Nghiên cứu chế độ bổ sung môi trường dinh dưỡng thích hợp cho nuôi tảo nannochloropsis đạt mật độ cao

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO
TRƯỜNG ĐẠI HỌC NHA TRANG

TRƯƠNG VĂN TUÂN

NGHIÊN CỨU CHẾ ĐỘ BỔ SUNG MÔI TRƯỜNG
DINH DƯỠNG THÍCH HỢP CHO NUÔI TẢO
Nanocholoropsis oculata ĐẠT MẬT ĐỘ CAO

LUẬN VĂN THẠC SĨ

KHÁNH HÒA - 2016


BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO
TRƯỜNG ĐẠI HỌC NHA TRANG

TRƯƠNG VĂN TUÂN

NGHIÊN CỨU CHẾ ĐỘ BỔ SUNG MÔI TRƯỜNG
DINH DƯỠNG THÍCH HỢP CHO NUÔI TẢO
Nanocholoropsis oculata ĐẠT MẬT ĐỘ CAO

LUẬN VĂN THẠC SĨ

Ngành:

Nuôi trồng thủy sản

Mã số:

60620301

Quyết định giao đề tài:

1731/QĐ-ĐHNT ngày 26/12/2013

Quyết định thành lập HĐ:

967/QĐ-HĐNT ngày 08/11/2016

Ngày bảo vệ:

28/11/2016

Người hướng dẫn khoa học:
TS. NGUYỄN VĂN NGUYÊN
Chủ tịch Hội đồng:
TS. LỤC MINH DIỆP
Khoa sau đại học:

KHÁNH HÒA - 2016


LỜI CAM ĐOAN
Tôi xin cam đoan mọi kết quả của đề tài: “Nghiên cứu chế độ bổ sung môi
trường dinh dưỡng thích hợp cho nuôi tảo Nannochloropsis oculata đạt mật độ
cao” là công trình nghiên cứu của cá nhân tôi và chưa từng được công bố trong bất cứ
công trình khoa học nào khác cho tới thời điểm này.
Hải Phòng, ngày 10 tháng 11 năm 2016
Tác giả

Trương Văn Tuân

iii


LỜI CẢM ƠN
Tôi xin gửi lời cảm ơn sâu sắc tới TS. Nguyễn Văn Nguyên, Phó Viện trưởng
Viện nghiên cứu Hải sản, Thầy đã tận tình hướng dẫn, động viên, giúp đỡ và tạo mọi
điều kiện thuận lợi nhất để tôi có thể hoàn thành luận văn này.
Tôi xin gửi lời cảm ơn đến Ths. Đào Duy Thu, Ths. Nguyễn Công Thành cùng
các cán bộ nghiên cứu phòng Nghiên cứu Công nghệ sinh học biển, Trung tâm Quan
trắc môi trường biển, Viện nghiên cứu Hải sản đã luôn tạo điều kiện làm việc tốt nhất
để tôi hoàn thành khóa thực tập tốt nghiệp.
Tôi xin chân thành cảm ơn Lãnh đạo Viện nghiên cứu Hải sản đã tạo những
điều kiện thuận lợi và hỗ trợ tôi trong suốt quá trình học tập và nghiên cứu.
Tôi xin chân thành cảm ơn các Thầy giáo, Cô giáo, các cán bộ giảng dạy và
nghiên cứu của Viện Nuôi trồng thủy sản, Khoa Sau đại học, Trường Đại học Nha
Trang đã luôn tận tình giảng dạy trong thời gian học tập tại trường và đưa ra những lời
góp ý trong việc hoàn thành luận văn.
Tôi xin bày tỏ lòng biết ơn đối với các nhà khoa học đã đọc và đóng góp nhiều
ý kiến quý báu cho việc hoàn thiện bản luận văn.
Cuối cùng tôi xin gửi lời cảm ơn chân thành đến gia đình và tất cả bạn bè đã
giúp đỡ, động viên tôi trong suốt quá trình học tập và thực hiện đề tài.
Tôi xin chân thành cảm ơn!
Hải Phòng, ngày 10 tháng 11 năm 2016
Tác giả luận văn

Trương Văn Tuân

iv


MỤC LỤC
LỜI CAM ĐOAN......................................................................................................... iii
LỜI CẢM ƠN................................................................................................................iv
MỤC LỤC ......................................................................................................................v
DANH MỤC KÝ HIỆU, CHỮ VIẾT TẮT................................................................. vii
DANH MỤC BẢNG .................................................................................................. viii
DANH MỤC HÌNH ......................................................................................................ix
TRÍCH YẾU LUẬN VĂN .............................................................................................x
MỞ ĐẦU ........................................................................................................................1
Chương 1. TỔNG QUAN VỀ VẤN ĐỀ NGHIÊN CỨU ..............................................4
2.1. Tình hình nghiên cứu trên thế giới ......................................................................4
2.2. Tình hình nghiên cứu trong nước ........................................................................7
2.3. Các yếu tố ảnh hưởng đến sinh khối và chất lượng của tảo ................................9
Chương 2. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU....................................14
2.1. Địa điểm, thời gian và đối tượng nghiên cứu....................................................14
2.1.1. Địa điểm nghiên cứu ..................................................................................14
2.1.2. Thời gian nghiên cứu..................................................................................14
2.1.3. Đối tượng nghiên cứu.................................................................................14
2.2. Phương pháp nghiên cứu ...................................................................................16
2.2.1. Vật liệu thí nghiệm .....................................................................................16
2.2.2. Sơ đồ khối nội dung nghiên cứu.................................................................16
2.2.3. Bố trí thí nghiệm.........................................................................................17
2.2.3. Phương pháp phân tích và xử lý số liệu .....................................................21
Chương 3. KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU.........................................................................24
3.1. Ảnh hưởng của môi trường dinh dưỡng đến sinh trưởng quần thể của tảo
Nannochloropsis oculata..........................................................................................24
3.1.1. Biến động của một số điều kiện môi trường thí nghiệm ............................24

3.1.2. Ảnh hưởng của môi trường dinh dưỡng đến tốc độ sinh trưởng và mật độ
của quần thể tảo Nannochloropsis oculata ...........................................................26
3.2. Ảnh hưởng của thời gian bổ sung đến sinh trưởng quần thể của tảo
Nannochloropsis oculata..........................................................................................34
3.2.1. Biến động của một số điều kiện môi trường thí nghiệm ............................34
v


3.2.2. Ảnh hưởng của thời gian bổ sung đến tốc độ sinh trưởng và mật độ của
quần thể tảo Nannochloropsis oculata .................................................................35
Chương 4. KẾT LUẬN VÀ KHUYẾN NGHỊ.............................................................41
4.1. Kết luận..............................................................................................................41
4.2. Khuyến nghị ......................................................................................................41
DANH MỤC TÀI LIỆU THAM KHẢO .....................................................................42
PHỤ LỤC

vi


DANH MỤC KÝ HIỆU, CHỮ VIẾT TẮT
CI

:

Confidential interval - Khoảng tin cậy

ĐC

:

Đối chứng

EPA

:

Axít Eicosapentaenoic (C20:5n-3)

L

:

Lít

N. oculata

:

Nannochloropsis oculata

NTTS

:

Nuôi trồng thủy sản

PBR

:

Photobioreactor (bình phản ứng quang sinh)

ppm

:

Parts per million (phần triệu)

PUFA

:

