Tiểu luận cộng nghệ sinh học Đề tài: VI SINH vật THỦY PHÂN CHITIN và KHẢ NĂNG ỨNG DỤNG của CHÚNG TRONG bảo vệ môi TRƯỜNG

ĐẠI HỌC HUẾ
TRƯỜNG ĐẠI HỌC SƯ PHẠM
KHOA SINH HỌC
--- --

TIỂU LUẬN
ĐỀ TÀI: VI SINH VẬT THỦY PHÂN CHITIN VÀ
KHẢ NĂNG ỨNG DỤNG CỦA CHÚNG TRONG
BẢO VỆ MÔI TRƯỜNG

Giảng viên hướng dẫn:

Sinh viên thực hiện:

TS. Nguyễn Xuân Huy

Nguyễn Thị Linh
Lớp: Sinh 4B
MSV: 15S3011043


A. LÝ

DO CHỌN ĐỀ TÀI

Trong những năm gần đây, nghành công nghệ sinh học đang có bước phát triển rất
mạnh mẽ. Phát triển và ứng dụng công nghệ sinh học là một xu thế tất yếu trong điều kiện
các sản xuất truyền thống đang gây ô nhiễm môi trường nghiêm trọng. Các chế phẩm sản
xuất bằng con đường sinh học không chỉ thân thiện với môi trường sống, mang lại giá trị
kinh tế cao mà còn ứng dụng rất hiệu quả trong lĩnh vực đời sống. và enzyme là một phần
khong thể thiếu được của nghành công nghệ sinh học. Hiện nay có rất nhiều loại enzyme

được nghiên cứu và ứng dụng của chúng ngày càng được mở rộng. Một trong số đó có
enzyme chitinase với dẫn xuất quan trọng là chitosan đang được ứng dụng vào vô số các lĩnh
vực khác nhau. [1]
Việt Nam có nguồn lợi thủy sản rất dồi dào, nghành công nghệ nuôi trồng và chế biến
ngày càng phát triển mạnh. Nuôi tôm là một trong những nghề đã đem lại hiệu quả kinh tế
cao vì tôm là mặt hàng hải sản có giá trị không những cho nguồn đạm động vật cao mà còn
là loại thực phẩm được nhiều người ưu thích và ngày càng có giá trị trên thị trường thế giới.
Tuy nhiên dịch bệnh là nỗi ám ảnh và gây thiệt hại lớn về kinh tế cho nghề nuôi tôm nói
riêng và nghành thủy sản nói chung. Nguyên nhân gây bệnh là do lượng thức ăn hữu cơ dư
thừa trong nước sẽ làm ô nhiễm, gây độc cho tôm, đồng thời vỏ tôm sau khi sau khi lột xác
bị lắng động xuống đáy ao tạo điều kiện phát triển cho các sinh vật có hại cho sự phát triển
của tôm. Trên thị trường đã xuất hiện nhiều chế phẩm vi sinh được nhập về nhưng quá đắt
cho người nông dân sử dụng và không kiểm soát được các vi sinh vật có trong chế phẩm có
ảnh hưởng gì đến sức khỏe con người và môi trường không. Trong khi đó việc sử dụng các
chế phẩm sinh học có nguồn gốc tự nhiên lại cho hiệu quả hơn trong việc phòng và trị bệnh
nhờ quá trình cạnh tranh sinh học. Khi ta thêm các vi sinh vật có lợi như các vi sinh vật có
hoạt tính sinh học cao vào môi trường, chúng sẽ phân giải nhanh các chất hữu cơ, lấn át và
ức chế mầm bệnh phát triển, vì thế sẽ ngăn ngừa được các mầm bệnh xảy ra. [1].
Mặt khác một trong những dạng phế liệu chiếm phần lớn từ nghành thủy sản là nguồn
chitin từ vỏ ngoài giáp xác như tôm, cua. Tận dụng nguồn phế liệu này không những giải
quyết triệt để vấn đề ô nhiễm môi trường mà còn tạo ra các chế phẩm mới có giá trị vì vậy
nên tôi chọn đề tài: “Vi sinh vật thủy phân chitin và khả năng ứng dụng của chúng trong bảo
vệ môi trường’’ từ bài báo tiếng Anh “Chitinolytic Microorganisms and Their Possible
Application in Environmental Protection” đăng trên tạp chí Current Microbiololy năm 2014,
tập 68.


B. NỘI DUNG BÀI BÁO

Tóm tắt

Bài báo này cung cấp một đánh giá về các kết quả nghiên cứu mới nhất về ứng dụng
của vi khuẩn chitinases để kiểm soát sinh học. Vi sinh vật sản xuất ra các enzim này có thể
ức chế sự phát triển của nhiều bệnh nấm gây ra mối đe dọa nghiêm trọng tới sản xuất mùa vụ
toàn cầu. Gần đây, những nỗ lực đang được thực hiện để khám phá các vi sinh vật sản xuất
enzyme thủy phân chitin. Tiềm năng tồn tại mà các loại thuốc diệt nấm sinh học tự nhiên sẽ
thay thế thuốc diệt nấm hóa học hoặc sẽ được sử dụng để bổ sung thuốc diệt nấm hiện đang
được sử dụng, điều này sẽ làm giảm tác động tiêu cực của các chất hóa học trong môi trường
và hỗ trợ phát triển bền vững của nông nghiệp và lâm nghiệp.
Giới thiệu
Bệnh thực vật là một vấn đề chính đối với việc canh tác cây trồng và gây thất thoát
10% tổng sản lượng mùa vụ toàn cầu [98]. Nấm mốc, một trong những tác nhân gây bệnh
thực vật nặng nhất, thường bị phá hủy bằng thuốc trừ nấm hóa học. Chúng được sử dụng phổ
biến rộng rãi, điều này đã tăng gấp ba lần trong 40 năm qua, đã tăng tốc gây ô nhiễm và hủy
hoại môi trường. Hơn thế nữa, thuốc diệt nấm hóa học có thể gây tử vong cho các côn trùng
có lợi và các quần thể vi sinh vật ở đất và có thể đi vào chuổi thức ăn [9]. Ngoài hiệu quả
cao và dễ sử dụng, thuốc trừ nấm hóa học có nhiều bất lợi. Kiểm soát sinh học, sử dụng vi
sinh vật để kiểm soát các bệnh thực vật, mang đến những thay đổi, đây là chiến lược thanh
thiện với môi trường để kiểm soát các tác nhân gây bệnh thực vật. Gần đây, kiểm soát sinh
học sử dụng các vi sinh vật sản xuất enzim phân hủy nấm, đặc biệt là chitinases (CHIs),
được biết đến để thủy phân chitin, một thành phần chính của thành tế bào nấm, CHIs hoặc
các vi sinh vật thủy phân chi tin hiện đang được nghiên cứu như một sự thay thế hấp dẫn đối
với các hóa chất tổng hợp vì sự an toàn của chúng và tác động môi trường thấp hơn. Chiến
lược kiểm soát sinh học đã trở thành một cách tiếp cận quan trọng để tạo thuận lợi cho nông
nghiệp bền vững [40, 54, 80, 92].
Sự xuất hiện của Chitin trong tự nhiên
Chitin, a β- (1,4) liên kết polymer của N-acetyl-D-glucosamine, là một trong những
polysacchrides phổ biến nhất trong tự nhiên. Chitin xuất hiện ở dạng kết hợp với polyme,
chẳng hạn như protein. Trong tự nhiên, nó được tìm thấy trong hai dạng tinh thể. Dạng α có
chitin song song vi sợi với liên kết hydro liên phân tử mạnh và là chitin phong phú nhất
trong tự nhiên, được tìm thấy trong tôm và cua. β-chitin có chuỗi chitin song song và xuất

