NGHIÊN CỨU VAI TRÒ CỦA TẾ BÀO TUA TRONG VIỆC ĐỊNH HƯỚNG TẾ BÀO TIÊU DIỆT CẢM ỨNG BỞI CYTOKINE TIÊU DIỆT TRÚNG ĐÍCH UNG THƯ

ĐẠI HỌC QUỐC GIA TP.HCM
TRƢỜNG ĐH KHOA HỌC TỰ NHIÊN

VŨ THANH BÌNH

Tên đề tài:

NGHIÊN CỨU VAI TRÒ CỦA TẾ BÀO TUA
TRONG VIỆC ĐỊNH HƢỚNG TẾ BÀO TIÊU DIỆT
CẢM ỨNG BỞI CYTOKINE TIÊU DIỆT
TRÚNG ĐÍCH UNG THƢ

Ngành: Sinh lý học Người và Động vật
Mã số ngành: 62420104
Khóa học năm: 2015
Xác nhận của Cán bộ hướng dẫn:

TS. Phạm Văn Phúc


ĐẠI HỌC QUỐC GIA TP.HCM
TRƢỜNG ĐH KHOA HỌC TỰ NHIÊN

VŨ THANH BÌNH

ĐỀ CƢƠNG LUẬN ÁN TIẾN SĨ
Tên đề tài:

NGHIÊN CỨU VAI TRÒ CỦA TẾ BÀO TUA
TRONG VIỆC ĐỊNH HƢỚNG TẾ BÀO TIÊU DIỆT
CẢM ỨNG BỞI CYTOKINE TIÊU DIỆT TRÚNG

ĐÍCH UNG THƢ

Ngành: Sinh lý học Người và Động vật
Mã số ngành: 62420104
Khóa học năm: 2015
Người hướng dẫn khoa học: TS. BS. Lê Tấn Đạt
TS. Phạm Văn Phúc

Tp. HCM, năm 2016


Phần 1: Tiểu luận tổng quan
1. Tính cấp thiết, ý nghĩa khoa học và thực tiễn của đề tài
Ung thư là một trong những nguyên nhân chính gây tử vong trên toàn thế giới
(Jemal et al., 2008). Nhiều bệnh nhân bị ung thư không thể chữa trị bằng các liệu pháp
truyền thống. Phẫu thuật, xạ trị và hóa trị có nhiều tác dụng phụ và thường không loại bỏ
hoàn toàn tế bào ung thư nên bệnh có khả năng tái phát sau vài năm (Bretthauer, 2010;
Ishikura, 2012; Videtic, 2012). Các nghiên cứu cho thấy nhiều loại bướu đặc chứa một
quần thể tế bào có các đặc điểm tương tự tế bào gốc, chúng có vai trò khởi phát cũng như
duy trì khối u và chính là nguyên nhân dẫn đến sự di căn và gây tử vong cho bệnh nhân
ung thư, quần thể tế bào này là tế bào gốc ung thư (TBGUT) (Al-Hajj, Wicha, BenitoHernandez, Morrison, & Clarke, 2003; Clarke, 2005).
Khoa học kĩ thuật ngày càng phát triển, chất lượng cuộc sống của mọi người ngày
càng nâng cao, đặt ra yêu cầu cao hơn trong hoạt động nghiên cứu điều trị bệnh. Liệu
pháp miễn dịch nói chung và liệu pháp miễn dịch tế bào nói riêng nhắm đến việc kích
hoạt hệ miễn dịch của người bệnh, thúc đẩy đáp ứng miễn dịch với ung thư, cho phép khả
năng tự nhiên của cơ thể nhận diện tốt hơn và cuối cùng tiêu diệt các tế bào ung thư. Liệu
pháp miễn dịch là một chiến lược đầy hứa hẹn trong việc điều trị nhiều loại ung thư với
mục đích thiết lập sự kiểm soát ung thư về lâu dài. Việc kết hợp các liệu pháp truyền
thống như phẫu thuật, hóa trị và xạ trị với liệu pháp miễn dịch là một hướng đi mới trong
điều trị ung thư để giảm số bệnh nhân tử vong vì ung thư. Do các đáp ứng miễn dịch rất

đặc hiệu nên có thể sử dụng trong điều trị ung thư để loại bỏ khối u mà không tác động
lên các tế bào bình thường. Liệu pháp miễn dịch nhắm đến việc tăng cường đáp ứng miễn
dịch của cơ thể đối với khối u (miễn dịch chủ động) hay cung cấp các kháng thể hoặc các
tế bào T đặc hiệu với kháng nguyên khối u (miễn dịch thích ứng-adoptive
immnunotherapy) (Abbas, Lichtman, & Pillai, 2012; Dougan & Dranoff, 2012; Rescigno,
Avogadri, & Curigliano, 2007; Smith, Oertle, & Prato, 2014; Vanneman & Dranoff,
2012).