Polyunsaturated Fatty Acid, axít béo có mạch
cacbon C16; C18; C20 hoặc C22

tb/L

:

tế bào/lít

tb/mL

:

tế bào/mililít

tb/ngày

:

tế bào/ngày

vii


DANH MỤC BẢNG
Bảng 2.1. Lượng bổ sung môi trường và ký hiệu cho từng lô thí nghiệm ....................19
Bảng 2.2. Khoảng thời gian bổ sung môi trường và ký hiệu cho từng lô thí nghiệm ...21
Bảng 3.2. Tốc độ sinh trưởng quần thể của tảo N. oculata trong các môi trường dinh
dưỡng khác nhau............................................................................................................31
Bảng 3.3. Mật độ tế bào (106 tb/mL) tảo N. oculata trong các loại môi trường dinh
dưỡng khác nhau............................................................................................................32
Bảng 3.5. Mật độ tế bào (106 tb/mL) tảo N. oculata theo thời gian bổ sung môi trường
khác nhau .......................................................................................................................36
Bảng 3.6. Tốc độ sinh trưởng quần thể của tảo N. oculata theo thời gian bổ sung khác
nhau ...............................................................................................................................39
Bảng 4.1. Kết quả phân tích ANOVA kiểm tra sai khác về nhiệt độ, độ mặn và trị số
pH trong phòng thí nghiệm................................................................................................
Bảng 5.1. Kết quả phân tích ANOVA kiểm tra sai khác về nhiệt độ và trị số pH trong
các túi nuôi ngoài trời ........................................................................................................

viii


DANH MỤC HÌNH
Hình 2.1. Hệ thống nuôi tảo Photobioreactor (PBR) ......................................................5
Hình 2.2. Vi tảo Nannochloropsis oculata được quan sát dưới kính hiển vi................15
Hình 2.3. Sơ đồ thiết kế thí nghiệm nội dung 1 ............................................................17
Hình 2.4. Sơ đồ bố trí lô thí nghiệm nội dung 1............................................................18

Hình 2.5. Sơ đồ thiết kế thí nghiệm nội dung 2 ............................................................20
Hình 2.6. Vị trí bố trí lô thí nghiệm nội dung 2 ............................................................21
Hình 3.1. Biến động nhiệt độ, độ mặn và trị số pH theo thời gian nuôi trong phòng thí
nghiệm ...........................................................................................................................25
Hình 3.2. Chu kỳ sinh trưởng của tảo N. oculata trong các lô thí nghiệm bổ sung môi
trường dinh dưỡng khác nhau........................................................................................28
Hình 3.3. So sánh mật độ cực đại của các lô thí nghiệm ở các môi trường nuôi khác
nhau (Mean±0,95CI) .....................................................................................................30
Hình 3.4. Tốc độ sinh trưởng quần thể trung bình của tảo trong các môi trường dinh
dưỡng khác nhau............................................................................................................32
Hình 3.5. Biến động nhiệt độ và trị số pH theo thời gian nuôi ngoài trời.....................35
Hình 3.6. Chu kỳ sinh trưởng của tảo N. oculata trong các lô thí nghiệm chế độ thời
gian bổ sung môi trường................................................................................................37
Hình 3.7. Biểu đồ so sánh mật độ cực đại giữa các chế độ thời gian bổ sung môi
trường khác nhau (Mean±0,95CI) .................................................................................38
Hình 3.8. Tốc độ sinh trưởng quần thể trung bình của tảo theo thời gian bổ sung khác
nhau ...............................................................................................................................40

ix


TRÍCH YẾU LUẬN VĂN
Tảo Nannochloropsis oculata có hàm lượng dinh dưỡng cao, không chỉ có ý
nghĩa sử dụng làm thức ăn trong sản xuất giống hải sản mà còn có tiềm năng làm thực
phẩm chức năng cho người sử dụng. Tảo N. oculata chứa rất nhiều loại axít béo đa nối
đôi không bão hòa (PUFA) trong đó đáng lưu ý nhất là các axít béo eicosapentaenoic EPA (20:5n-3, EPA). Loài tảo này còn chứa một hàm lượng lớn các sắc tố β-carotene,
một hoạt chất có vai trò rất quan trọng chống oxy hóa, chống viêm, giúp ngăn ngừa, trì
hoãn sự phát triển của ung thư, trong tảo khô còn có chứa nhiều loại muối khoáng
quan trọng thiết yếu cho cơ thể con người. Do có thành phần dinh dưỡng toàn diện và
hàm lượng dinh dưỡng cao nên các loài vi tảo thường được sử dụng làm thức ăn cho

động vật thủy sản, một số được làm thực phẩm chức năng, bổ sung các chất thiết yếu
cho cơ thể sống.
Việc nuôi sinh khối N. oculata cho mật độ cao là một yêu cầu bức thiết. Để đạt
được mục đích này, nhiều tác giả ngoài nước đã nghiên cứu tối ưu các điều kiện nuôi
sinh khối và chỉ ra điều kiện tối ưu là nhiệt độ (20 - 25 0C), độ mặn 27 - 30 ‰, pH 7,5
- 8,5, ánh sáng 80 - 130µM photon.s-1. Chế độ sục khí 25% thể tích với CO2 bổ sung 1
- 2%. Tuy nhiên, mỗi tác giả sử dụng một công thức môi trường riêng mặc dù các thực
nghiệm của họ có thể nuôi tảo đạt mật độ và sinh khối khá cao.
Ở Việt Nam, nghiên cứu nuôi sinh khối tảo N. oculata chủ yếu phục vụ sản xuất
giống thủy sản. Điều kiện nuôi tảo trong các môi trường khác nhau và các tác giả cũng
sử dụng một môi trường riêng biệt. Việc bổ sung môi trường khác nhau theo từng giai
đoạn phát triển của tảo và mỗi loại môi trường cũng cần có chế độ bổ sung khác nhau
theo thời gian. Tỉ lệ thu hoạch phù hợp từ 10 - 15% lượng sinh khối bổ sung môi
trường hàng ngày vẫn giữ nguyên tốc độ sinh trưởng quần thể. Trong nuôi công
nghiệp, khi tảo đạt được mật độ cao trên 150106 tb/mL (pha cân bằng) sẽ tiến hành
thu hoạch 30% sinh khối. Do đó, cần phải xác định chế độ bổ sung môi trường dinh
dưỡng để tảo nhanh chóng phục hồi mật độ ở pha cân bằng nhằm duy trì năng suất thu
hoạch là vô cùng quan trọng. Từ những vấn đề trên, tôi đề xuất thực hiện đề tài
“Nghiên cứu chế độ bổ sung môi trường dinh dưỡng thích hợp cho nuôi tảo
Nannochloropsis oculata đạt mật độ cao”. Mục tiêu của luận văn nhằm xác định được
loại môi trường và khoảng thời gian bổ sung môi trường thích hợp cho nuôi tảo N.
oculata đạt mật độ cao. Để hoàn thành mục tiêu đề ra, đề tài thực hiện 2 nội dung
nghiên cứu: (1) Nghiên cứu xác định môi trường dinh dưỡng thích hợp cho việc nuôi
x


tảo N. oculata đạt mật độ cao; và (2) Nghiên cứu xác định khoảng thời gian bổ sung
môi trường dinh dưỡng thích hợp nhằm nâng cao hiệu quả nuôi tảo N. oculata.
Nguồn số liệu sử dụng trong luận văn được thu thập từ kết quả nghiên cứu của đề
tài “Nghiên cứu công nghệ sản xuất thực phẩm chức năng từ tảo Nannochloropsis