hiện trong mai mực [125]. Chitin được phân bố rộng rãi trong tự nhiên, đặc biệt là cấu trúc
polysacchride trong thành tế bào, bộ khung ngoài của động vật chân đốt, vỏ bên ngoài của
động vật giáp xác và giun tròn. Khoảng 75% tổng trọng lượng của động vật có vỏ, như tôm,
cua và nhuyễn thể, được coi là chất thải. Chitin chiếm 20–58% trọng lượng khô của chất thải
này [116]. Chitin có một loạt các ứng dụng trong sinh hóa, thực phẩm và các ngành công
nghiệp hóa chất và có khả năng kháng khuẩn, kháng cholesterol và hoạt tính chống ung thư
[32, 77]. Chitin và các vật liệu liên quan của nó cũng được sử dụng trong xử lý nước thải


[26], vận chuyển thuốc, và chữa lành vết thương và là nguồn chất xơ [19, 74]. Chất thải từ
việc chế biến động vật giáp xác biển là một nguồn thương mại chitin đáng kể. Số lượng đáng
kể được sản xuất ở châu Á, chủ yếu là Thái Lan, là nước xuất khẩu chính tôm và Ấn Độ. Sử
dụng chất thải chitin rất hiếm, nhưng nếu được tiến hành đúng cách, sẽ giải quyết được vấn
đề về môi trường xử lý chất thải và cho phép nền kinh tế lớn giá trị của chitin được sử dụng
[117]. Điều đáng chú ý là việc sản xuất chitin trong sinh quyển biển là rất lớn. Lượng chitin
hàng năm ước tính được sản xuất bởi động vật phù du biển là hơn vài tỷ tấn [8], và tổng sản
lượng chitin hàng năm ước tính là 10 10 tới 1011 tấn [31, 42]. Phần lớn sản lượng chitin này ở
dạng vỏ gắn với động vật phù du biển và động vật giáp xác ở biển như tôm, cua và tôm hùm.
Khi lột xác, bộ khung ngoài lột vỏ có thể chứa nhiều hơn năm lần chitin so với cơ thể của
động vật. Động vật chân đốt hoạt động có ý nghĩa lớn nhất bởi vì chúng tạo ra lượng chitin
rất lớn. Tương tự, lớp bề mặt của các cơ quan của côn trùng trên cạn và loài nhện có chứa
một lượng đáng kể chitin [119]. Đáng ngạc nhiên là hàm lượng chitin trong trầm tích biển
khá thấp. Điều này là do quá trình chuyển đổi sinh học được thực hiện bởi vi khuẩn thủy
phân chitin ở biển [37], chuyển đổi polysaccharide thành các hợp chất hữu cơ sau đó được
các vi sinh vật khác sử dụng như một nguồn cacbon và nitơ.
Vi sinh vật thủy phân chitin
Thường được tìm thấy trong sinh quyển, vi sinh vật thủy phân chitin có khả năng phân
hủy chitin dưới cả hai điều kiện hiếu khí và yếm khí. Chúng được tìm thấy trong nhiều môi
trường khác nhau. Trái ngược với kỳ vọng rằng chúng có rất nhiều trong môi trường có
lượng chitin cao (như vỏ tôm), chỉ một số nhỏ đã được xác định trong chất thải của tôm: vi

khuẩn thủy phân chitin chỉ chiếm 4% tổng số vi khuẩn dị dưỡng. Nấm thủy phân chitin
chiếm 25-60% tổng số nấm mốc, nhưng số lượng của chúng thấp hơn số lượng vi khuẩn
[106]. Trong khi nghiên cứu mối tương quan giữa chất thải tôm và số lượng vi khuẩn trong
đường tiêu hóa của cừu, Cobos et al. [13] xác định chỉ một tỷ lệ nhỏ vi khuẩn thủy phân
chitin trong môi trường này. Họ đã xác định không có vi khuẩn thủy phân chitin sau 30 ngày
cho cừu ăn một chế độ ăn không chứa hoặc 15% chất thải từ tôm. Chỉ sau 72 ngày cho ăn
cừu trên một chế độ ăn uống có chứa 25% bột chất thải từ tôm đã ghi nhận 0,1% vi khuẩn
thủy phân chitin trong hệ thống tiêu hóa của cừu.
Chất nền Chitin không phải lúc nào cũng kích thích sự tăng trưởng của vi sinh vật thủy
phân chitin. Các kết quả thu được từ Zdanowski và Vosjan [123] chỉ ra rằng vi sinh vật thủy
phân chitin chỉ là một tỷ lệ nhỏ trong tổng số vi sinh vật trên vỏ nhuyễn thể. Trong hồ và đất
trong các lưu vực thoát nước của hồ được xác định có số lượng cao hơn một cách đáng kể.
Đất và vùng rễ được sinh trưởng rất nhiều nhờ vi sinh vật thủy phân chitin, và xạ khuẩn là
phổ biến nhất. Swiontek Brzezinska et al. [108] cho rằng 45-69% của xạ khuẩn và 32-40%
nấm mốc có thể phân hủy chitin trong đất trong bồn thoát nước của hồ Chełmzynskie. Bởi vì
vi sinh vật phân hủy vi khuẩn phân lập từ đất thường hoạt động tích cực hơn vi khuẩn thủy
phân chitin phân lập từ nước và trầm tích đáy, chúng có thể thích hợp hơn cho sử dụng trong
nông nghiệp. Paul và Clark báo cáo rằng 90% tất cả các chủng xạ khuẩn phân lập từ đất
thuộc chi Streptomyces. Hầu như, tất cả các xạ khuẩn đều là các tế bào mầm có khả năng