Tế bào tua (dendritic cell – DC) là tế bào miễn dịch có chức năng trình diện kháng
nguyên. Chúng có khả năng hoạt hóa tế bào T trợ giúp CD4 trinh nguyên và tế bào T gây
độc CD8 (cytotoxic T lymphocyte – CTL) chưa được cảm ứng. Đây được xem là một
hướng tiếp cận liệu pháp miễn dịch chủ động, nghĩa là liệu pháp dựa vào tế bào DC được
sử dụng nhằm tạo các tế bào trình diện kháng nguyên chuyên biệt của khối u và tạo ra
đáp ứng tế bào T gây độc tiêu diệt tế bào ung thư (Barth et al., 2010; Gilboa, 2007;
Kalinski & Okada, 2010; Lesterhuis et al., 2011; Steinman, 2012). Trên thế giới, nghiên
cứu điều trị ung thư vú bằng tế bào tua đã tiến đến bước thử nghiệm lâm sàng; tuy nhiên,
hiệu quả đẩy lùi căn bệnh ung thư còn thấp vì những lý do sau: (i) DC cần nguồn kháng
nguyên ung thư chuyên biệt và quan trọng trong việc cảm ứng tế bào hiệu quả tiêu diệt
khối u, trong khi khía cạnh này dù rất nỗ lực nhưng các nhà khoa học chỉ mới xác định
được một số ít kháng nguyên ung thư; (ii) DC là tế bào trình diện kháng nguyên nên
chúng chỉ có khả năng kích hoạt hệ thống miễn dịch kháng u mà không có chức năng
thực hiện trực tiếp công việc này, nên với hệ miễn dịch bị ức chế trong cơ thể bệnh nhân
ung thư gây ra bởi chính các cơ chế bảo vệ của tế bào ung thư và/hay từ chính các
phương pháp điều trị như hóa trị, xạ trị làm các tế bào miễn dịch trở nên dung nạp, đây là
nguyên nhân dẫn đến hiệu quả của liệu pháp DC vẫn còn thấp. Vì vậy việc kết hợp liệu
pháp sử dụng DC và các tế bào miễn dịch kháng u khác ngày càng có ý nghĩa không chỉ
về mặt nghiên cứu mà còn trên mặt thực tiễn lâm sàng.
Liệu pháp miễn dịch thích ứng là liệu pháp cá thể hóa tiêm truyền các tế bào miễn
dịch kháng u của bệnh nhân được nuôi cấy ex vivo để tiêu diệt tế bào ung thư, đây là một

hướng liệu pháp tiềm năng trong điều trị ung thư. Liệu pháp miễn dịch thích ứng là một
trong những phương pháp hiệu quả nhất trong sử dụng hệ thống miễn dịch của cơ thể để
điều trị ung thư (Ma et al., 2012). Một loại tế bào lympho T giết tự nhiên (natural killer T
lymphocyte – NKT) được gọi là tế bào tiêu diệt được cảm ứng bởi cytokine (cytokineinduced killer cell – CIK) cho thấy các kết quả đáng khích lệ trong các nghiên cứu lâm
sàng tự thân và ghép dị cá thể. Tế bào CIK có khả năng tiêu diệt tế bào ung thư, chúng là
loại tế bào có thể nuôi cấy và biệt hóa dễ dàng hơn so với các loại tế bào miễn dịch khác.
Bên cạnh đó, thời gian và hiệu quả cũng như lượng tế bào thu được cũng cao hơn so với


