đã được tác giả TheoLiu P.C & ctv thông báo và mô tả ở Đài
Loan (2003), xuất hiện nhiều u dạng hạt màu trắng xám trong thận, gan hoặc lách cá
bệnh. Vi khuẩn Photobacterium damsela đã phân lập được từ bệnh phẩm thu ở nội
tạng của cá giò bị bệnh này và đã xác định sự tồn tại của vi khuẩn này trong mô của
cá bệnh bằng phương pháp hóa mô miễn dịch (Immunohistochemistry method) [6].
Trong nhiều năm nay, nuôi cá tra (Pangasius hypophthalmus) thương phẩm
xuất khẩu đã rất phát triển ở các tỉnh đồng bằng sông Cửu Long (ĐBSCL) và đã
mang lại lợi ích kinh tế lớn lao cho người nuôi và các địa phương này. Tuy nhiên,
một dạng bệnh với dấu hiệu chính là các đốm trắng xuất hiện ở thận, gan và đôi khi
gặp ở lách cá bệnh đã xảy ra với tần số gặp rất cao, tới 100% hộ nuôi trả lời rằng đã
từng bị bệnh này và 65% hộ nuôi đã chịu tác hại của bệnh này trong năm 2009
(Nguyễn Thị Thương, 2009) và trong một vụ nuôi, bệnh này có thể xảy ra 1-3 lần
(Nguyễn Văn Dũng, 2009) [2,13].
Đã có một số tác giả nghiên cứu tìm hiểu tác nhân gây ra bệnh này ở cá tra
nuôi tại Việt Nam. Crumlish M & ctv (2002) và Từ Thanh Dung (2004) đã thông báo

rằng, bệnh mủ ở thận và gan của cá tra nuôi tại ĐBSCL (Việt Nam) do vi khuẩn
Edwardsiella ictaluri, Gram âm gây ra [2].
17
Lý Thị Thanh Loan và ctv. (2007) cũng đã công bố về tác nhân gây bệnh đốm
trắng ở gan thận của cá tra nuôi tại ĐBSCL, nhưng kết quả lại khác nhiều so với các
công bố trước đó của Từ Thanh Dung (2004) và Trần Thị Thanh Tâm (2003). Tác giả
này cho rằng, tác nhân gây bệnh đốm trắng (mủ) ở gan thận của cá tra nuôi ở ĐBSCL
là một trực khuẩn gram (+), kỵ khí, có sinh bào tử, bào tử thường nằm ở vị trí chính
giữa, cuối hoặc gần cuối tế bào bị biến dạng. Nhuộm gram là phương pháp tốt nhất để
nhận diện vi khuẩn này vì khi tế bào vi khuẩn bắt màu của thuốc nhuộm, nhưng bào
tử thì không. Hình ảnh kính hiển vi điện tử cho thấy, vi khuẩn này có hiện tượng xâm
nhập nội bào trong các đại thực bào của gan, thận ở cá bệnh. Kết luận ban đầu của tác
giả cho rằng đây là vi khuẩn này thuộc giống Clostridium sp. Trong nghiên cứu này,
5 chủng vi khuẩn đã được bắt gặp với tần số khác nhau: A. hydrophila (38,8%), A.
caviae (2,04%), A. sobria (4,08%), Pseudomonas sp (4,08%), Clostridium sp (40,8%)
và Edwardsiella ictaluri (4,1%) từ 49 mẫu cá tra với dấu hiệu bệnh lý đặc trưng được
đưa vào phân lập. Chủng Clostridium sp đã chết 100% và bộc lộ các u hạt trắng trong
nội tạng cá bệnh khi cảm nhiễm trên cá khỏe. Trong khi đó A. hydrophila lại chỉ gây
ra các dấu hiệu xuất huyết ở gốc vây, miệng, mắt của cá bệnh, chủng Edwardsiella
ictaluri đã làm cho cá có hiện tượng chướng bụng do chứa hơi và dịch ở dạ dày và
ruột, bốc mùi hôi nhưng không gây ra hiện tượng chết hàng loạt sau 7 ngày cảm
nhiễm [8, 48].
Những mô tả tương tự cũng được miêu tả bởi H W Ferguson và ctv, 2001.
Ngoài ra, dạng tiền bào tử (prespore) và bào nang của Myxobolus và Sphaerospora-
18
Hình 1.11. Vi khuẩn Clostridium là trực khuẩn G(+),có nội bào tử (A); có tiên
mao (C); có xâm nhập nội bào (B) (Ảnh của Lý Thị Thanh Loan, 2007)
like cũng được tìm thấy trong các tiểu cầu thận. Gắn với những đám hoại tử trong
thận, lá lách và gan luôn tồn tại một lượng lớn vi khuẩn dạng que kích thước từ trung
bình đến dài thường bao quanh rìa của vết hoại tử, tích tụ với nhau thành từng bó và