phân hủy lignin, chitin, pectin và creatine. Vi khuẩn đất có thể phân hủy chitin bao gồm
Flavobacterium, Bacillus, Cytophaga, Pseudomonas. Các loại nấm phân hủy Chitin bao
gồm, ví dụ Aspergillus, Mucor và Mortierella [90].
Trong môi trường thủy sinh, chitin bị phân hủy chủ yếu bởi vi khuẩn dị dưỡng. Chúng
bao gồm vi khuẩn hiếu khí của chi Aeromonas, Enterobacter, Chromobacterium,
Arthrobacter, Flavobacterium, Serratia, Bacillus, Erwinia, Vibrio [20, 102]. Theo Swiontek
Brzezinska et al. [107], 15% vi khuẩn phân hủy chitin trong hồ Chełmzynskie giàu dinh
dưỡng. Tuy nhiên, trong trầm tích đáy của hồ này, số lượng vi sinh vật thủy phân chitin đã
được xác định thấp hơn nhiều. Mudryk [71], trong nước mặt của hồ Gardno, phát hiện ra

rằng 10,6% vi khuẩn phân hủy chitin, so với chỉ 5% ở đáy trầm tích.
Vi sinh vật thủy phân chitin sống trong nhiều loại môi trường. Kopecny et al. [56] tìm
thấy vi khuẩn thủy phân chitin trong phân của động vật ăn cỏ hoang dã (ví dụ, bò rừng bizon
- Bibos bonasus, llama - Llama vicugna paca, và nai sừng tấm - Elaphurus davidianus) và
động vật ăn cỏ trong nước (ví dụ, cừu và bò). Chúng cũng được tìm thấy trong dịch dạ cỏ
của bò, chúng không thể sản sinh ra enzyme để tiêu hóa chitin và do đó cung cấp một môi
trường sống cho vi khuẩn thủy phân chitin để đổi lấy sự trợ giúp tiêu hóa hợp chất cứng này.
Phần lớn các vi khuẩn được xác định thuộc chi Clostridium, chủng vi khuẩn thường gặp
nhất, Clostridium sp. ChK5, phân hủy chitin keo và tạo ra acetate, muối axit butyric và
lactate.
Có rất ít thông tin về sự tham gia của các vi sinh vật yếm khí trong phân hủy chitin,
mặc dù vi khuẩn phân hủy chitin thuộc chi Clostridium đã được mô tả trong môi trường biển
[8, 110] và Gram âm, vi khuẩn kỵ khí có mặt trong trầm tích [79]. Các kết quả thu được từ
Reguera và Leschine [84] cho thấy rằng việc sử dụng chitin như một nguồn nitơ có thể được
phân bố rộng rãi trong các vi sinh vật phân hủy cellulose kỵ khí và hiếu khí. Cellulomonas
(ATCC 21 399) có khả năng phân hủy nhanh chóng cellulose và chitin trong điều kiện kị khí
và hiếu khí. Sturz và Robinson [99] đã quan sát thấy sự phân hủy của chitin xảy ra chủ yếu ở
các trầm tích bề mặt, nơi vi khuẩn hiếu khí chiếm ưu thế và đóng một vai trò quyết định
trong phân hủy chitin.
Enzyme thủy phân chitin
CHIs là glycoside hydrolases xúc tác thủy phân chitin. Chúng được sản xuất bởi vi sinh
vật, nấm, côn trùng, thực vật và động vật và cũng được tìm thấy trong huyết thanh người
[30]. Chúng thủy phân các liên kết giữa β-1,4-glycosidic và N-acetyl-D-glucosamine cấu tạo
nên chuỗi chitin [41]. Quá trình thủy phân enzim hoàn toàn của chitin thành Nacetylglucosamine tự do được thực hiện bởi hệ thống thủy phân chitin bao gồm một nhóm
enzyme đa dạng xúc tác cho quá trình thủy phân chuỗi polyme hóa của chitin [25, 30, 77,
91].
Danh pháp enzym thủy phân chitin không rõ ràng. Do vị trí của liên kết thủy phân, CHI
(EC 3.2.1.14) có thể được chia thành hai loại. Endochitinases cắt chuỗi chitin ở những vị trí
ngẫu nhiên, tạo ra oligomers trọng lượng phân tử thấp, chẳng hạn như chitototetriose,

chitotriose và diacetylochitobiose. Exochitinases giải phóng chitobiose từ đầu tận cùng của
chuỗi chitin. Trong quá khứ, đã có hai lớp khác nhau cho các enzyme này: chitobiases chịu
trách nhiệm cho sự phân giải của chitobiose, và β-N-acetylglucosaminidases, các tạo ra các
đơn phân β-N-acetyl-D-glucosamine [14, 88]. Hiện nay, theo danh pháp được thành lập bởi
Ủy ban Danh mục Liên minh Hóa sinh và Sinh học Phân tử Quốc tế, chitobiase và β-Nacetylglucosaminidases được bao gồm trong tập hợp chung của β-N-acetylhexosaminidases
(EC.3.2.1.52) [14, 88].
Khi phân loại theo sự giống nhau của trình tự amino acid, CHIs có thể được chia thành
ba họ: 18, 19 và 20. Họ 18 bao gồm CHIs bắt nguồn chủ yếu từ nấm nhưng cũng từ vi
khuẩn, virus, động vật, côn trùng và thực vật. Họ 19 bao gồm CHIs bắt nguồn từ thực vật
(loại I, II và IV) và một số có nguồn gốc từ vi khuẩn, ví dụ: Streptomyces griseus. Họ 20 bao
gồm N-acetylgluco-saminidase từ Vibrio harveyi và Nacetylhexosaminidase từ
Dictyostelium discoideum và người [16, 21,41, 77]. Nhiều vi khuẩn, bao gồm các loài
Marcescens Serratia, Aeromonas sp., Pseudomonas aeruginosa K-187, và S.griseus HUT
6037, có thể tổng hợp nhiều CHIs khác nhau [45, 101, 112, 116]. Hơn nữa, nấm mốc
Trichoderma harzianum tạo ra hai N-acetyl-glucosaminidases, bốn endochitinases, và một
chitobiosidase [38].
Các CHIs từ vi khuẩn có phân tử khối từ 20 đến 120 kDa, với hầu hết 20–60 kDa [49,
51]. Độ pH và nhiệt độ tối ưu lần lượt của CHIs là 5–8 và 40 0C. Tùy thuộc vào nguồn gốc
của CHI, hoạt động của nó có thể bị ức chế hoặc ổn định bởi sự có mặt của các ion kim loại
khác nhau (Bảng 1). Một chất ức chế mạnh mẽ của CHIs là allosamidin, lần đầu tiên được
báo cáo là một chất ức chế cạnh tranh cụ thể của CHI côn trùng. Allosamidin có cấu trúc
tương tự như một chất nền trung gian, một oxazoline vòng có thể hình thành giữa oxy
cacbonyl của nhóm N-acetyl và C-1 của N-acetylglucosamine trong quá trình thủy phân [55].
CHIs là các enzyme cảm ứng (thích ứng), tức là chúng được biểu hiện hiện chỉ trong
một số điều kiện nhất định được cảm ứng bởi một yếu tố nhất định và được điều khiển bởi
hệ thống chất ức chế /cảm ứng. Trong khi chitin là một chất cảm ứng, glucose hoặc một
nguồn cacbon dễ dàng đồng hóa khác có thể là một chất ức chế [86]. Theo Frandberg và
Schnurer [27], việc duy trì sản xuất các CHIs có thể được cảm ứng bởi chitin và
chitooligosaccharide trong môi trường; tuy nhiên, không có CHIs sản xuất ngoại bào được