tế bào tiêu diệt được hoạt hóa bởi lymphokine (lymphokine-activated killer). Vì thế, CIK
trở thành một ứng viên đầy tiềm năng trong việc điều trị bệnh ung thư. Tuy nhiên cho đến
nay, tại Việt Nam vẫn chưa có phương pháp hay quy trình nào liên quan đến CIK được
công bố. Vì vậy, mục tiêu của nghiên cứu này là tìm ra được phương pháp áp dụng hiệu
quả liệu pháp tế bào CIK trong điều trị ung thư vú trên mô hình chuột.
Đề tài này đặt ra một giả thuyết rằng liệu việc kết hợp đồng nuôi cấy DC và CIK
có phải là một hướng tiếp cận hiệu quả trong điều trị ung thư hay không? Hướng kết hợp
này có các lợi điểm như điều trị trúng đích ung thư và ít gây tác dụng phụ hay không? Cơ
sở của giả thuyết trên là việc kết hợp một loại tế bào miễn dịch có chức năng trình diện
kháng nguyên chuyên biệt và một loại tế bào miễn dịch có chức năng tiêu diệt tế bào ung
thư mang các đặc tính tăng sinh mạnh và khả năng gây độc tế bào mạnh có thể kết hợp
các lợi điểm từ từng loại tế bào, đồng thời khắc phục được những hạn chế của chính
chúng khi được đồng nuôi cấy với nhau.
Kết quả của nghiên cứu này là minh chứng rõ nét nhất cho thấy hiệu quả của liệu
pháp miễn dịch kết hợp trong điều trị ung thư trên mô hình cận lâm sàng, làm cơ sở thúc
đẩy nhiều nghiên cứu liên quan nhằm mục tiêu ứng dụng vào thực tế điều trị cho bệnh
nhân với hiệu quả đáp ứng cao.
Phần 2: Đề cƣơng luận án
2. Mục tiêu nghiên cứu
Mục tiêu xuyên suốt của đề tài là nhằm giải quyết được câu hỏi liệu việc kết
hợp với DC có định hướng cho tế bào CIK tiêu diệt trúng đích ung thư, hiệu

quả và ít tác dụng phụ hay không? Đề tài hướng đến giải quyết các mục tiêu
sau:
2.1.

Khảo sát hiệu quả tiêu diệt trúng đích tế bào ung thư in vitro bằng các liệu
pháp DC, CIK và kết hợp DC/CIK.

2.2.

Xác định cơ chế tác động và vai trò của DC trong việc định hướng tế bào
CIK tiêu diệt tế bào ung thư vú in vitro.

2.3.

Nghiên cứu được hiệu quả điều trị của liệu pháp DC-CIK đồng loại trên mô
hình chuột mang khối u vú.


3. Đối tƣợng và phƣơng pháp nghiên cứu
3.1. Đối tượng
Dòng tế bào ung thư vú chuột 4T1 được sử dụng để thiết lập dòng tế bào ung thư vú 4T1
kháng thuốc điều trị ung thư doxorubicin.
Dòng tế bào thường (nguyên bào sợi chuột) được phân lập từ chuột BALB/c khỏe mạnh
bằng phương pháp nuôi cấy sơ cấp biểu bì. Nguyên bào sợi được tăng sinh trong môi
trường DMEM/F12 bổ sung 10% FBS và 1% kháng sinh/nấm. Tế bào được sử dụng từ
lần cấy chuyền thứ 3-7, đồng thời được lưu trữ trong ni tơ lỏng đến khi có nhu cầu sử
dụng.
Chuột BALB/c khỏe mạnh, cân nặng 25-30 gram, 8-10 tuần tuổi được sử dụng để thu
nhận các nguồn tế bào máu đơn nhân để nuôi cấy tế bào CIK và DC, và được gây mô
hình mang khối u vú được thiết lập từ dòng tế bào ung thư vú 4T1 kháng thuốc.

3.2.

Phương pháp
3.2.1. Phương pháp chọn lọc tế bào ung thư vú 4T1 kháng thuốc và tạo
chuột mô hình mang khối u vú được hình thành từ tế bào 4T1
kháng thuốc

-

Dòng tế bào ung thư vú chuột 4T1 được mua từ ngân hàng dòng tế bào ATCC
(Manassas, VA, Hoa Kỳ), và nuôi trong môi trường DMEM/F12 bổ sung 10%
huyết thanh bào thai bò (FBS) và 1x kháng sinh/nấm (Gibco). Tế bào được
nuôi ở 37°C, 5% CO2. Thay môi trường mới mỗi 2 ngày.

-

Chuẩn bị hóa chất kháng u: hòa tan 1 mg doxorubicin (Sigma-Aldrich) trong 1
ml ethanol vô trùng.

-

Thu nhận tế bào 4T1: tế bào được tách bởi 0,25% trypsin/EDTA. Sau đó rửa 2
lần với PBS để loại trypsin thừa.

-

Chọn lọc tế bào ung thư vú 4T1 kháng thuốc: tế bào 4T1 được nuôi ở các lô thí
nghiệm khác nhau về nồng độ doxorubicin (tương ứng 1 µg/mL; 0,5 µg/mL;
0,25 µg/mL; 0,1 µg/mL và 0,05 µg/mL). Ủ tế bào trong 24 giờ, đo đường cong
tăng trưởng, thời gian nhân đôi tế bào thông qua chỉ số tế bào (cell index-CI).