oculata” thuộc Viện Nghiên cứu Hải sản chủ trì thực hiện từ 2013 – 2015 do TS.
Nguyễn Văn Nguyên là chủ nhiệm.
Kết quả nghiên cứu cho thấy, sử dụng f/2 làm môi trường vẫn đảm bảo cho sự
sinh trưởng và phát triển cho vi tảo trong điều kiện nuôi sinh khối tảo N. oculata. Đối
với việc bổ sung môi trường dinh dưỡng f/2 có tăng thêm 100% hàm lượng N và P
(f/2-100) cho mật độ cao nhất đạt 149,5106 tb/mL với chu kỳ sinh trưởng kéo dài
khoảng 21 ngày. Các giá trị lần lượt là 127,6106 tb/mL, 124,0106 tb/mL, 119,9106
tb/mL và 110,5106 tb/mL với môi trường f/2-150, f/2, Walne, f/2-50. Với môi trường
f/2 và Walne, pha cân bằng đạt ở ngày thứ 13; pha cân bằng của môi trường f/2-50,
f/2-100 và f/2-150 đạt ở ngày 15, 19 và 17. Tốc độ sinh trưởng trung bình khi sử dụng
môi trường f/2-100 cho trị số cao nhất (K = 0,343), cao hơn so với 4 loại môi trường
còn lại. Theo số liệu thống kê, môi trường f/2-100 cho mật độ cực đại cao hơn rõ rệt so
với các môi trường thí nghiệm khác và giữa các môi trường thí nghiệm này cho mật độ
cực đại khác nhau không có ý nghĩa thống kê.
Với chế độ bổ sung môi trường dinh dưỡng có tăng thêm 100% hàm lượng N và
P (f/2-100) theo chế độ thời gian bổ sung khác nhau, giá trị mật độ tảo cao nhất là
179,3106 tb/mL, 164,9106 tb/mL, 160,6106 tb/mL, 148,9106 tb/mL và 138,3106
tb/mL tương ứng lần lượt với 1, 3, 4, 2 và 0 ngày/lần. Giá trị tốc độ sinh trưởng tại các
lô thí nghiệm khá tương đồng và đều có xu thế suy tàn vào ngày thứ 18 trong 20 ngày
theo dõi. Tuy nhiên, số liệu thống kê phân tích ANOVA một nhân tố với kiểm định
Turkey test (P value = 0,09733) chứng tỏ sự khác biệt không có ý nghĩa thống kê về
mật độ cực đại giữa các chế độ bổ sung môi trường khác nhau, điều đó có nghĩa rằng
trong quá trình nuôi sinh khối tảo N. oculata, chế độ thời gian bổ sung môi trường
dinh dưỡng không phải là yếu tố quyết định đến năng suất sinh khối. Chính vì vậy, tùy
thuộc vào mục đích của việc nuôi tảo N. oculata, cần xem xét tần suất bổ sung môi
trường dinh dưỡng trong quá trình nuôi đảm bảo kinh tế và hiệu quả.
Từ khóa: Nannochloropsis oculata, mật độ, tốc độ sinh trưởng, môi trường dinh
dưỡng, thời gian.
xi

MỞ ĐẦU
Tảo Nannochloropsis oculata là loài tảo có hàm lượng dinh dưỡng cao không chỉ
có ý nghĩa sử dụng làm thức ăn trong sản xuất giống hải sản mà còn có tiềm năng làm
thực phẩm chức năng cho người sử dụng. Các nghiên cứu trước đây đã chỉ ra N.
oculata chứa rất nhiều loại axít béo đa nối đôi không bão hòa (PUFA) trong đó đáng
lưu ý nhất là các axít béo eicosapentaenoic - EPA (20:5n-3, EPA), với hàm lượng
chiếm đến 24,5- 40% tổng axít béo [56]. Đây là những chất giúp chống suy nhược cơ
thể [16], ngăn chặn tình trạng máu nhiễm mỡ, chống các bệnh về tim mạch, xơ vữa
động mạch, làm giảm viêm nhiễm [51,28], giảm chứng khối huyết [37]. Loài tảo này
còn chứa một hàm lượng lớn các sắc tố β-carotene [31,47], một hoạt chất có vai trò rất
quan trọng chống oxy hóa, chống viêm, giúp ngăn ngừa, trì hoãn sự phát triển của ung
thư [66]. Bên cạnh đó, trong 100g tảo khô ngoài những chất được xem là nguồn dinh
dưỡng thiết yếu, Nannochloropsis oculata còn có chứa nhiều loại muối khoáng quan
trọng như Ca (972 mg), K (533 mg), Na (659 mg), Mg (316 mg), Zn (103 mg), Fe
(136 mg), Mn (3,4 mg), Cu (35,0 mg), Ni (0,22 mg), and Co (<0,1 mg) thiết yếu cho
cơ thể con người [55].
Do có thành phần dinh dưỡng toàn diện và hàm lượng dinh dưỡng cao nên các
loài vi tảo thường được sử dụng làm thức ăn cho động vật thủy sản, một số được làm
thực phẩm chức năng, bổ sung các chất thiết yếu cho cơ thể sống.
Hiện nay, do nguồn tài nguyên xăng dầu nguồn gốc hóa thạch đang khan hiếm,
loài tảo Nannochloropsis oculata với tỷ lệ cao hàm lượng lipid cao còn được nuôi sinh
khối làm nguyên liệu sản xuất nhiên liệu sinh học. Một ví dụ điển hình là dự án sản
xuất xăng dầu sinh học lớn nhất thế giới đang hoạt động tại Indonesia. Ở đây tảo N.
oculata chủ yếu được nuôi trong các hệ thống quang sinh (photobioreactor) dạng ống
với năng suất ước tính khoảng 70 tấn/ha/năm, cao gấp ba lần năng suất thực vật bậc
cao hiện đạng sử dụng làm nguyên liệu sản xuất xăng dầu ().
Như vậy, dù với mục đích sử dụng nào, nuôi sinh khối N. oculata cho mật độ cao
là một yêu cầu bức thiết. Để đạt được mục đích này, nhiều tác giả ngoài nước đã
nghiên cứu tối ưu các điều kiện nuôi sinh khối và chỉ ra điều kiện tối ưu là nhiệt độ (20

- 25 0C), độ mặn 27 - 30 ‰, pH 7,5 - 8,5, ánh sáng 80 – 130 µM photon.s-1. Chế độ
sục khí 25% thể tích với CO2 bổ sung 1 - 2% (e.g.
1


[13,22,23,58,59]. Tuy nhiên, mỗi tác giả sử dụng một công thức môi trường riêng, ví
dụ Cái Ngọc Bảo Anh (2010) sử dụng môi trường dinh dưỡng với nguồn nitơ dạng
NO3- và NH4+ [2]; Converti et al. (2009) và Chiu et al. (2009) sử dụng môi trường f/2
[22,23], Sen et al. (2005) sử dụng công thức môi trường tự tạo [58], Gu et al. (2012)
dùng môi trường f/2 có bổ sung Ure [32], Su et al. (2011) dùng môi trường Walne
[60],… mặc dù các thực nghiệm của họ có thể nuôi tảo đạt mật độ và sinh khối khá
cao.
Ở Việt Nam, nghiên cứu nuôi sinh khối tảo N. oculata chủ yếu phục vụ sản xuất
giống thủy sản. Điều kiện nuôi tảo trong các môi trường khác nhau, mỗi tác giả cũng
sử dụng một môi trường riêng. Cao Văn Hạnh [5] sử dụng môi trường conway-walne
với lượng 1ml/L nước nuôi hoặc môi trường f/2 cho kết quả đạt 14106 - 15106
tb/mL, trong khi đó đề tài “Nghiên cứu công nghệ nuôi thâm canh và thu sinh khối vi
tảo Isochrysis galbana và Nannochloropsis oculata phục vụ sản xuất giống hải sản” do
Viện Nghiên cứu Nuôi trồng thủy sản II đang tiến hành với mục tiêu xây dựng được
qui trình công nghệ nuôi thâm canh loài vi tảo N. oculata đạt mật độ >150106 tb/mL.
Mặt khác, việc bổ sung môi trường khác nhau theo từng giai đoạn phát triển của
tảo và mỗi loại môi trường cũng cần có chế độ bổ sung khác nhau theo thời gian. Chiu
et al. (2009) thu hoạch 10 - 15% lượng sinh khối bổ sung môi trường hàng ngày vẫn
giữ nguyên tốc độ sinh trưởng quần thể [22]. Trong nuôi công nghiệp, khi tảo đạt được
mật độ cao trên 150106 tb/mL (pha cân bằng) sẽ tiến hành thu hoạch 30% sinh khối.
Do đó, cần phải xác định chế độ bổ sung môi trường để tảo nhanh chóng phục hồi mật
độ ở pha cân bằng nhằm duy trì năng suất thu hoạch là vô cùng quan trọng.
Từ những vấn đề tồn tại nêu trên, tôi đề xuất thực hiện đề tài “Nghiên cứu chế
độ bổ sung môi trường dinh dưỡng thích hợp cho nuôi tảo Nannochloropsis oculata
đạt mật độ cao”.