nằm bên trong của tế bào. Nhuộm lát cắt mô bằng phương pháp đặc hiệu chỉ ra rằng,
đây là vi khuẩn gram âm, không kháng acid, có thể dễ dàng nhìn thấy khi nhuộm
H&E.
Đồng Thanh Hà (2008), đã nghiên cứu 23 mẫu cá tra nuôi trong ao đất tại Bến
Tre bị bệnh đốm trắng ở gan và thận, mẫu thu ở các giai đoạn cá hương, cá giống và
cá thịt cỡ lớn. Hiện tượng xuất huyết ở miệng, vây và xuất hiện các u hạt mầu trắng
ở gan, thận và lách đã được phát hiện ở hầy hết các mẫu cá bệnh. Các đốm trắng có
đường kính 0,5 – 3 mm thường xuất hiện trước tiên ở thận phía dưới của lớp màng
bao bên ngoài, đặc biệt là tiền thận sưng to gấp 2-3 lần bình thường và mềm nhũn,
khi bệnh nặng mới có thể quan sát thấy ở tỳ tạng và ở gan, các đốm trắng ở gan
thường thưa vá nhỏ hơn ở thận. Trong 23 mẫu cá bệnh, đã gặp 100% đốm trắng ở
thận, 69,56% ở tỳ tạng và 34,78 % ở gan. Tất cả những con cá bệnh có đốm trắng ở
gan đều có đốm trắng ở thận và tỳ tạng [4].
Trên các tiêu bản phết mô gan, thận, lách và máu được nhuộm Gram và
Giemsa đều cho thấy sự tồn tại với mật độ cao của một loại trực khuẩn thon mảnh,
kích thước thay đổi lớn, bắt màu Gram âm ,chúng có thể nằm rải rác trên vùng mô
phết hoặc tập chung thành từng đám, có khi còn nhìn thấy chúng trong nguyên sinh
chất của các đại thực bào ở tiêu bản phết từ mô tiền thận. Vi khuẩn này không tìm
thấy trên các tiêu bản phết từ mô của cá khỏe. Tiêu bản máu khi nhuộm giemsa cho
thấy các vi khuẩn xâm nhập vào máu nằm trong huyết tương hoặc xâm nhập vào
nguyên sinh chất của tế bào bạch cầu. Điều này chứng tỏ rằng bệnh đốm trắng nội
tạng ở cá tra nuôi tại Bến Tre là một bệnh nhiễm vi khuẩn hệ thống [4].
Từ các mẫu cá bị bệnh đốm trắng nội tạng, các chủng vi khuẩn gram (-), hình
que, không sinh bào tử, yếm khí tùy tiện với một số đặc điểm sinh hóa như: oxidase
(-), catalase (+), lysine (+), âm tính với hầu hết các loại đường (trừ glucose), có khả
năng di độn ở 25
o
C sau 3 - 5 ngày, di động rất yếu ở 30
o
C sau 5 ngày, không di động

ở 37
o
C, các đặc điểm này có mức tương đồng cao với chủng vi khuẩn Edwardsiella
ictaluri trong hệ thống phân loại của Bergey đã phân lập được. Loài vi khuẩn đã phân
lập được đã gây chết 100% cá tra khỏe sau khi bị cảm nhiễm với bằng cách tiêm vào
ổ bụng [4].
19
Từ các kết quả nghiên cứu trong và ngoài nước đã công bố cho thấy, dạng
bệnh lý xuất hiện các đốm trắng kiểu u hạt trong mô của các tổ chức nôi tạng của cá
bệnh phần lớn đã liên quan tới tác nhân là vi khuẩn. Do vậy, trong nghiên cứu hội
chứng đốm trắng nội tạng ở cá chim vây vàng nuôi tại Khánh Hòa, vi khuẩn cũng là
hướng nghiên cứu được tập trung chủ yếu.