Chọn lọc các tế bào từ lô thí nghiệm có sự kháng doxorubicin cao nhất, tiến
hành nuôi cấy ổn định các tế bào này trong môi trường có bổ sung nồng độ
thuốc tương ứng (đến lần cấy chuyền thứ 3) và sử dụng chúng làm nguồn tế
bào cho các thí nghiệm tiếp theo.
-

Tạo được dòng tế bào ung thư vú kháng thuốc mang gen chỉ thị huỳnh quang
gfp, bằng cách sử dụng lentivirus. Đánh giá và chọn lọc dòng tế bào mang gen
chỉ thị mà vẫn không thay đổi tính kháng thuốc.

-

Chuột cái BALB/c 8-10 tuần tuổi, khỏe mạnh, cân nặng 25–30 gram được mua
từ Charles Rivers (Sulzfeld, Đức). Chuột được nuôi trong điều kiện sạch
khuẩn, tiến hành thí nghiệm dựa trên Quy tắc thí nghiệm trên động vật (PTN.
Tế bào gốc).

-

Tạo chuột mô hình mang khối u vú 4T1 kháng thuốc:
+ Tế bào được huyền phù trong dung dịch PBS mật độ 1x106 tế bào/ml.
+ Thao tác trong phòng vô trùng, xác định vùng vú của chuột, tiến hành cạo
sạch lông, sát khuẩn. Chuẩn bị kim tiêm vô trùng, tiêm dưới da 0,1 ml huyền
phù tế bào 4T1 kháng thuốc trong PBS vào vùng mỡ vú chuột.
+ Theo dõi và ghi nhận kích thước khối u trong 7 ngày ghép tế bào ung thư.
3.2.2. Phương pháp thu nhận và biệt hóa tế bào CIK từ gan và lách
chuột và tế bào DC từ tủy xương chuột

-

Chuột BALB/c 8-10 tuần tuổi, khỏe mạnh, cân nặng 25–30 gram được mua từ
Charles Rivers (Sulzfeld, Đức). Giết chuột bằng cách kéo giãn đốt sống cổ, thu
nhận gan, lách, và xương đùi chuột vào lọ đựng mẫu chứa PBS bổ sung 1x
kháng sinh/nấm.

-

Thu nhận và biệt hóa DC:
+ Thao tác trong tủ an toàn sinh học thu nhận tủy xương chuột bằng cách cắt
bỏ hai đầu xương đùi, dùng kim tiêm bơm môi trường RPMI 1640 bổ sung 1x
kháng sinh/nấm dội rửa tế bào từ tủy xương. Tế bào thu nhận được nuôi trong
môi trường có bổ sung 10% FBS ở 37°C, 5% CO2.


+ Chọn lọc tế bào tủy xương bám dính vào bề mặt nuôi trong 1 giờ. Các tế bào
bám được cảm ứng tạo DC bằng môi trường RPMI 1640 bổ sung 10% FBS 1x
kháng sinh/nấm và GM-CSF (1000U/ml), IL-4 (500U/ml). Môi trường được
thay mới sau 3 ngày. Đến D7, bổ sung thêm vào môi trường nuôi dịch ly giải tế
bào 4T1 kháng thuốc. DC được nuôi thêm hai ngày, sau đó được thu nhận.
-

Thu nhận và nuôi cấy tế bào CIK:
Tế bào đơn nhân từ gan và lách được thu nhận, bổ sung môi trường RPMI
1640 10% FBS 1x kháng sinh/nấm và IFN-γ (1000 U/ml) ở D0. Sau 24 giờ
nuôi, môi trường được bổ sung thêm IL-2 (500 U/ml) và anti-CD3 mAb (50
ng/ml). Môi trường được thay mới sau 3 ngày với chỉ IL-2 được bổ sung. CIK
được nuôi cấy đến D14 được thu nhận.