Nội dung nghiên cứu của đề tài này cũng là một phần nội dung nghiên cứu của
đề tài “Nghiên cứu công nghệ sản xuất thực phẩm chức năng từ tảo Nannochloropsis
oculata” do Viện Nghiên cứu Hải sản chủ trì thực hiện từ 2013 – 2015 (TS. Nguyễn
Văn Nguyên là chủ nhiệm đề tài).
 Mục tiêu của đề tài
 Mục tiêu chung của đề tài:
2


Nâng cao hiệu quả nuôi tảo Nannochloropsis oculata đạt mật độ cao.
 Mục tiêu cụ thể:
Xác định được loại môi trường và khoảng thời gian bổ sung môi trường thích
hợp cho nuôi tảo N. oculata đạt mật độ cao.
 Nội dung nghiên cứu
 Nội dung 1: Nghiên cứu xác định môi trường dinh dưỡng thích hợp cho việc
nuôi tảo Nannochloropsis oculata đạt mật độ cao.
 Nội dung 2: Nghiên cứu xác định khoảng thời gian bổ sung môi trường dinh
dưỡng thích hợp nhằm nâng cao hiệu quả nuôi tảo Nannochloropsis oculata.
 Ý nghĩa khoa học và thực tiễn của đề tài
Về khoa học: Kết quả của đề tài sẽ giải đáp một câu hỏi lớn về loại môi trường
nào thích hợp cho nuôi công nghiệp tảo N. oculata và khoảng thời gian bổ sung như
thế nào.
Về thực tiễn sản xuất: Kết quả của đề tài có tiềm năng ứng dụng rất lớn vào sản
xuất. Hiện tại, ở Việt Nam mật độ tảo N. oculata đang nuôi ở các trại sản xuất giống
thủy sản thường đạt rất thấp (dưới 50106 tb/mL) và không ổn định. Các mô hình nuôi
công nghiệp sử dụng hệ thống quang sinh kín (photobioreactor) ở Việt Nam cũng chỉ
đạt mật độ cao nhất khoảng trên 150106 tb/mL. Do đó, kết quả nghiên cứu có thể là
chìa khóa để nâng cao hiệu quả sản xuất sinh khối tảo N. oculata phục vụ nuôi trồng
thủy sản cũng như các mục đích sử dụng khác cần có sinh khối tảo ở mật độ cao.

3


Chương 1. TỔNG QUAN VỀ VẤN ĐỀ NGHIÊN CỨU
2.1. Tình hình nghiên cứu trên thế giới
 Các phương pháp kỹ thuật nuôi sinh khối tảo N. oculata
Kỹ thuật nuôi sinh khối vi tảo được phát triển từ khoảng giữa thế kỷ trước [59]
và đã trở nên khá đa dạng hiện nay. Có thể phân loại các hệ thống nuôi hiện nay thành
hai loại chính là hệ thống nuôi kín và hệ thống hở.
Hệ thống hở sử dụng cách nuôi bằng thùng, bể, ao, cho phép tảo tiếp xúc trực
tiếp với không khí bên ngoài. Hệ thống hở có ưu điểm là giá thành rẻ, dễ vận hành và
có thể thực hiện được trên quy mô lớn nhưng có sự hạn chế là mật độ thu được thấp và
không duy trì được lâu vì nguy cơ nhiễm nấm, vi khuẩn và động vật nguyên sinh
[52,61]. Hệ thống hở phù hợp với mục đích nuôi tảo không cần đạt mật độ cao và
không cần quá tinh sạch. Trong thực tế, hệ thống này được sử dụng khá phổ biến, nhất
là trong nuôi trồng thủy sản hoặc nuôi sinh khối tảo làm nguyên liệu sản xuất nhiên
liệu sinh học.
Hệ thống kín thường sử dụng túi nilon, ống hoặc bình kín, không cho phép tảo
tiếp xúc trực tiếp với không khí, trong nhiều trường hợp, chẳng hạn hệ thống quang
sinh kín (Photobioreactor) là hệ thống nuôi mà các thông số như nhiệt độ, ánh sáng,
pH, hàm lượng CO2 được kiểm soát chặt chẽ, tạo điều kiện tối ưu cho tảo phát triển
nên thường cho mật độ cao và chất lượng tảo tốt, ít bị tạp nhiễm. Việc nuôi tảo làm
thực phẩm chức năng đòi hỏi phải có sự kiểm soát chặt chẽ các khâu vệ sinh an toàn
thực phẩm và chống nhiễm khuẩn nên mô hình nuôi bằng hệ thống quang sinh kín
được đánh giá là phù hợp hơn.
Photobioreactor (PBR), hay bình phản ứng quang sinh là thiết bị sinh học cho
phép nguồn ánh sáng xuyên qua để cung cấp năng lượng lượng tử cho các phản ứng
quang hoá. PBR là hệ thống nuôi khép kín, cho phép kiểm soát các yếu tố môi trường
như nhiệt độ, pH, cường độ ánh sáng, hạn chế nhiễm tạp, sự thất thoát CO2, sự bốc hơi
nước v.v… Nhờ đó, thiết bị này dùng nuôi vi tảo rất hiệu quả, cho phép nuôi tảo đạt

mật độ rất cao, gấp hàng chục lần, thậm chí hàng ngàn lần so với mật độ nuôi trong
các hệ thống thông thường [50,65].
Hiện nay, có một số dạng PBR đang được sử dụng như giàn ống đứng (tubular
PBR) [43], tấm panel phẳng (flat panel PBR) [20], dạng chữ V có 2 mặt phẳng (flat4


sided PBR) [41], dạng túi tổ ong (vertical alveolar PBR) [64], dạng bể hình trụ
(cylinder PBR) và loại mới thiết kế gần đây nhất là dạng xoắn ốc (spiral PBR) [20].
Nguồn sáng cho các hệ thống PBR có thể là ánh sáng tự nhiên (solar), ánh sáng huỳnh
quang (flourescent) hoặc đèn diot (LED).

Hình 2.1. Hệ thống nuôi tảo Photobioreactor (PBR)
Briassoulis et al. (2010) thử nghiệm nuôi N. oculata trong PBR dạng ống với các
điều kiện tối ưu về chế độ chiếu sáng, nhiệt độ, môi trường dinh dưỡng, hạn chế nhiễm
tạp kèm theo chế độ sục khí và bổ sung CO2 hợp lý đã đạt mật độ tối đa trên 350106
tb/mL [17]. Hệ thống này đã đạt mức tăng mật độ khoảng 30x106 tb/mL/ngày, đảm
bảo tỷ lệ thu hoạch 10%/ngày theo hình thức nuôi thu liên tục. Các hệ thống PBR đặt
ngoài trời cũng cho sản lượng rất cao như PBR dạng panel nuôi N. oculata đạt sản
lượng thu 12,1g/m2/ngày [57]; hệ thống tubular PBR nuôi I. galbana cho mật độ tối đa
đạt 2 g/L với tốc độ sinh trưởng đặc biệt (SGR) đạt 0,38g/ngày và sản lượng thu đạt
0,32g/L/ngày theo hình thức nuôi thu bán liên tục [30].
PBR hiện đang được coi là một trong những giải pháp hữu hiệu để nuôi sinh khối
tảo ở quy mô lớn, phục vụ nuôi trồng thuỷ sản và làm nguyên liệu cho nhiều ngành
công nghệ khác. Tuy nhiên, bên cạnh việc lựa chọn được mô hình nuôi phù hợp theo
mục đích, những yếu tố, điều kiện nuôi khác nhau có ảnh hưởng rất lớn đến quá trình
nuôi tảo cho mật độ cao và chất lượng sinh khối thu được.
5