Phần 2: PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
2.1 Đối tượng, thời gian và địa nghiên cứu
20
- Đối tượng nghiên cứu: Bệnh đốm trắng trong nội tạng cá chim vây vàng
(Trachinotus blochii) nuôi lồng tại Vũng Ngán – Nha Trang – Khánh Hoà.
- Thời gian nghiên cứu: từ tháng 04/2010 đến 4/2011.
- Địa điểm nghiên cứu:
 Mẫu cá bệnh được thu tại các lồng nuôi ở cơ sở thực nghiệm của Trường Đại
học NhaTrang, đặt tại Vũng Ngán, trên Vịnh Nha Trang, tỉnh Khánh Hòa.
 Các mẫu cá được phân tích mô bệnh học, vi khuẩn học và ký sinh trùng học
tại phòng bệnh học thủy sản, thuộc khoa Nuôi trồng Thủy sản, Đại học Nha Trang.
 Chụp kính hiển vi điện tử được thực hiện tại Viện Vệ sinh Dịch tễ Hà Nội.
 Cá thí nghiệm được nuôi từ 1-2 cm lên đến 7- 8 cm tại Trại thực nghiệm
nước mặn của Bộ môn Kỹ thuật Nuôi trồng Hải sản, Ba làng, Phường Vĩnh Hòa Nha
Trang.
 Thí nghiệm cảm nhiễm vi khuẩn vào cá khỏe bằng phương pháp tiêm được
thực hiện tại trại tôm giống thuê ở Ba Làng, Vĩnh Hòa, Nha Trang.

2.2 Phương pháp nghiên cứu
2.2.1. Số mẫu và phương pháp thu:
47 con cá chim vây vàng (cá CVV) bị bệnh và 10 mẫu cá khỏe, kích thước từ 7-
14cm được thu bằng các dụng cụ riêng biệt, chuyển về phòng thí nghiệm bằng
phương pháp vận chuyển kín có bơm oxy (đảm bảo cá còn sống khi đưa về phòng thí
nghiệm). Khi thu mẫu đã ghi chép tình hình bệnh và hiện tượng chết xảy ra tại cơ sở
nuôi kết hợp ghi chép một số yếu tố môi trường như nhiệt độ nước, độ mặn, sóng gió,
thời tiết.
Cá dùng cho thí nghiệm cảm nhiễm trong điều kiện In vivo được mua từ trại thực
nghiệm của khoa NTTS và được ương nuôi tại đây cho đến khi đạt kích thước cần
thiết
2.2.2. Sơ đồ khối nội dung nghiên cứu:
21
2.2.3. Phương pháp nghiên cứu vi khuẩn
Phương pháp nghiên cứu bệnh do vi khuẩn ở cá xương của Kimberley A.
Whitman (2004) đã được dùng cho phân tích các mẫu cá chim vây vàng bị bệnh đốm
trắng nội tạng [59].
a. Môi trường dùng cho phân lập vi khuẩn
Để phân lập vi khuẩn từ cá bệnh và cá khỏe, một số môi trường dinh dưỡng
không chọn lọc như: TSA (Tryp Soy Agar), NA (Nutrient Agar) và môi trường chọn
lọc như: môi trường trứng Ogawa đã được dùng để phân lập các vi khuẩn kháng acid
và môi trường TCBS (Thiosulphate Citrate Bilesalt sucrose) dùng để phân lập vi
khuẩn Vibrio đã được sử dụng. Các môi trường dinh dưỡng tổng hợp đã có bán sẵn
trên thị trường được pha chế như hướng dẫn của nhà sản xuất ghi trên nhãn mác chai
đựng môi trường. Riêng môi trường Ogawa được pha chế bằng phường pháp thủ
công.
 Chuẩn bị môi trương Ogawa
Có 3 thành phần phối trộn nên môi trường Ogawa:
22
Nghiên cứu bệnh đốm trắng trong nôi tạng ở cá chim Vây vàng