tìm thấy trong trường hợp không có các hợp chất này. Mặc dù một số actinomycetes sản xuất
CHIs một cách cấu thành, một chất nền chitin thích hợp luôn làm tăng sản lượng [77]. Công
việc sản xuất CHIs thông qua các chất chitin khác nhau là một tính năng đặc biệt của sản
xuất enzime. Nhiều nghiên cứu sử dụng chitin keo để sản xuất CHIs [44, 63]. Tuy nhiên,
một số vi sinh vật có thể sản xuất CHIs hoạt động trong sự hiện diện của vỏ tôm [10, 117].
Các kết quả nghiên cứu trong phòng thí nghiệm nhằm đánh giá hoạt tính enzime của
Trichoderma chỉ ra rằng môi trường chứa chitin tinh khiết hoặc sợi nấm là nguồn cacbon
duy nhất cung cấp các điều kiện tăng trưởng tối ưu cho việc sản xuất CHIs ngoại bào. Các
nghiên cứu sử dụng các chất nền carbon khác nhau đã xác nhận mối quan hệ giữa một nguồn
carbon chuyển hóa và tổng hợp các enzym thủy phân chitin. Hoạt tính thủy phân chitin được


quan sát thấy ở vi khuẩn nuôi cấy trên môi trường có chứa chitin keo hoặc glycol, Nacetylglucosamine, chitooligosaccarides, hoặc thành tế bào của một số loại nấm nhất định.
Không có hoạt tính hoặc hoạt tính thấp của cùng một vi khuẩn nuôi cấy trên môi trường có
chứa glucose hoặc laminarin làm nguồn cacbon [69, 88, 124]. Các nghiên cứu về phân tử đã
phát hiện sự hiện diện của một hệ thống truyền tín hiệu hai thành phần điều hòa sự tổng hợp
các CHIs trong Pseudoalteromonas piscicida O-7, Streptomyces thermoviolaceus OPC-520
và các vi khuẩn khác. Các hệ thống bao gồm hai protein: một protein histidine kinase và một
protein điều hòa đáp ứng. Để đáp ứng với tín hiệu từ môi trường (sự hiện diện của chitin
hoặc các dẫn xuất của nó), một kinase vi khuẩn trải qua quá trình tự phosphoryl hóa ở các
amino acid histidine, sau đó xúc tác chuyển một nhóm phosphate sang amino acid
asparagine trong trình tự của protien điều hòa đáp ứng. Protein điều hòa đáp ứng được
phosphoryl hóa kết hợp với trình tự promoter và hoạt hóa sự phiên mã của gen mã hóa CHI
[87, 88, 111].
Bảng 1. Các tính chất sinh hóa của một số vi sinh vật CHIs
Vi sinh vật

Loại enzime

Nhiệt

độ
(0C)
40

pH

Chất ức chế

Chất kích hoạt

Exochitinase

Khối
lương phân
tử (kDa)
57

Serratia sp. KCK

5-10

-

Pseudomonas sp.
TKU015

-

68, 30

50

5-7

Pb2+, Fe2+,
Zn2+, Hg2+,
Mg2+
Mn2+, Fe2+,
Cu2+,
EDTA

Bacillus sp. 13.26

-

60

60

7-8

Bacillus
licheniformis
Bacillus
thuringiensis spp.
colmeri 15A3
Bacillus subtilis NPU
001
Bacillus brevis
Stenotrophomonas

maltophilia
Sanguibacter
antarcticus
KOPRI 21702T
Streptomyces sp.
DA11

-

36

50-70

5-6

Mn2+, Co2+,
Ca2+
-

-

31

20-60

4-8

Endochitinase

85

50

6

Endochitinase
Endochitinase,
exochitinase
Endochitinase

52
55

60
40-50

8
5-7

34

30-40

7.6

-

Cu2+, Ca2+, Ba2+

-

55

50

8

Mn2+, Cu2+,
Mg2+

[37]

-

40

50

7

Co2+

[49]

GH-18

66

60

6-8

Ca2+, Ba2+, Mg2+

[47]

-

40

30-40

6-8

Fe2+, Ba2+,
EDTA, EGTA,
SDS, urea
Hg2+, Cd2+,
Ni2+
2+
Cu , Co2+,
Mn2+
-

-

[73]

-

47

30-60

6.5-7

Hg2+, Cd2+,
Ni2+

Mg2+

[109]

-

56

40

5

Fe2+, Hg2+

Mg2+, Mo2+

[59]

Streptomyces
halstedii AJ-7
Streptomyces

roseolus DH
Streptomyces
venezuelae P10
Streptomyces
aureofaciens
CMUAc130
Penicillium sp. LYG
0704

Tài liệu
tham
khảo
[53]

Zn2+, SDS,
Tween 40,
Triton
X-100
Mg22+, Ni22+

[122]

Ca2+

[52]

Ag+, Zn2+

Mg2+, Na+, Fe3+,
Ca2+, Cu2+

[61]

Hg2+

-

[10]

Ca2+, Mg2+

[62]
[46,100
]
[76]

Ag+
Hg , Cu2+
2+

[118]


Massilia timonae
Trichoderma
saturnisporum
Trichoderma
atroviride
PTCC5220
Aspergillus fumigatus

CS-01
Thermomyces
lanuginosus
SY2

Both

Hg2+
Both
Hg2+

Mn2+
Both
Mn2+, Zn2+

[93]

40

4

-

-

[39]

45

55

5

-

-

[121]

48

55

5
4.5

Fe , Ag+,
Hg2+, Cu2+,
EDTA

Ca2+, Ba2+, Na2+,
k+

[34]

Endochitinase
Both
Chitobiosidase

64

24

55
60
60

-

42

-

5

2+

[1]