 Các điều kiện nuôi cấy cần chú trọng trong nuôi vi tảo N. oculata

Tảo N. oculata cũng giống như các sinh vật tự dưỡng khác, cần ánh sáng, CO2,
muối dinh dưỡng và các khoáng chất và một trường phù hợp để sinh trưởng. Trong
quá trình nuôi tảo N. oculata, các nhà khoa học đã ghi nhận những điểm cần lưu ý
dưới đây.
Tảo N. oculata tuy có ngưỡng chịu nhiệt rất rộng (2 - 29o C) nhưng dải nhiệt độ
tối ưu cho loài này lại khá hẹp, khoảng 20 - 25o C [50]. Bởi vậy, nhiệt độ sẽ là yếu tố
quan trọng tác động đến sinh trưởng của loài tảo này. Trong quá trình nuôi, cần phải
có biện pháp duy trì nhiệt độ trong khoảng tối ưu để tảo sinh trưởng tốt.
CO2 không chỉ cần thiết cho quá trình quang hợp của tảo, mà còn là yếu tố then
chốt trong việc điều chỉnh độ pH. Trong các hệ thống quang sinh, độ pH thường tăng
lên rất cao khi tảo đạt mật độ cao, do quá trình quang hợp lấy đi rất nhiều CO2 từ môi
trường. Độ pH lớn hơn 9 sẽ trở thành yếu tố ức chế sự phát triển của vi tảo. Sử dụng
CO2 bổ sung được coi là giải pháp tối ưu để ổn định pH và cung cấp nguyên liệu cho
quá trình quang hợp. Chiu et al. (2009) đã thử nghiệm các chế độ bổ sung CO2 khác
nhau từ 2 - 15% và kết luận mức 2% cho sinh khối và tỷ lệ hàm lượng lipid cao nhất
[22]. Ngoài việc bổ sung đủ hàm lượng CO2, các thành phần chứa nguồn C khác như
NaC2H3O2 và NaHCO3 cũng cần được bổ sung để tảo đạt được tốc độ sinh trưởng tốt
nhất.
Muối nitơ là yếu tố cần thiết cho quá trình sinh trưởng và phát triển của tảo do
nitơ là thành phần cơ bản cấu tạo nên các loại protein trong tế bào, nhiều loại vitamin
(B1, B2, B6, BP). Nó cũng là thành phần quan trọng của hệ enzym oxy hóa khử và
nhiều enzym quan trọng khác. Việc điều chỉnh hàm lượng nitơ trong môi trường cũng
có thể điều khiển được tốc độ sinh trưởng của tảo. Dumaz (2007) thử nghiệm và nhận
thấy, khi giảm hàm lượng nitơ thì sự tích lũy của α-tocopherol tăng lên, đồng thời tốc
độ sinh trưởng của tảo bị giảm xuống [25].
Oxy cần cho sự sống nhưng trong điều kiện nuôi tảo mật độ cao, hàm lượng có
thể lên cao do quá trình quang hợp, khiến cho tảo sẽ bị ức chế và giảm tốc độ sinh
trưởng. Theo Molina et al. (1994) trong điều kiện nuôi ngoài trời, hàm lượng oxy hoà
tan có thể đạt tới 400% mức độ bão hoà, gây hiệu ứng ức chế tảo. Để nuôi tảo đạt mật
độ cao theo yêu cầu, cần phải có biện pháp điều chỉnh nhằm đảm bảo hàm lượng oxy ở

6


mức vừa phải. Hệ thống quang sinh kín được đánh giá là phù hợp để giải quyết vấn đề
này [49].
Chế độ chiếu sáng ảnh hưởng trực tiếp đến khả năng cố định CO2 và tạo sinh
khối của vi tảo [42]. Theo Tzovenis et al. (2003), sử dụng hệ thống quang sinh (PBR)
với cường độ ánh sáng trong khoảng từ 120 - 460 µmol/m2/s, tốc độ sinh trưởng của
tảo là tỷ lệ thuận với tổng cường độ chiếu sáng [65]. Tuy nhiên tác giả này cũng tìm
thấy, chế độ chiếu sáng gián đoạn (16h:8h và 12:12h) cho sinh khối cao hơn chế độ
chiếu sáng liên tục (24h:0h).
Đối với tảo N. oculata nuôi trong hệ thống PBR, Zou & Richmond (1999) đã xác
định cường độ ánh sáng và khoảng cách chiếu sáng tối ưu là 10cm sẽ cho sinh khối và
sản lượng EPA cao nhất [68].
Chế độ khuấy đảo cũng rất quan trọng đối với sinh trưởng của tảo. Sự khuấy đảo
sẽ giúp các tế bào tảo chuyển động, tăng khả năng tiếp xúc với ánh sáng, hạn chế hiện
tượng tự che khuất (self shading) khi mật độ tảo cao, đồng thời giúp giải phóng bớt
oxy, tăng khả năng hấp thụ CO2 và hạn chế sự kết vón, lắng đáy. Theo Gudin &
Chaumont (1991), mặt trái của phương pháp khấy trộn (đặc biệt khi dùng bơm) là dễ
làm vỡ tế bào tảo [33]. Bởi vậy cần cân nhắc khi lựa chọn phương pháp và mức độ
khuấy đảo.
2.2. Tình hình nghiên cứu trong nước
Vi tảo biển được nghiên cứu ở Việt Nam từ khá lâu. Tuy nhiên, lĩnh vực nuôi
sinh khối mới chỉ tập trung vào mục đích làm thức ăn ương nuôi ấu trùng của động vật
thủy sản. Từ năm 1999, Lê Viễn Chí và cs đã phân lập và nuôi giữ được hai loài tảo
Skeletonema costatum và Chaetoceros sp [3]. Các nghiên cứu này đã tập trung đánh
giá ảnh hưởng một số yếu tố sinh thái như nhiệt độ, cường độ ánh sáng, độ mặn và
dinh dưỡng lên sinh trưởng và phát triển quần thể của hai loài tảo này.
Trong khi đó, một số nhóm tảo khác như Chaetoceros, Chlorellasp., Platymonas
sp., N. oculata, Chaetoceros muelleri, Isochrysis galbana, Pavlova… cũng được sử

dụng nhiều trong nuôi trồng thủy sản. Chúng là những loài thường được sử dụng làm
thức ăn cho ấu trùng và động vật hai mảnh vỏ. Những năm gần đây, do N. oculata
được sử dụng rộng rãi trong nuôi trồng thủy sản, chúng đã lôi kéo được sự chú ý của
các nhà nghiên cứu trong nước.
7