-

Đồng nuôi cấy tế bào DC và CIK:
Tế bào CIK và DC được thu nhận và nuôi cấy theo quy trình trên. Sau khi DC
được cảm ứng với dịch ly giải tế bào 4T1 kháng thuốc (D9), DC được thu nhận
và đồng nuôi cấy với CIK thêm 5 ngày nữa.
Khảo sát tác động của DC lên đặc điểm tế bào CIK với 2 hình thức nuôi cấy:
+ Đồng nuôi cấy tiếp xúc
+ Đồng nuôi cấy không tiếp xúc (sử dụng cell insert)
3.2.3. Phương pháp xét nghiệm apoptosis/necrosis
Nguyên tắc: Annexin V và propidium iodide (PI) là hai thuốc nhuộm giúp
phân biệt giữa tế bào bị hoại tử (necrosis) hay chết theo lập trình (apoptosis).
Phân tích sự gắn annexin V dựa vào sự chuyển vị của phosphatidylserine từ
màng trong ra màng ngoài do sự bất ổn định của màng trong quá trình
apoptosis. Khi gắn với thuốc nhuộm huỳnh quang như FITC có thể phát hiện tế
bào bị apoptosis trong giai đoạn sớm. PI là thuốc nhuộm nhân khi màng tế bào
mất đi tính nguyên vẹn, nên khi tế bào bị apoptosis muộn/necrosis thì PI đi vào
nhân.
+ Tế bào sống: Annexin V- và PI+ Tế bào trong giai đoạn apoptosis sớm: Annexin V+ và PI-


+ Tế bào trong giai đoạn apoptosis muộn và necrosis: Annexin V+ và PI+
3.2.4. Các phương pháp đánh giá đặc điểm tế bào miễn dịch
-

Phương pháp flow cytometry:
+ DC được đánh giá khả năng trưởng thành bằng các kháng thể đơn dòng
kháng CD14/CD40/CD80/CD83/CD86/HLA-DR.
+ CIK được đánh giá khả năng hoạt tính bằng các kháng thể đơn dòng kháng
CD3/CD56/NKG2D và perforin/granzyme B.

+ Tế bào Treg được kiểm tra trong quần thể tế bào nuôi cấy CIK và quần thể tế
bào đồng nuôi cấy CIK/DC bằng các kháng thể đơn dòng kháng CD4 và
CD25.

-

Phương pháp ELISA:
+ Dịch nuôi ở các lô tế bào DC, CIK và đồng nuôi cấy CIK/DC được kiểm tra
sự hiện diện của các loại cytokine IL-12 và IFN-γ do chính các tế bào này tiết
ra.
+ Ngoài ra, ở lô tế bào CIK và đồng nuôi cấy CIK/DC cũng được kiểm tra sự
hiện diện của các loại cytokine IL-10 và TGF-β do tế bào Treg tiết ra.
3.2.5. Phương pháp đánh giá tính gây độc tế bào ung thư in vitro sử
dụng liệu pháp DC, CIK và liệu pháp kết hợp

-

Tế bào ung thư 4T1 đã chọn lọc kháng thuốc được nuôi trong đĩa 96 giếng. Sau
khi ủ 24 giờ, tế bào được xử lý với những nồng độ khác nhau của tế bào hiệu
quả (DC, CIK hoặc DC/CIK) trong 48 giờ. Tỷ lệ tế bào ung thư:tế bào miễn
dịch được khảo sát lần lượt 1:5, 1:10, 1:20, 1:40. Môi trường được thay mới
mỗi 2 ngày.

-

Khảo sát tác động gây độc tế bào ung thư của tế bào miễn dịch bằng 2 hình
thức theo dõi:
+ Đồng nuôi cấy tiếp xúc
+ Đồng nuôi cấy không tiếp xúc (sử dụng cell insert)

-

Khảo sát tác động tiêu diệt trúng đích của tế bào miễn dịch: các lô thí nghiệm
tương tự đối với tế bào ung thư, nhưng tế bào đích được thay thế bằng nguyên
bào sợi chuột.

-

Phương pháp đo thực thời dựa vào điện trở:
Phương pháp này sử dụng hệ thống xCelligence được phát triển bởi Roche và
ACE Biosciences để ghi nhận sự tăng sinh tế bào thực thời. Các tế bào được
cấy lên một đĩa 96 giếng đặc biệt (E-plate) với các vi điện cực bằng vàng được
bao phủ dưới lớp đáy. Về nguyên tắc: càng nhiều tế bào bám dính vào đáy
giếng, thì trở kháng của điện cực s càng tăng phản ánh thông qua chỉ số tế bào
(cell index-CI), theo các quy tắc sau:
+ Khi không có tế bào, hoặc tế bào không bám dính vào điện cực ở đáy, chỉ số
CI bằng 0
+ Trong cùng điều kiện sinh lý, càng nhiều tế bào bám, chỉ số CI càng lớn.
+ Hơn nữa, sự thay đổi trạng thái tế bào như hình thái, sự bám trải, sức sống s
dẫn đến sự thay đổi CI.