(Trachinotus blochii) nuôi tại Vũng Ngán, Nha Trang, Khánh Hòa
Kết luận và đề xuất ý kiến
Nghiên cứu tác
nhân gây bệnh đốm
trắng trong nội tạng
của cá CVV
Mô tả các dấu
hiệu bệnh lý
chính
Nghiên cứu biến
đổi mô bệnh học ở
các tổ chức của cá
bệnh.
Xác định vai
trò của ký
sinh trùng
Xác định
vai trò của
vi khuẩn
Hình 2.1 Sơ đồ khối nội dung nghiên cứu của đề tài
1. Dung dịch muối khoáng bao gồm có: 3g Kali đi hydro sun phát (KH
2
PO
4
); 3g
Sodium glutamate, 6g NaCl hòa tan trong 300ml nước cất. Dung dịch này được hấp
tiệt trùng bằng autoclave, ở nhiệt độ 121
o
C, trong thời gian 30 phút. .
2. Dung dịch malachite green, 2%: Hòa tan 2g bột Malachite green với 100ml

nước cất đã tiệt trùng trong dụng cụ thủy tinh đã vô trùng và đặt vào trong tủ ấm 1-2
giờ.
3. Trứng: Dúng trứng gà không quá 7 ngày từ khi đẻ được làm sạch bên ngoài
bằng bằng xà phòng. Sau đó ngâm tiếp trong dung dịch xà phòng 30 phút, tiếp theo
rửa nước và ngâm cồn etanol 70% trong 15 phút. Cầm quả trứng đã làm sạch trên tay
và làm vỡ nó bằng một con dao vô trùng, rồi cho dịch trứng vào dụng cụ vô trùng sau
đó trộn đều trứng bằng một dụng cụ khuấy trứng đã vô trùng.
Trộn đều kỹ 300 ml dung dịch muối khoáng, 18ml dung dịch malachite green
2%, 600 ml trứng gà và 18ml glycerol. Điều chỉnh của pH của hỗn hợp này là 6,8,
sau đó phân phối môi trường này từ 6-8 ml vào mỗi ống nghiệm đã tiệt trùng. Để ống
nghiệm nghiêng một góc 45
0
(tạo mắt nghiêng) và làm đông các ống môi trường này
bằng cách đặt vào tủ sấy ở nhiệt độ 80
o
C – 85
o
C trong thời gian 45 phút. Khi môi
trường đã rắn lại đã có màu xanh lá chuối non.
b. Phương pháp nhuộm các tiêu bản phết từ mô của nôi tạng cá bệnh
** Phương pháp nhuộm của Ziehl- Neelsen: Phương pháp nhuộm Ziehl-
Neelsen đã được sử dụng để nhận biết loại vi khuẩn kháng acid (acid fast) có mặt
trong tổ chức mô của cá bệnh. Các bước tiến hành như sau:
Sát trùng bề mặt cá nghiên cứu bằng miếng bông thấm cồn etanol 70%, dùng
kéo vô trùng giải phẫu cá để quan sát các nội tạng như gan, lách, và thận ở bên trong
ổ bụng và não ở vùng đầu. Dùng kéo và panh vô trùng để cắt và kẹp một miếng nhỏ
mô từ các tổ chức có bộc lộ bệnh lý, phết mô cắt này trên mặt của tấm lam sạch (đã
được ngâm trong acid acetic đậm đặc sau 24 h, rồi rửa sạch trước khi dùng), trong
một giọt nước muối sinh lý vô trùng (0,85%) để tạo một vết bôi và để khô trong
không khí. Cố định tiêu bản này bằng cách đưa lamel có vết bôi qua lại 3 lần trên