Phạm Thị Lam Hồng (1999) nghiên cứu một số thông số của quá trình nuôi như
độ mặn, ánh sáng và tỷ lệ thu hoạch lên một số đặc điểm sinh học, thành phần sinh hóa
của loài vi tảo N. oculata trong điều kiện phòng thí nghiệm [7]. Tác giả này đã chỉ ra
rằng N. oculata có thể phát triển ở độ mặn 10 - 35 ‰ nhưng phát triển tốt nhất ở 30 32 ‰. Nghiên cứu cũng đã ứng dụng các kỹ thuật để nuôi bán liên tục loài tảo này,
cung cấp tảo cho sản xuất động vật phù du phục vụ quy trình ương các loại ấu trùng
động vật biển.
Trần Văn Tựa (2002) nghiên cứu điều kiện thích hợp cho sinh trưởng của N.
oculata để nhân nhanh trong điều kiện phòng thí nghiệm [12]. Theo đó, tác giả đã
nhân nhanh vi tảo này trong điều kiện phòng thí nghiệm và đạt mật độ từ 50 - 150×106
tb/mL.
Đặng Diễm Hồng (2008) đã thử nghiệm thành công các mô hình nuôi N.oculata
ở các điều kiện khác nhau, từ điều kiện nuôi trong nhà với thể tích 1 - 5 lít đến túi
nilon với thể tích 50-60 lít và nuôi bể composit 1 - 2 m2 để phục vụ sinh sản nhân tạo
ngao Bến Tre (Meretrix lyrata) [6]. Tất cả các lô thí nghiệm đều sử dụng môi trường
nuôi Walne 30%. Kết quả cho thấy, ở môi hình nuôi 1 - 5 lít trong nhà, mật độ cực đại
đạt được của N. oculata là 30×106 tb/mL và thời gian đạt mật độ cực đại là 4 ngày. Ở
mô hình nuôi túi nilon 50 - 60 lít mật độ cực đại đạt được là 24,8×106 tb/mL với thời
gian mật độ đạt cực đại là 3 ngày. Ở mô hình bể composite, mật độ cực đại đạt được là
20×106 tb/mL với thời gian mật độ đạt cực đại là 2 ngày.
Chu Chí Thiết và Martins Kumar (2008) đã sử dụng vi tảo N. oculata kết hợp với
hai loài tảo khác là Isochrysis galbana, Chaetoceros sp. để làm thức ăn cho ấu trùng
ngao (Meretrix lyrata Sowerby, 1851) trong quá trình sản xuất giống [10]. Tỷ lệ cho
ấu trùng ngao ăn được duy trì với mật độ 100.000 tb/mL hỗn hợp của cả ba loài tảo

trên. Sau 8 - 10 ngày cho ăn tảo, ấu trùng sẽ chuyển sang giai đoạn sống đáy đạt hiệu
suất cao.
Bùi Bá Trung và cs (2009) đã tiến hành một nghiên cứu khá bài bản tìm hiểu ảnh
hưởng của mật độ nuôi ban đầu và tỷ lệ thu hoạch lên sinh trưởng của tảo N. oculata
[11]. Theo đó, tảo được nuôi trong hệ thống ống dẫn trong suốt, nước chảy liên tục. Hệ
thống nuôi bao gồm 10 ống thủy tinh được lắp đặt ngoài trời và có một hệ thống làm
mát đi kèm để đảm bảo nhiệt độ trong suốt quá trình nuôi luôn ở mức độ thích hợp.
8


Nghiên cứu đã xác định được mật độ ban đầu thích hợp nhất cho nuôi sinh khối N.
oculata là 8×106 tb/mL. Tác giả đã nuôi tảo N. oculata đạt mật độ cực đại là 61,07×106
tb/mL - mật độ rất cao so với các hệ thống nuôi N. oculata khác ở Việt Nam hiện nay,
như túi nilon và bể composite. Kết quả nghiên cứu cũng chỉ ra rằng tỉ lệ thu hoạch
10% thể tích nuôi là phù hợp nhất.
Cái Ngọc Bảo Anh và cs (2009) đã nghiên cứu điều chỉnh nồng độ và thay đổi
một số muối nitơ trong môi trường f/2 để đánh giá sinh trưởng quần thể tảo N. oculata.
Kết quả cho thấy, hàm lượng nitơ giảm (1/2 lần) kéo theo mật độ tảo ở đầu pha cân
bằng giảm đáng kể. Tuy nhiên, khi tăng hàm lượng nitơ (1,5 - 2 lần) hầu như không
làm thay đổi mật độ tảo khi thu hoạch. Hơn nữa, trong điều kiện nuôi cấy ở Việt Nam,
hoàn toàn có thể sử dụng (NH4)2SO4 để thay thế NaNO3 trong môi trường f/2 mà
không làm sai khác mật độ tảo so với điều kiện tiêu chuẩn ban đầu [1].
2.3. Các yếu tố ảnh hưởng đến sinh khối và chất lượng của tảo
Tương tự như các loài vi tảo khác, sinh trưởng của N. oculata phụ thuộc rất nhiều
vào các yếu tố như dinh dưỡng môi trường nuôi, độ mặn, nhiệt độ, pH, hàm lượng
CO2, cường độ ánh sáng,… [39].
- Yếu tố nhiệt độ: Nhiệt độ là yếu tố môi trường quan trọng, ảnh hưởng trực tiếp
đến khả năng sinh trưởng và sản xuất các hoạt chất có trong tế bào tảo. Vi tảo có thể
sống được trong khoảng nhiệt độ từ 16 – 27 0C. Chúng sinh trưởng chậm ở dưới 16 0C
và một số loài bị chết ở ngưỡng nhiệt độ trên 35 0C [24]. Một số kết quả nghiên cứu

cho thấy, mặc dù N. oculata có ngưỡng chịu nhiệt rộng nhưng dải nhiệt tối ưu cho loài
này khoảng 20 - 25°C, trong đó nhiệt độ tối ưu cho sự phát triển của nó ở 25 oC [50].
Nếu nhiệt độ cao hơn 35,0 oC thì tảo có thể bị chết và nếu thấp hơn 16,0 oC sẽ làm
giảm tốc độ sinh trưởng của tảo. Trong quá trình nuôi, nếu tăng nhiệt độ từ 20 lên
25°C thì hàm lượng lipid trong tế bào N. oculata tăng gấp đôi (từ 7,9 - 14,92%) [23].
Đồng thời, khi tăng nhiệt độ, hàm lượng acid béo tổng số trong tế bào N. oculata tăng
nhưng hàm lượng acid béo không no lại giảm [38]. Vì vậy, tùy theo mục đích nuôi để
tảo sinh trưởng tốt cần có biện pháp tối ưu nhiệt độ sao cho thích hợp. Trong các hệ
thống nuôi quang sinh kín, người ta thiết kế hệ thống làm mát thông qua hệ thống bể
nông, phun sương hoặc qua hệ thống ống nhỏ ngâm trong bể nước [17].

9


- Yếu tố độ mặn: Độ mặn là một trong số những yếu tố chính ảnh hưởng đến sự
phát triển của vi tảo nói chung và N. oculata nói riêng. Mỗi loài tảo khác nhau có khả
năng thích nghi với một khoảng độ mặn khác nhau. Hầu hết các loài tảo đơn bào sinh
trưởng trong khoảng độ mặn 12 - 40 ‰, nhưng phát triển tốt nhất ở độ mặn 20 - 24 ‰
[23]. Theo kết quả nghiên cứu của Phạm Thị Lam Hồng (1999) tảo N. oculata phát
triển tốt nhất ở độ mặn 30 - 35 ‰ [7]. Sự biến đổi của độ mặn ảnh hưởng tới sự tích
lũy lipid trong tế bào tảo. Hàm lượng lipid tối đa thu được trong tảo N. oculata ở độ
mặn 35 ‰ và thêm 5 ppm NaH2PO4 là 37,68 %, ở độ mặn 36 ‰ hàm lượng lipid trong
tảo N. oculata rất thấp do chúng không thích ứng được [26]. Độ mặn cao sẽ kìm hãm
sự phát triển hoàn chỉnh của Nannochloropsis sp., độ mặn thấp thì sự tích lũy EPA
diễn ra tốt hơn [53]. Theo nghiên cứu của Gu et al. [32] khi tăng độ mặn thì tốc độ
sinh trưởng đặc biệt (SGR) của tảo giảm đáng kể nhưng hàm lượng các axit béo
methyl este (FAME) tăng. Thí nghiệm còn cho thấy sự sốc độ mặn cũng ảnh hưởng
đến sắc tố của tảo, chlorophyll a và hàm lượng carotenoid của tảo giảm khi tăng độ
mặn từ 45 lên 55‰. Ngoài ra, sinh khối khô và sự hấp thụ của tảo tăng khi độ mặn
giảm và hàm lượng TFA và PUFA cũng tăng khi giảm độ mặn [32,38].