Điểm ưu việt của hệ thống này chính là khả năng ghi nhận số liệu thực thời chính
xác đến từng phút, cho phép theo dõi sự tăng sinh tế bào, sự ảnh hưởng của các tác
nhân lên tế bào mà không cần phải can thiệp trực tiếp vào tế bào như các phương
pháp khác như MTT, BrdU.
Phương pháp này cho phép xác định liệu pháp miễn dịch hiệu quả trong việc tiêu
diệt tế bào ung thư 4T1 với tỷ lệ tế bào đích:tế bào miễn dịch tương ứng.
3.2.6. Phương pháp đánh giá hiệu quả liệu pháp DC, CIK và liệu pháp
kết hợp trong điều trị mô hình chuột ung thư vú

Mô hình chuột mang khối u vú 4T1 đã chọn lọc kháng thuốc được sử dụng để
đánh giá hiệu quả điều trị in vivo sử dụng liệu pháp DC, CIK và liệu pháp kết hợp
DC/CIK.
-

Tế bào ung thư 4T1 đã chọn lọc kháng thuốc được chuyển gen chỉ thị (gfp)
được huyền phù trong 0,1 ml dung dịch PBS (1x106 tế bào/ml). Tiêm vô trùng,
dưới da huyền phù tế bào vào vùng mỡ vú chuột.


-

Sau 7 ngày ghép tế bào ung thư, khối u được xác định và đo kích thước.

-

Thu nhận tế bào miễn dịch từ các lô thí nghiệm tương ứng DC, CIK, DC/CIK,
huyền phù trong PBS.

-

Chuột được ghép tế bào miễn dịch qua tĩnh mạch đuôi và lân cận khối u. Dựa
vào kết quả của thử nghiệm tiêu diệt tế bào ung thư in vitro bởi tế bào hiệu
quả, lựa chọn tỷ lệ tế bào ung thư:tế bào miễn dịch tối ưu ghép vào chuột. Mỗi
lô thí nghiệm có 5 con chuột.

-

Ghi nhận các thông số về kích thước khối u, thời gian sống của chuột so với lô
không điều trị (không ghép tế bào miễn dịch) và lô đối chứng (tiêm PBS).

-

Phân tích thành phần tế bào miễn dịch (bằng phương pháp flow cytometry)
trong máu ngoại vi chuột (1 lần/tuần). Chuột được theo dõi các chỉ tiêu sinh lý
quan sát và đo đạc được: cân nặng, biểu hiện bên ngoài (lông, mắt...), tình
trạng tiêu hóa.

-

Khảo sát sự sống sót/tồn tại/di căn của tế bào ung thư bằng hệ thống phân tích
hình ảnh chuột (Xenogen IVIS Spectrum In Vivo Imaging System), 2 lần/tuần.

-

Sau 30 ngày ghép tế bào miễn dịch. Tiến hành mổ chuột, xác định, thu nhận
khối u còn lại. Cắt lát mô, nhuộm H&E và/hay hóa mô miễn dịch xác định sự
tồn tại của tế bào ung thư, sự xâm nhập tế bào miễn dịch vào khối u. Kiểm tra
sự hiện diện các tế bào miễn dịch trong các cơ quan: gan, lách... sau khi điều trị
ở chuột (bằng phương pháp flow cytometry).
3.2.7. Phương pháp xử lý thống kê

Tất cả thí nghiệm được thực hiện lặp lại 3 lần. Sự khác biệt có ý nghĩa thống kê
giữa các giá trị trung bình được xử lí và phân tích bằng Student s t-Test ANOVA
và GraphPad Prism 6. Khác biệt có ý nghĩa thống kê khi giá trị p < 0,05.
4. Nội dung và phạm vi của vấn đề sẽ đi sâu nghiên cứu
4.1. Nội dung 1: Khảo sát hiệu quả tiêu diệt trúng đích tế bào ung thư in vitro
bằng các liệu pháp DC, CIK và kết hợp DC/CIK
-

Chuột BALB/c được sử dụng để thu nhận tủy xương và chọn lọc tế bào đơn
nhân (mononuclear cell – MNC). Xác nhận quy trình tạo DC từ MNC với 2


chất cảm ứng tiền trưởng thành GM-CSF và IL-4; sau đó, cảm ứng trưởng
thành DC (mDC) bằng cách bổ sung vào môi trường nuôi dịch ly giải tế bào
ung thư 4T1 đã chọn lọc kháng thuốc.
-

Thu nhận gan và lách từ chính con chuột trên, sau đó quần thể tế bào đơn được
thu nhận. Tế bào lympho thu nhận được cảm ứng với IFN-γ, anti-CD3 mAb và
IL-2 trong môi trường biệt hóa tế bào CIK trong 14 ngày