ngọn lửa đèn cồn. Sau đó nhỏ Carbol fuchsin (0,03g fuchsin pha trong 10ml cồn
23
etylic 95%, rồi bổ sung thêm 5g phenol và 95ml nước cất) tràn trên mặt vết bôi và hơ
nóng lam phết này trên ngọn lửa nhỏ để bốc hơi trong 10 phút, tuy nhiên không nên
để khô vết bôi, do vậy Carbol fuchsin đã được bổ sung. Tiếp theo đưa lam mẫu rửa
nhẹ nhàng với nước sạch (nước có thể dùng để uống) trước khi làm mất màu bằng
acid acetic 0,5% trong 20-30 giây. Tiếp theo nhuộm tiêu bản phết bằng Methylene
blue (0,3g bột methylene blue pha trong 100ml nước cất) trong 60 giây, rồi rửa nhẹ
bằng nước uống và để khô rồi quan sát ở kính hiển vi dưới vật kính dầu (100x) để
phát hiện phần cơ chất của các tổ chức vật chủ bắt màu xanh của methylene blue, các
khuẩn lạc hay các tế bào của vi khuẩn kháng acid bắt mầu hồng tím của Fuchsine.
** Phương pháp nhuộm Gram: Phương pháp này nhằm nhận dạng ra các tế bào
hay khuẩn lạc vi khuẩn trong mô của vật chủ và xếp vi khuẩn đó vào 1 trong 2 nhóm:
Gram (+) hoặc Gram (-). Các thao tác được tiến hành như sau: Sau khi đã tạo được
các tiêu bản phết từ mô nội tạng của cá bệnh như đã trình bày ở mục trên, để tiêu bản
khô ở nhiệt động phòng và cố định tiêu bản trên ngọn lửa đèn cồn thì bắt đầu nhuộm.
Thuốc nhuộm tím crystal (bao gồm: 2g tím crystal hòa tan trong 20ml cồn etylic, sau
đó trộn lẫn với 80 ml dung dịch ammonium oxalate 1% trong nước cất) được nhỏ tràn
lên bề mặt của vết mô phết và để vậy trong 30-60 giây. Sau đó rửa nhẹ bằng nước
vòi, vẩy khô. Tiếp tục nhỏ tràn dung dịch lugol lên bề mặt của vết mô phết trong 1
phút sau đó rửa nhẹ và lại vẩy khô nước. Tiếp tục làm mất màu tím bằng cồn-aceton
rồi rửa nhẹ và vẩy khô. Sau đó thuốc nhuộm Fuchsin được nhỏ tràn trên vết mô phết
trong 1- 2 phút. Cuối cùng rửa nước chảy nhẹ, để khô tự nhiên và quan sát dưới kính
hiển vi ở độ phóng đại 1000 lần trong dầu. Vi khuẩn Gram (+) có mầu tím và vi
khuẩn Gram (-) có mầu hồng.
c. Phương pháp phân lập vi khuẩn từ cá bệnh
Bệnh phẩm thu từ gan, thận, lách và mang của cá bệnh được cấy trên các môi
trường phân lập như TSA (hoặc NA), TCBS trong các đĩa lồng và cấy trên mặt
nghiêng của môi trường Ogawa trong các ống nghiệm. Các môi trường sau khi cấy
được ủ ở nhiệt độ 26 – 28

o
C. Sau 24-48h, vi khuẩn đã bắt đầu mọc trên các đĩa lồng
chứa môi trường TSA (hay NA) và TCBS, nhưng sau 7-9 ngày kể từ khi cấy phân
24
lập, các khuẩn lạc khô và nhăn nheo trên bề mặt mới xuất hiện trên mặt nghiêng của
môi trường Ogawa.
Các chủng vi khuẩn thuần được tách ra từ các khuẩn lạc rời và lại được ủ ở nhiệt
độ 28
0
C trong 24h (với các chủng vi khuẩn tách từ đĩa phân lập chứa môi trường TSA
và TCBS, trong 7 - 10 ngày với các chủng tách ra từ ống phân lập chứa môi trường
Ogawa. Khi các khuẩn lạc xuất hiện trong các ống nghiệm chứa chủng thuần, các tiêu
bản ép tươi và nhuộm Gram, nhuộm Ziehl-Neelsen được thực hiện để kiểm tra hình
dạng, cách sắp xếp và cách bắt màu của vi khuẩn.
Mẫu bệnh phẩm: (gan, thận, lách, não, cơ)
Kiểm tra các đặc điểm sinh hóa
của vi khuẩn bằng các phản ứng
sinh hóa truyền thống
Làm tiêu bản nhuộm Gram
và nhuộm Ziehl-Neelsen .
Làm các tiêu bản phết từ mô
gan, thận, lách, não, cơ
Nuôi cấy phân lập trên các loại
môi trường TSA, NA, TCBS,
OGAWA
Định danh vi khuẩn dựa vào hệ thống phân loại vi
khuẩn của Bergey
Tạo các chủng thuần từ các khuẩn
lạc rời
Cảm nhiễm ngược các chủng vi khuẩn đã phân lập

được bị nghi ngờ là tác nhân gây bệnh vào cá khỏe
Hình 2.2 : Sơ đồ khối mô tả các bước thực hiện khi nghiên
cứu tác nhân vi khuẩn từ cá bệnh
25