- Trị số pH: pH là một yếu tố môi trường quan trọng, nó ảnh hưởng đến sự tích
lũy lipid trong tế bào [44]. Sự tích lũy lipid trong N. oculata chịu ảnh hưởng chủ yếu
bởi pH, hàm lượng lipid trong tế bào vi tảo sẽ giảm khi pH giảm [22]. Khi pH môi
trường tăng cao có thể dẫn đến hiện tượng kết vón các tế bào tảo [42]. Theo Coutteau
(1996) giá trị pH cho nuôi thu sinh khối tảo là trong khoảng 7,0 - 9,0 nhưng phạm vi
tối ưu 8,2 - 8,7 [24]. Tuy nhiên, trong nuôi thu sinh khối tảo ngoài trời với các hệ
thống kín có cường độ chiếu sáng cao (như các hệ thống quang sinh) thì pH thường
vượt quá 9, đây là một hạn chế của hệ thống, hiện tượng này có thể khắc phục bằng
cách bổ sung CO2 vào nước nuôi [24].
- Cường độ sáng: Ánh sáng rất quan trọng đối với vi tảo trong quá trình quang
hợp. Quang hợp diễn ra bất thường nếu thiếu ánh sáng, từ đó ảnh hưởng đến các quá
trình sinh tổng hợp tiếp theo của tế bào [18]. Ánh sáng được xét trên hai khía cạnh:
cường độ ánh sáng và chu kỳ chiếu sáng. Một số nghiên cứu đã chỉ ra rằng, sinh khối
tảo bị mất đi trong thời gian không được chiếu sáng [64]. Các tế bào tảo có xu hướng
tăng cường sản xuất polysaccarite khi cường độ ánh sáng cao. Tế bào tảo
Nannochloropsis dưới điều kiện hạn chế ánh sáng cho hàm lượng lipid và tỷ lệ EPA
10


cao, trong khi đó axit C16:0 và C16:1 chiếm ưu thế khi cường độ ánh sáng tăng đến
mức bão hòa [62]. Theo nghiên cứu của Coutteau [24], cường độ chiếu sáng quá cao
có thể dẫn đến ức chế trong quang hợp. Theo Budiman [18], cường độ ánh sáng 4.500
lux là tối ưu cho sự phát triển của N. oculata. Đèn huỳnh quang phát ra ánh sáng màu
xanh hoặc quang phổ ánh sáng đỏ nên được sử dụng phổ biến trong nuôi tảo. Thời
gian chiếu sáng nhân tạo tối thiểu 18 giờ sáng mỗi ngày cho năng suất sinh khối cao
[24].
- Chu kỳ chiếu sáng: Chất béo triacylglycerol được tổng hợp và tích lũy trong kỳ
sáng và được tiêu thụ để bảo trì thành tế bào cùng với carbohydrate trong kỳ tối.
Galactolipids cũng được tổng hợp trong kỳ sáng, nhưng không xuất hiện trong kỳ tối.
Như vậy, kỳ tối được đặc trưng bởi sự gia tăng tương đối tỷ lệ EPA liên kết với các

galactolipids [62]. Chini Zittelli et al. (1999) cũng chứng minh rằng Nannochloropsis
sp. cũng sử dụng acid béo kết hợp với chất béo dự trữ (chủ yếu là C14:00 và C16:00)
trong kỳ tối khi nuôi trong điều kiện chu kỳ sáng - tối tự nhiên [21]. Do đó, buổi sáng
sớm là thời điểm thích hợp thu hoạch Nannochloropsis sp. sinh khối để có được một
hàm lượng EPA cao [62].
- Hàm lượng CO2: N. oculata chứa tỷ lệ phần trăm tổng số axit béo n3 và n6 ở
nồng độ CO2 cao cao hơn ở nồng độ CO2 thấp [66]. Theo nghiên cứu của Hoshida et
al. (2005), nuôi N. oculata trong điều kiện không khí bình thường (0,037% CO2), hàm
lượng EPA trong tế bào tăng lên trong 1,5 ngày đầu tiên rồi giảm ngay mặc dù trong
giai đoạn này số lượng tế bào tăng theo cấp số nhân [36]. Chiu et al. (2009) đã thử
nghiệm các chế độ bổ sung CO2 khác nhau từ 2 - 15% và kết luận mức 2% cho sinh
khối và tỷ lệ hàm lượng lipid cao nhất [22]. Ngoài việc bổ sung CO2, các thành phần
chứa nguồn C khác như NaC2H3O2 và NaHCO3 cũng cần được bổ sung để tảo đạt được
tốc độ sinh trưởng tốt nhất. Hàm lượng EPA tối đa khi được cung cấp 2% CO2 trong
12 giờ trước khi kết thúc pha logarit [36]. Ngoài việc bổ sung CO2, bổ sung nguồn C
hữu cơ cũng có thể làm tăng hàm lượng lipid trong nuôi sinh khối tảo, tuy nhiên lại
làm giảm lượng EPA. Hàm lượng EPA trong nuôi quang tự dưỡng là 21,9 mg/L, nuôi
trong môi trường hỗn hợp sử dụng đường hay ethanol như một nguồn C tương ứng là
23,4 mg/L và 23 mg/L [27].
- Chế độ khuấy đảo: chế độ khuấy đảo cũng là một yếu tố tác động đến sự phát
triển của tảo trong nuôi sinh khối. Theo Coutteau (1996), khuấy đảo giúp ngăn chặn sự
11


lắng đọng của tảo, đảm bảo tất cả các tế bào đều được tiếp xúc với ánh sáng và chất
dinh dưỡng, để tránh phân tầng nhiệt (nuôi ngoài trời) và cải thiện trao đổi khí giữa
môi trường nuôi cấy và không khí [24]. Đối với nuôi mật độ cao, lượng CO2 từ không
khí (có chứa 0,03% CO2) khuếch tán vào nước nuôi rất hạn chế, ảnh hưởng sự phát
triển của tảo. Có thể bổ sung CO2 tinh khiết vào nước nuôi để giải quyết hiện tượng
này (ví dụ như ở mức 1% khối lượng không khí).