Phân hủy chất thải của tôm, nguồn chính của chitin
Sự phân hủy của chitin, một phần quan trọng của chu kỳ carbon và nitơ toàn cầu [43],
chủ yếu dựa vào các quá trình vi sinh. Chitin có thể được sử dụng bởi các quần thể vi sinh
vật như là nguồn duy nhất của hai yếu tố này [67]. Được coi là chất thải thông thường, chất
thải từ tôm (nguồn chính của chitin) được chế biến làm thức ăn chăn nuôi và cũng được sử
dụng trong nông nghiệp như phân bón nitơ tự nhiên giá rẻ. Tuy nhiên, nó không phải là
không phổ biến cho chất thải tôm để đi từ một lưu vực thoát nước đến vùng nước tĩnh, nơi
nó bị phân hủy bởi các vi sinh vật khác nhau. Swiontek Brzezinska et al. [106] xác định tỷ lệ
phân hủy bằng cách đánh giá lượng oxy tiêu thụ bởi các vi sinh vật có mặt trong chất thải
của tôm. Trong nghiên cứu này, họ sử dụng phân đoạn thận có chứa một lượng đáng kể chất
béo và protein và vỏ không chứa chất béo hoặc protein. Kết quả nghiên cứu của họ cho thấy
tỷ lệ phân hủy rất cao, với lượng tiêu thụ oxy tương đối cao, điển hình của loại môi trường

này. Do hàm lượng chitin và thành phần của chúng, quá trình oxy hóa vỏ tôm là chậm hơn
khi so sánh với quá trình oxy hóa của các bộ phận khác.
Trong trầm tích nước và đáy của một hồ có tính chất phú dưỡng cao, chất thải của tôm
được chuyển hóa hiệu quả bởi các vi sinh vật ở mặt đáy. Tiêu thụ oxy trong sự hiện diện của
chất thải tôm cao hơn ở phía dưới trầm tích hơn trong nước, và sự khác biệt này đã được so
sánh với sự tích lũy cao hơn của các vi sinh vật trong trầm tích [107]. Ngoài ra,
Streptomyces rimosus phân lập từ đất có hiệu quả chuyển hóa không chỉ chất thải tôm mà
còn chitosan, một dẫn xuất chitin. Sau khi nuôi cấy trong 14 ngày, tỷ lệ phân hủy của
chitosan là 42,5%, và tỷ lệ phân hủy vỏ tôm là 38,2%. Xem xét rằng các chất liệu này rất
khó phân hủy, kết quả có thể được coi là đạt yêu cầu [105]. Khi Hoang và cộng sự. [43]
nghiên cứu sự phân hủy vỏ tôm của Streptomyces sp. TH-11, họ nhận thấy giảm đáng kể
trọng lượng của vỏ sớm nhất là ngày 7, 12 và 16. Tương tự như các cân phân tử khác, chitin
không dễ dàng chuyển hóa, thậm chí bởi vi sinh vật chitino-lytic, bởi vì quá trình oxy hóa
của nó đòi hỏi thời gian. Theo Mudryk [72] và Grover và Chrzanowski [33], cellulose, tương
tự cấu trúc chitin, không được sử dụng rộng rãi làm chất nền hô hấp, và chỉ một số ít vi sinh
vật có thể phân hủy polyme này.
Chất thải vỏ tôm được kiểm tra chủ yếu để sản xuất monosaccharides hoạt tính sinh
học và oligosaccharides [18] như N-acetylglucosamine, được sử dụng để sản xuất mỹ phẩm


và các chất bổ sung dinh dưỡng [12]. Vỏ tôm cũng là một chất nền để sản xuất CHIs.
Actinomycetes và một số loài vi khuẩn sử dụng vỏ tôm hiệu quả hơn chitin keo cho các luận
án của CHIs. Ngoài ra, Rattanakit et al. [83] duy trì rằng chất thải vỏ tôm là một chất nền tốt
cho nuôi cấy Aspergillus sp. S1–13, khi được trồng trên phương tiện truyền thông chứa chất
thải từ tôm, tổng hợp lượng enzyme thủy phân chitin giống nhau hoặc cao hơn so với nấm
được trồng trên môi trường có bổ sung chất chitin dạng keo. Wang et al. [115], Chang et al.
[10], và Wang và Chang [116], người điều tra hoạt tính thủy phân chitin của vi khuẩn ở các
chi Bacillus và Pseudomonas sử dụng thành công chất thải vỏ tôm và cua để sản xuất CHIs.
Các vi sinh vật CHIs trong kiểm soát sinh học
Nấm thực hiện vai trò rất quan trọng trong quá trình vận hành hệ sinh thái. Khi các sinh

vật hoại sinh chúng phân hủy chất hữu cơ, dẫn đến sự hình thành các chất mùn. Tuy nhiên,
rất nhiều loại nấm này là ký sinh trùng và mầm bệnh. Những loại nấm tấn công cây trồng
đặc biệt nguy hiểm. Các mầm bệnh thực vật nghiêm trọng nhất bao gồm: Fusarium,
Penicillium, Alternaria, Botrytis, Ramularia, Monilinia, Cladosporium và Aspergillus.
Những loài nấm này tấn công nhiều cây trồng làm vườn, bao gồm rau, trái cây và hoa trang
trí. Để bảo vệ cây trồng, người ta áp dụng các loại hóa chất bảo vệ thực vật khác nhau (thuốc
diệt nấm) được sản xuất trong hóa học tổng hợp. Ngoài ra còn có nhiều tác nhân sinh học
chống lại các mầm bệnh nấm, chứa nhiều hoạt chất sinh học khác nhau có nguồn gốc vi sinh
vật, ví dụ, CHIs.
Khả năng của các vi sinh vật để sản xuất ra kháng nấm CHIs được biết đến rộng rãi
(Bảng 2). Các enzim được tạo ra bởi các loài nấm Trichoderma có tầm quan trọng trong
công nghệ sinh học. Cơ chế hoạt động của chúng đã được mô tả [5]. Áp dụng các chế phẩm
có chứa nấm mốc này trong kiểm soát sinh học nấm phát triển có thể là kết quả của việc sản
xuất các enzym như CHIs hoặc glucanases [2, 38, 58]. Exo-α-1,3-glucanase có thể liên kết
với các thành tế bào của các loại nấm gây bệnh khác nhau như Aspergillus niger, Botrytis
cinerea, Colletotrichum acutatum, Fusarium oxysporum, Penicillum aurantiogriseum, hoặc
Rhizoctonia solani [2]. CHI có hiệu quả ức chế sự tăng trưởng của R. solani, Marchophominia phaseolina, Fusarium sp. [4, 70, 75].
Hơn nữa, CHIs của nguồn gốc vi khuẩn cũng đã được tìm thấy để hiển thị tính chất diệt
nấm. Ví dụ, CHIs Bacillus thuringiensis spp. colmeri ức chế sự tăng trưởng của nhiều tác
nhân gây bệnh, bao gồm R. solani, B. cinerea, Penicillium chrysogenum và Physalospora
piricola [61]. Prasanna et al. [81] nói rằng CHI từ Brevibacillus laterosporus ức chế hiệu quả
sự phát triển của Fusarium equiseti. Các loại enzyme này cũng cho thấy mối quan hệ thích
hợp với côn trùng. Một số nấm men, ví dụ, Pichia anomala hoặc Pichia mem-branefaciens,
cũng sỡ hữu tính chất diệt nấm. β-1.3-glucanase ức chế sự phát triển của B. cinerea [48, 65].
Sự phát triển của nấm mốc này cũng bị ức chế hiệu quả bởi các CHI được sản xuất bởi nấm
men sau đây: Candida saitoana, C. guilliermondii, và C. oleophila [23, 89]. Actinomycetes
cũng hiển thị tính chất diệt nấm mạnh. Nó liên quan đến việc sản xuất nhiều loại hợp chất
diệt nấm khác nhau, bao gồm kháng sinh và enzyme thủy phân ngoại bào như CHIs và b1,3-glucan-ases [80]. Streptomyces halstedii, S. griseus và S.cavourensis SY224 sản xuất ra