-

Khảo sát tác động gây độc tế bào ung thư của tế bào miễn dịch bằng 2 hình
thức theo dõi: đồng nuôi cấy tiếp xúc và đồng nuôi cấy không tiếp xúc (sử
dụng cell insert) để trả lời câu hỏi tế bào miễn dịch sử dụng trong đề tài tiêu
diệt được tế bào ung thư bằng các nhân tố tiết (Perforin/Granzyme B) hay qua
các tương tác tiếp xúc tế bào.
+ Tế bào ung thư 4T1 đã chọn lọc kháng thuốc được nuôi trong đĩa 96 giếng
(E-plate). Sau khi ủ 24 giờ, tế bào được xử lý với những nồng độ khác nhau
của tế bào hiệu quả (DC, CIK hoặc DC/CIK) trong 48 giờ. Tỷ lệ tế bào ung
thư:tế bào hiệu quả được khảo sát lần lượt 1:5, 1:10, 1:20, 1:40. Dựa vào chỉ số
tế bào, xác định được đường cong tăng trưởng, thời gian nhân đôi tế bào.

-

Đồng thời, khảo sát tác động tiêu diệt của tế bào miễn dịch liệu có trúng đích,
mà không gây hại đến tế bào bình thường? Thiết kế thí nghiệm gây độc tế bào

tương tự đối với tế bào ung thư, nhưng tế bào đích được thay thế bằng nguyên
bào sợi chuột.

4.2.

Nội dung 2: Xác định cơ chế tác động và vai trò của DC trong việc định
hướng tế bào CIK tiêu diệt tế bào ung thư vú in vitro

-

Khảo sát tác động của DC lên đặc điểm tế bào CIK với 2 hình thức nuôi cấy:
+ Đồng nuôi cấy tiếp xúc
+ Đồng nuôi cấy không tiếp xúc (sử dụng cell insert)

-

Đánh giá tỷ lệ tế bào sống sau quá trình nuôi cấy ở các lô DC, CIK và
CIK/DC: sử dụng phương pháp flow cytometry đánh giá tỷ lệ tế bào biểu hiện
Annexin V/PI.


-

Đánh giá kiểu hình (thụ thể/đồng thụ thể đáp ứng miễn dịch) của các lô nuôi
cấy DC, CIK và CIK/DC bằng phương pháp flow cytometry.

-

Đánh giá chức năng (tiết cytokine) các lô nuôi cấy DC, CIK và CIK/DC bằng
phương pháp ELISA.

4.3.

Nội dung 3: Nghiên cứu hiệu quả điều trị của liệu pháp DC, CIK và
CIK/DC đồng loại trên mô hình chuột mang khối u vú

-

Tạo chuột mô hình mang khối u vú 4T1 kháng thuốc.

-

Sau đó, chuột được ghép tế bào từ các lô thí nghiệm tương ứng DC, CIK,
DC/CIK thông qua việc đánh giá kết quả gây độc tế bào ung thư in vitro.

-

Ghi nhận các thông số về sự thay đổi kích thước khối u, thời gian sống. Chuột
được theo dõi các triệu chứng sinh lý bất thường: sút cân, lông xù, tiêu chảy...
Ở lô DC/CIK, chuột có khả năng loại bỏ khối u và thời gian sống lâu hơn và có
ít tác dụng phụ hơn các lô thí nghiệm khác.

-

Phân tích thành phần tế bào miễn dịch (gồm tế bào T: TH,TC, Treg; tế bào B, tế
bào NK, DC...) trong máu ngoại vi chuột (1 lần/tuần)

-

Khảo sát sự sống sót/tồn tại/di căn của tế bào ung thư bằng hệ thống phân tích

hình ảnh chuột (Xenogen IVIS Spectrum In Vivo Imaging System).

-

Sau 30 ngày ghép tế bào miễn dịch. Tiến hành mổ chuột, xác định, thu nhận
khối u còn lại. Cắt lát mô, nhuộm H&E và/hay hóa mô miễn dịch xác định sự
tồn tại của tế bào ung thư, sự xâm nhập tế bào miễn dịch vào khối u. Kiểm tra
sự hiện diện và tỷ lệ các loại tế bào miễn dịch trong các cơ quan: gan, lách...
sau khi điều trị ở chuột.