- Môi trường nuôi: Dinh dưỡng có tác động trực tiếp đến sinh khối, tỷ lệ thành
phần dinh dưỡng của vi tảo. Thông thường, mật độ tảo trong nuôi sinh khối thường lớn
gấp nhiều lần so với mật độ tảo trong tự nhiên. Vì vậy, chỉ sau một thời gian chất dinh
dưỡng trong môi trường sẽ bị giảm sút, do đó cần phải bổ sung thêm các chất dinh
dưỡng khi nuôi sinh khối tảo để bù đắp sự thiếu hụt trong môi trường nước. Các yếu tố
dinh dưỡng được bổ sung vào môi trường nuôi nhằm cung cấp chất dinh dưỡng thiết yếu
cho tảo sinh trưởng và phát triển. Trong đó, một số yếu tố đóng vai trò quan trọng như
nhóm muối nitơ (NaNO3 hoặc KNO3), nhóm muối phốt pho (KH2PO4, NaK2PO4),
vitamin, nhóm nguyên tố khoáng vi lượng… Môi trường nuôi ảnh hưởng rất nhiều đến
quá trình sinh trưởng của vi tảo. Nghiên cứu cho thấy môi trường f/2 và pH = 8 thích
hợp cho sự phát triển của vi tảo N. occulata [54]. Môi trường nuôi tảo thường bao gồm
nhóm muối nitơ, nhóm muối phốt pho, nhóm vitamin, nhóm khoáng vi lượng và một
số hợp chất khác [4].
Nitơ rất cần thiết cho quá trình sinh trưởng và phát triển của tảo. Nó là thành
phần cơ bản cấu tạo nên các loại protein, trong đó có protein cấu trúc và protein chức
năng [40]. Nitơ là thành phần thiết yếu của protein cấu trúc và protein chức năng trong
tế bào tảo, nó chiếm khoảng 7 - 10% trọng lượng khô của tế bào [39]. Nếu giảm 75%
nồng độ nitơ trong môi trường thì hàm lượng lipid trong tế bào tăng 7,9 - 15,1%,
nhưng tốc độ sinh trưởng giảm 7,88 - 15,86% [23]. Durmaz (2007) đã nghiên cứu ảnh
hưởng của các nguồn nitơ và hàm lượng của chúng lên sự tích lũy α-tocopherol của vi
tảo N. oculata, giảm nồng độ nitơ dẫn đến sự gia tăng tích lũy α-tocopherol nhưng lại
giảm tốc độ sinh trưởng của N. oculata [25]. Natri nitrat và chlorua amoni được sử
dụng như những nguồn nitơ vô cơ với nồng độ 882 µmol/l và môi trường f/2. Hàm
lượng α-tocopherol lớn nhất là 2.325,8 ± 39 µg/g trọng lượng khô trong môi trường có
N-NO3-. Theo Hu & Gao (2006), nếu tăng nồng độ NaNO3 và KH2PO4 trong môi
trường thì hàm lượng protein và các axit béo không bão hòa (PUFA) tăng nhưng hàm
12


lượng carbohydrate, tổng số lipid và tổng số axit béo (TFA) giảm [38]. Vì vậy, tùy theo

mục đích để điều chỉnh nồng độ nitơ trong môi trường nuôi tảo f/2 sao cho phù hợp.
Phospho là thành phần quan trọng cần thiết cho sự sinh trưởng và trao đổi chất
của tế bào tảo [40]. Ngoài ra, phốt pho tham gia hình thành nhiều thành phần cấu trúc
và chức năng cần thiết cho sự phát triển của vi tảo. Nhu cầu của tảo về phospho không
cao nhưng nếu thiếu nó tảo sẽ không phát triển được. Phospho chiếm 1% khối lượng
khô của tảo [39], khi giảm nồng độ phospho trong môi trường nuôi thì hàm lượng và
năng suất lipid tăng [61]. Theo Elida Purba (2012), sinh trưởng của N. oculata sẽ bị ức
chế nếu bổ sung vào môi trường >10 ppm NaH2PO4 [26].
Mặc dù với hàm lượng rất nhỏ nhưng các nguyên tố khoáng vi lượng cũng rất
cần thiết đối với tảo như: sắt, mangan, Cô-ban, kẽm, đồng... Trong đó, sắt là nguyên tố
vi lượng được bổ sung nhiều nhất so với các nguyên tố khoáng vi lượng khác trong
môi trường nuôi, nó hoạt động như chất xúc tác oxy hóa khử trong quá trình quang
hợp, quá trình đồng hóa nitơ và làm trung gian cho các phản ứng vận chuyển electron
trong cơ chế quang hợp. Nồng độ sắt cao trong môi trường nuôi cấy Chlorella vulgaris
làm tăng hàm lượng lipid. Giảm hàm lượng sắt sẽ khử thành phần carotenoid trong tảo
[45]. Ngoài ra, vitamin cũng được sử dụng khá phổ biến để bổ sung vào môi trường
nuôi tảo, chỉ với một lượng rất nhỏ nhưng có thể thúc đẩy sự gia tăng sinh khối của
tảo. Các vitamin cần thiết cho sinh trưởng của tảo là vitamin B12, B1 và biotin [34].
Bên cạnh đó, mật độ ban đầu cũng ảnh hưởng đến sự sinh trưởng của tảo. Theo
Nguyễn Thị Hương [8], khi nuôi trong phòng thí nghiệm nếu mật độ ban đầu quá thấp
(5105 tb/mL) thì tốc độ sinh trưởng của tảo Chaetoseros calcitrans chậm và sinh
khối đạt cực đại thấp (10 - 15106 tb/mL). Bùi Bá Trung và cs [11] cũng đã tiến hành
nuôi tảo N. oculata trong hệ thống ống dẫn trong suốt nước chảy liên tục nhằm nghiên
cứu ảnh hưởng của mật độ ban đầu đến sinh trưởng của N. oculata với 4 mức mật độ
ban đầu lần lượt là: 4×106 ; 6×106; 8×106; 10×106 tb/mL. Kết quả cho thấy mật độ ban
đầu thích hợp nhất là 8×106 tb/mL và quần thể tảo đạt mật độ cực đại 61,07 ±
1,27×106 tb/mL vào ngày nuôi thứ 8. Trong nghiên cứu cải tiến kỹ thuật nuôi tảo
Isochrysis galbana, Cholorella sp., Nannochloropsis oculata mật độ cao làm thức ăn
nuôi vỗ ngao Meretrix lyrata, Bùi Trọng Tâm và cs [9] đã xác định được mật độ ban
đầu thích hợp cho nuôi sinh khối tảo N. oculata là 3×106 tb/mL.

13


Chương 2. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
2.1. Địa điểm, thời gian và đối tượng nghiên cứu
2.1.1. Địa điểm nghiên cứu
Quá trình nghiên cứu được thực hiện tại Phòng Nghiên cứu Công nghệ Sinh học
biển, Viện Nghiên cứu Hải Sản (số 224, Lê Lai – Ngô Quyền – Hải Phòng).
2.1.2. Thời gian nghiên cứu
- Thời gian nghiên cứu nội dung 1: từ tháng 6/2014 đến tháng 8/2014.
- Thời gian nghiên cứu nội dung 2: từ tháng 11/2015 đến tháng 12/2015.
2.1.3. Đối tượng nghiên cứu
Vi tảo biển Nannochloropsis oculata nguồn gốc từ Úc được Viện nghiên cứu Nuôi
trồng thủy sản I – Bắc Ninh nhập về và thuần chủng từ những năm 2000 và hiện đang được
lưu giữ giống tại Viện nghiên cứu Hải sản.
Nannochloropsis oculata là một loài vi tảo tự dưỡng kích thước rất nhỏ. Chúng
được mô tả lần đầu bởi Droop (1955), khi đó được đặt dưới chi Nannochloris, là một
chi thuộc lớp tảo lục Chlorophyceae. Sau đó dựa trên những nghiên cứu sâu về vi cấu
trúc tế bào, Antia et al., (1975) nhận thấy chúng phù hợp với lớp Eustigmatophyceae
hơn là lớp Chlorophyceae. Đến 1981, Hibberd chuyển loài này thành chi mới là
Nannochloropsis, thuộc lớp Eustigmatophyceae và vị trí phân loại này tồn tại đến ngày
nay [35].
Do có giá trị dinh dưỡng cao, đặc biệt là hàm lượng acid béo không no EPA nên
N. oculata được sử dụng làm nguyên liệu để bào chế biệt dược và thực phẩm chức
năng ở nhiều nơi trên thế giới [62,63,67].
Hãng dược phẩm Almega cùng với David Wolfe của Mỹ đã phối hợp sản xuất và
thương mại hóa sản phẩm thực phẩm chức năng bổ sung hoạt chất ω3 dạng viên nang
từ nguồn nguyên liệu là tảo N.oculata. Sản phẩm này được đóng gói dạng hộp 60 viên
và bán với giá 50USD/hộp ( Công ty Aqua Health
Labs (Chicago) đã cho thương mại hóa sản phẩm mang tên Phytoriginal dạng dung

dịch bổ sung ω3 bằng tảo N.oculata dạng sống có thể uống liền hoặc cho vào nước

14