chất CHIs kháng nấm có hoạt tính cao, hàm ý khả năng sử dụng chúng làm tác nhân bảo vệ
sinh học cho cây trồng [29, 49, 60]. Streptomyces halstedii, S. griseus và S.cavourensis
SY224 sản sinh ra các chi nấm chống nấm có hoạt tính cao, hàm ý khả năng sử dụng chúng
làm tác nhân bảo vệ sinh học cho cây trồng [29, 49, 60]. Với việc sử dụng các kỹ thuật kỹ
thuật di truyền, nó cũng có thể sử dụng trong quá trình kiểm soát sinh học của các
phytopathogens các enzyme tái tổ hợp thu được bằng cách đưa các gen thích hợp mã hóa
CHIs kháng nấm vào nhiều loại sinh vật khác nhau. rong nghiên cứu được thực hiện bởi
Bezirganoglu et al. [6] protein kháng nấm (AFP) và gen hợp nhất CHI đã được đưa vào dưa
hấu phương Đông để kiểm soát các bệnh nấm do R. solani và F. oxysporum gây ra. Kết quả
của họ đã chứng minh rằng gen tổng hợp AFP-CHI có hiệu quả trong việc bảo vệ cây dưa
chuyển gen chống lại bệnh nấm do R. solani và F. oxysporum gây ra. Matroodi et al. [66] đã
xây dựng một CHI coneric bằng cách thêm tên miền liên kết chitin từ S. marcescens vào
nấm CHI, Trichoderma atroviride Chit42, để nghiên cứu vai trò của miền gắn kết chitin
trong hoạt động enzyme của Chit42. Việc đánh giá hoạt tính kháng nấm của các công trình
kiến trúc và chim bản địa được xây dựng đã được thực hiện để nghiên cứu ảnh hưởng của
ChBD trong hoạt tính kháng nấm của CHIs. Nghiên cứu của họ đã chứng minh rằng sự hợp
nhất của ChBD đã cải thiện ái lực với tinh thể và chitin dạng keo và cũng là hoạt động
enzyme của CH tinh trùng khi so sánh với Chit42. Chimeric CHI cho thấy hoạt tính kháng
nấm cao hơn đối với phytopathogenic nấm. Hiệu quả của các tác nhân enzym trong việc
chống nấm phytopathogens phụ thuộc vào nhiều yếu tố. Roberts và Selitrennikoff [85] đã
khám phá ra rằng CHIs có nguồn gốc vi khuẩn cho thấy hoạt tính diệt nấm thấp hơn đáng kể
so với nguồn gốc thực vật. Các tác giả kết hợp hiện tượng này với thực tế là phần lớn các chi
vi khuẩn là exochitin-ases có hoạt động thấp hơn một hoặc hai bậc so với endochitinases.
Đồng thời hoạt tính diệt nấm có thể liên quan đến sự tương tác của các loại enzym khác
nhau. Nghiên cứu của Someya et al. [95] đã chứng minh rằng hoạt động phối hợp của en dochitinase và chitobiase được tạo ra bởi các chuỗi tinh thể Serratia ức chế sự phát triển của
B. cinerea đến một mức độ lớn hơn so với một trong hai enzyme riêng biệt. Chang et al. [11]
nói rằng Bacillus cereus QQ308 sản xuất các enzym thủy phân chống nấm, bao gồm CHI,
chitosanase và protease, khi được nuôi trong môi trường có chứa tôm và vỏ vỏ cua được sản
xuất từ chất thải biển. Sự tăng trưởng của nấm gây bệnh thực vật F. oxysporum, F. solani, và
Pythium tối ưu đã bị ảnh hưởng đáng kể bởi việc nuôi trồng của QQ308. Một số chi nấm

mốc sản xuất rất mạnh endochitinases - T. harzianum và Fusarium chlamydosporum có ý
nghĩa đặc biệt trong việc bảo vệ thực vật. Ngoài chitnases, chúng còn tạo ra các enzym thủy
phân khác, ví dụ, protease, tương tác với nhau đối với các enzyme phân hủy chitin [82]. Joo
[49], thử nghiệm hoạt tính diệt nấm của CHIs tinh khiết và không tinh khiết được sản xuất
bởi S. halstedii, chứng minh rằng việc chuẩn bị enzym ức chế sự phát triển của một số chi
của nấm thực vật nấm, đến một mức độ lớn hơn hoặc thấp hơn. Các CHIs đã ức chế sự phát
triển của Alternaria alternata, Colletotrichum gloeosporioides, Fusarium ox-ysporium, và
sợi nấm lycopersici Stemphylum, và những chất không tinh khiết cũng gây ra sự ức chế sự
tăng trưởng của Phytophtora capsci. Swiontek Brzezinska et al. [103, 104] phát hiện trong
các thử nghiệm rằng mức độ ức chế sự phát triển của phytopathogenetic phụ thuộc vào mức
độ tinh khiết của việc chuẩn bị enzym. Các CHIs không bị thanh lọc hóa mạnh mẽ hơn đối


kháng so với CHIs tinh khiết. Nó có thể kết nối với sự hiện có của các loại thuốc kháng sinh
không tinh khiết làm tăng hoạt tính diệt nấm của các tác nhân. Sự tương tác hợp lực giữa b1,3-glucanase và kháng thể peptide-peptide (peptabols) đã được tiết lộ trong quá trình ký
sinh của T. harzianum. Peptabols và trichorzianines A và B có khả năng ức chế tổng hợp bglucan (các enzyme chịu trách nhiệm tổng hợp b-glucan trong thành tế bào) phân lập từ
plasmalemma của B. cinerea. Tác dụng của peptabols có thể được tăng cường bằng cách bổ
sung b-1,3-glucanase được sản xuất bởi T. harzianum, làm tăng hiệu quả diệt nấm của chúng
[64, 120].
Bảng 2: Hoạt tính kháng nấm của một số chi vi khuẩn
Nguồn