5. Dự kiến kết quả đạt đƣợc (kết quả nghiên cứu, bài báo khoa học)
Kết quả nghiên cứu giải quyết được mục tiêu của đề tài rằng việc kết hợp với DC
giúp định hướng cho tế bào CIK tiêu diệt trúng đích ung thư, hiệu quả và ít tác
dụng phụ.
Trong thời gian thực hiện luận án có ít nhất 2 công bố quốc tế liên quan đến nội
dung luận án tiến hành.
6. Nơi thực hiện đề tài


Phòng thí nghiệm Nghiên cứu và Ứng dụng Tế bào Gốc – Trường ĐH KHTN –
ĐHQG Tp. Hồ Chí Minh
B2-3, cơ sở Linh Trung, Tp. Hồ Chí Minh
7. Phân bố thời gian thực hiện đề tài
Thời gian thực hiện là 3 năm
8. Tài liệu tham khảo
Abbas, A. K., Lichtman, A. H., & Pillai, S. (2012). Cellular and molecular immunology.
Philadelphia: Elsevier/Saunders.
Al-Hajj, M., Wicha, M. S., Benito-Hernandez, A., Morrison, S. J., & Clarke, M. F. (2003).
Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proc Natl Acad Sci U S
A, 100(7), 3983-3988. doi: 10.1073/pnas.0530291100

Barth, R. J., Jr., Fisher, D. A., Wallace, P. K., Channon, J. Y., Noelle, R. J., Gui, J., &
Ernstoff, M. S. (2010). A randomized trial of ex vivo CD40L activation of a dendritic
cell vaccine in colorectal cancer patients: tumor-specific immune responses are
associated with improved survival. Clin Cancer Res, 16(22), 5548-5556. doi:
10.1158/1078-0432.CCR-10-2138
Bretthauer, M. (2010). Evidence for colorectal cancer screening. Best Pract Res Clin
Gastroenterol, 24(4), 417-425. doi: 10.1016/j.bpg.2010.06.005
Clarke, M. F. (2005). A self-renewal assay for cancer stem cells. Cancer Chemother
Pharmacol, 56 Suppl 1, 64-68. doi: 10.1007/s00280-005-0097-1
Dougan, M., & Dranoff, G. (2012). Immunotherapy of cancer Innate Immune Regulation and
Cancer Immunotherapy (pp. 391-414): Springer.
Gilboa, E. (2007). DC-based cancer vaccines. J Clin Invest, 117(5), 1195-1203. doi:
10.1172/JCI31205
Ishikura, S. (2012). Optimal radiotherapy for non-small-cell lung cancer: current progress and
future challenges. Gen Thorac Cardiovasc Surg, 60(3), 127-131. doi: 10.1007/s11748011-0832-y
Jemal, A., Siegel, R., Ward, E., Hao, Y., Xu, J., Murray, T., & Thun, M. J. (2008). Cancer
statistics, 2008. CA Cancer J Clin, 58(2), 71-96. doi: 10.3322/CA.2007.0010
Kalinski, P., & Okada, H. (2010). Polarized dendritic cells as cancer vaccines: directing
effector-type T cells to tumors. Semin Immunol, 22(3), 173-182. doi:
10.1016/j.smim.2010.03.002
Lesterhuis, W. J., de Vries, I. J., Schreibelt, G., Lambeck, A. J., Aarntzen, E. H., Jacobs, J. F.,
. . . Figdor, C. G. (2011). Route of administration modulates the induction of dendritic
cell vaccine-induced antigen-specific T cells in advanced melanoma patients. Clin
Cancer Res, 17(17), 5725-5735. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-11-1261
Ma, Y., Zhang, Z., Tang, L., Xu, Y. C., Xie, Z. M., Gu, X. F., & Wang, H. X. (2012).
Cytokine-induced killer cells in the treatment of patients with solid carcinomas: a
systematic review and pooled analysis. Cytotherapy, 14(4), 483-493. doi:
10.3109/14653249.2011.649185

Rescigno, M., Avogadri, F., & Curigliano, G. (2007). Challenges and prospects of
immunotherapy as cancer treatment. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Reviews on
Cancer, 1776(1), 108-123.
Smith, A. J., Oertle, J., & Prato, D. (2014). Immunotherapy in Cancer Treatment. Open
Journal of Medical Microbiology, 4(03), 178.
Steinman, R. M. (2012). Decisions about dendritic cells: past, present, and future. Annu Rev
Immunol, 30, 1-22. doi: 10.1146/annurev-immunol-100311-102839
Vanneman, M., & Dranoff, G. (2012). Combining immunotherapy and targeted therapies in
cancer treatment. Nature reviews cancer, 12(4), 237-251.
Videtic, G. M. (2012). Locally advanced non-small cell lung cancer: what is the optimal
concurrent chemoradiation regimen? Cleve Clin J Med, 79 Electronic Suppl 1, eS3237. doi: 10.3949/ccjm.79.s2.07