Chống đối kháng

Tài liệu
tham
khảo
Trichoderma
harzianum Fusarium oxysporum f. sp. melonis, Sclerotium [114]
Rifai TM

rolfsii
Trichoderma harzianum
Macrophomina phaseolina, Fusarium sp. R. [4, 70,
solani, Aspergillus
75]
niger (NCIM 563), Aspergillus, Rhizopus,
Mucor sp.
Trichoderma
atroviride Rhizoctonia solani
[39]
PTCC5220
Trichothecium roseum
Alternaria alternata, Fusarium moniliforme, [22]
Magnaporthe grisea
Basidiobolus ranarum
Rhizoctonia solani, F. solani.
[68]
Bacillus sp. BG-11
Rhizopus arrhizus, Sclerotium rolfsii, R. solani, [7]
Phytophthora
infestans, F. oxysporum, Phanerochaete [11]
chrysosporium
Bacillus cereus YQQ 308
Fusarium oxysporum, F. solani, P. ultimum
[28]
Bacillus pumilus SG2
Fusarium
graminearum,
R.
solani,

Magnaporthe grisea,
Sclerotinia sclerotiorum, Trichoderma reesei, B.
cinerea,
[36]
Bipolaris sp.
[61]
Bacillus cereus IO8
Botrytis cinerea
Bacillus thuringiensis subsp. Rhizoctonia solani, B. cinerea, P. chrysogenum,
colmeri 15A3
P. piricola, Penicillium glaucum, Sclerotinia [81]
fuckelian
Brevibacillus laterosporus
Fusarium equiseti
[35]
Aeromonas hydrophila SBK1 Aeromonas hydrophila SBK1
[17]
Enterobacter sp. NRG4
Fusarium moniliforme, Aspergillus niger, Mucor [113]
Alcaligenes xylosoxydans
rouxi, Rhizopus nigricans
Stenotrohomonas maltophila Fusarium sp. Rhizoctonia bataticola
[46,100
Rhizobium sp
Fusarium solani, F. oxysporum, R. solani, A. ]
alternate
[97]


Aspergillus flavus, Aspergillus niger, Curvularia

lunata, F.
Serratia marcescens strain
B2
oxysporum, Fusarium udum
Vibrio pacini
Botrytis cinerea
[95]
Mucor
racemosus,
Trichoderma
viride,
Streptomyces halstedii AJ-7
Zygorhynchus heterognmus, Candida albicans
[3]
Streptomyces hygroscopicus
Alternaria alternata, B. cinerea, S. lycopersici,
Streptomyces tendae TK- F. oxysporum
VL_333
Colletotrichum gloeosporioides, Sclerotium [49]
Streptomyces sp. DA11
rolfsii
Streptomyces roseolus DH
Aspergillus niger, F. oxysporum
[80]
Streptomyces sporovirgulis
Streptomyces rimosus

Aspergillus niger, Candida albicans
Aspergillus
spp.,

Rhizopus
Penicillium spp., Mucor spp.
Alternaria alternate
Alternaria alternata, F. solani

[51]
chinensis,
[37]
[47]
[104]
[105]

Các vấn đề liên quan đến việc sử dụng vi sinh vật và các chất chuyển hóa của chúng
trong bảo vệ thực vật chống lại các bệnh nấm
Các loại thuốc sinh học cung cấp một chiến lược thay thế, thân thiện với môi trường để
kiểm soát tác nhân gây bệnh thực vật. Tuy nhiên, do một số thách thức, ứng dụng của họ vẫn
còn hạn chế. Mặc dù rất có lợi, việc sử dụng các vi sinh vật và các chất chuyển hóa của
chúng cũng có một số nhược điểm. Đầu tiên, so với các sản phẩm hóa học, thuốc diệt nấm
sinh học cần nhiều thời gian hơn để làm việc. Hơn nữa, do tính chọn lọc cao, chi phí liên
quan đến việc sử dụng chúng tương đối cao [126]. Các điều kiện môi trường, trong đó ngăn
chặn sự phát triển của vi sinh vật, cũng phải được xem xét. Tuy nhiên, có nhiều cách mà các
loại biofungicide khác nhau có thể được kết hợp hoặc thực hiện bằng phương pháp nông
nghiệp, vật lý và hóa học để tạo ra hiệu ứng hiệp đồng [57, 96]. Dahiya et al. [16] tin rằng
enzyme thủy phân chitin có thể được sử dụng làm chất bổ sung cho thuốc diệt nấm hóa học
để tăng hiệu quả của chúng chống lại nấm mốc gây bệnh và giảm nồng độ cần thiết của các
hóa chất độc hại này. Trong nông nghiệp, sự miễn cưỡng sử dụng thuốc diệt nấm dựa trên
CHIs có liên quan đến nỗi lo sợ rằng tác động của chúng sẽ giảm trong môi trường tự nhiên.
Tuy nhiên các nghiên cứu đã chỉ ra rằng sự kết hợp của hai vi khuẩn thủy phân chitin
Paenibacillus sp. 300 và Streptomyces sp. 385 có hiệu quả hơn so với F. oxysporum gây héo
dưa chuột so với các chủng cá nhân hoặc các kết hợp khác [94]. Theo El-Tarabily et al. [24]

sự kết hợp của các chủng S. marcescens, Streptomyces viridodiasticus và Micromonospora
carbonacea đã ức chế sự phát triển của Sclerotinia nhỏ gây ra thối rau. Kishore và cộng sự.
[54] đã mô tả tác dụng hiệp đồng của các vi khuẩn Bacillus circulans GRS 243 và S.
marcescens GPS 5, sự kết hợp ức chế sự phát triển của nấm mốc Phaeoisariopsis personata


khi được sử dụng như là một tiên đề trên lá. Bảo vệ rừng dựa vào biofungicides chứa các
loài Trichoderma (chủ yếu là T. viride và T. harzianum), bào tử có hiệu quả ức chế sự phát
triển của nấm gây bệnh khi trộn lẫn với mùn cưa và áp dụng cho đất [50]. Nông nghiệp dựa
vào biofungicides chứa nhiều vi sinh vật khác nhau (ví dụ: Bacillus subtilis GB03,
Pseudomonas aureofaciens Tx-1 và Streptomyces griseoviridis K61), được bán dưới các tên
thương mại khác nhau [15]. Phần lớn các chất biofungicides dựa vào sự xâm nhập của
rhizosphere với vi sinh vật. Bằng cách sản xuất enzyme diệt nấm và các chất chuyển hóa
khác, các vi sinh vật này ức chế sự phát triển của các tác nhân gây bệnh và bảo vệ rễ cây.
Kết luận
Vi sinh vật thủy phân chitin có tiềm năng cho các ứng dụng sinh học có thể được sản xuất
trong nhiều loại môi trường tự nhiên. Ứng dụng của nó không giới hạn trong việc phân hủy
chất thải có chứa chitin. Nhiều nghiên cứu đã chứng minh khả năng sử dụng chúng trong quá
trình sản xuất enzim thủy phân chitin có hoạt tính diệt nấm chống lại một số loại nấm gây
bệnh nấm. Trong kiểm soát sinh học của nấm gây bệnh thực vật, ứng dụng của các tác nhân
có chứa chất chuyển hóa khác nhau của vi sinh vật, bao gồm CHIs, dường như là hiệu quả
hơn, vì chúng cho thấy hoạt tính diệt nấm mạnh hơn enzim thủy phân chitin được tinh sạch.
Việc sử dụng các tác nhân cấu thành một tập hợp các vi sinh vật thủy phân chitin dường như
mang lại kết quả tốt hơn trong việc chống lại nấm gây bệnh thực vật.


C. KẾT LUẬN

Giáp xác là nguồn nguyên liệu thủy sản dồi dào chiếm 1/3 tổng sản lượng nguyên liệu
thủy sản ở Việt Nam. Nguồn phế liệu này là nguyên liệu quan trọng cho công nghiệp sản

xuất: chitin, chitosan, glucosamin và các sản phẩm có giá trị khác.
Chitin có một loạt các ứng dụng trong sinh hóa, thực phẩm và các ngành công nghiệp
hóa chất và có khả năng kháng khuẩn, kháng cholesterol và hoạt tính chống ung thư. Chitin
và các vật liệu liên quan của nó cũng được sử dụng trong xử lý nước thải, vận chuyển thuốc,
và chữa lành vết thương và là nguồn chất xơ.
Chitin có rất nhiều ứng dụng trong đời sống của như trong nghành công nghiệp của nước
ta cũng như của toàn thế gới nên cần có nhiều công trình nghiên cứu lớn hơn và nhiều hơn
để khai thác nhiều giá trị của chitin cho cuộc sống của con người.
Tài liệu tham khảo
1. Nguyễn Thu Nhường, Đồ án tốt nghiệp Đại học, nghiên cứu thu nhận enzyme chitinase

của vi khuẩn phân lập từ đất thuộc tỉnh khánh hòa.


Tài liệu tham khảo
1. Adrangi S, Faramarzi MA, Shahverdi
AR, Sepehrizadeh Z (2010) Purification
and characterization of two extracellular
endoch-itinases from Massilia timonae.
Carbohydr Res 345:402–407
2. Ait-Lahsen H, Soler A, Rey M, de la
Cruz J, Monte E, Llobell A (2001) An
antifungal exo-a 1,3 glucanase (AGN13.1)
from the biocontrol fungus Trichoderma
harzianum. Appl Environ
Microbiol 67:5833–5839
3. Bao-qin H, Chang-ying YU, Wan-shun
LIU, Ji-xun DAI (2004) Purification and
inhibition fungal growth of chitinases from
Vibrio pacini. Wuhan Univ J Nat Sci

9(6):973–978
4. Bell DK, Wells HD, Markham CR (1982)
In vitro antagonism of Trichoderma species
against six fungal plant pathogens. Phytopathol 72:379–382
5. Benitez T, Rincon AM, Limon MC,
Codon AC (2004) Bio-control mechanisms
of Trichoderma strains. Int Microbiol
7(4):249–260
6. Bezirganoglu I, Hwang SY, Fang TJ,
Shaw JF (2013) Trans-genic lines of melon
(Cucumis melo L. var. makuwa cv. ‘Silver
Light’) expressing antifungal protein and
chitinase genes exhibit enhanced resistance
to fungal pathogens. Plant Cell Tissue
Organ Cult 112:227–237
7. Bhushan B (1998) Isolation, purification,
characterization and scaleup production of a
thermostable chitinase from an alkalo-philic
microorganism. Ph.D. Thesis, Department

of Microbiol-ogy,
Chandigarh

Punjab

University,

8. Boyer JN (1994) Aerobic and anaerobic
degradation and mineral-ization of 14C:
chitin by water column and sediment

inocula of the York River estuary, Virginia.
Appl Environ Microbiol 60:174–179
9. Budi SW, van Tuinen D, Arnould C,
Dumas-Gaudut E, Gian-inazzi-Pearson V,
Gianinazzi S (2000) Hydrolytic enzyme
activity of Paenibacillus sp. strain B2 and
effect of antagonistic bacterium on cell wall
integrity of two soil-borne pathogenic
fungi. Appl Soil Ecol 15:191–199
10. Chang WT, Chen M, Wang SL (2010)
An antifungal chitinase produced by
Bacillus subtilis using chitin waste as a
carbon source. World J Microbiol
Biotechnol 26:945–950
11. Chang WT, Chen YC, Jao CL (2007)
Antifungal activity and enhancement of
plant growth by Bacillus cereus grown on
shellfish chitin wastes. Biores Technol
98:1224–1230
12. Chen JK, Shen CR, Liu CL (2010) NAcetylglucosamine:
pro-duction
and
applications. Mar Drugs 8:2493–2516
13. Cobos MA, Garcia LE, Gonza ́ lez SS,
Barcena JR, Herna ́ndez DS, Pe ́rez-Sato M
(2002) The effect of shrimp shell waste on
ruminal bacteria and performance of lambs.
Animal Feed Sci Technol 95:179–187
14. Cohen-Kupiec R, Chet I (1998) The
molecular biology of chitin digestion. Curr

Opin Biotechnol 9:270–277


15. Copping LG (2004) The Manual of
biocontrol agents. British Crop Protection
Council
16. Dahiya N, Tewari R, Hoondal GS
(2006) Biotechnological aspects of thủy
phân chitin enzymes: a review. Appl
Microbiol Biotech 25:1–10
17. Dahiya N, Tewari R, Tiwari RP,
Hoondal GS (2005) Production of an
antifungal chitinase from Enterobacter sp.
NRG4 and its application in protoplast
production. World J Microbiol Bio-technol
21(8–9):1611–1616
18. Das SN, Neeraja Ch, Sarma PVSRN,
Madhu Prakash J, Purusho-tham P, Kaur M,
Dutta S, Podile AR (2012). Microbial
chitinases for chitin waste management.
Microorg Environ Manag, 135–150
19. Dixon B (1995) Using fungal dressings
to heal wounds. Bio-technology 13:120–
121
20. Donderski W, Trzebiatowska M (2000)
Influence of physical and chemical factors
on the activity of chitinases produced by
planktonic bacteria isolated from Jeziorak
Lake. Pol J Environ Stud 9(2):77–82

cinerea by Candida saitoana in apple fruit.
Phytopathology 88:282–291
24. El-Tarabily KA, Soliman MH, Nassar
AH, Al-Hassani HA, Sivasithamparam K,
McKenna F, Hardy GESTJ (2000) Biological control of Sclerotinia minor using a
chitinolytic bacte-rium and actinomycetes.
Plant Pathol 49:573–583
25. Felse PA, Panda T (2000) Production of
microbial chitinases: arevisit. Bioprocess
Eng 23:127–134
26. Flach J, Pilet PE, Jolles P (1992) What’s
new in chitinase research? Experimentia
48:701–706
27. Fra ̈ ndberg E, Schnu ̈ rer J (1994) Thủy
phân chitin properties of Bacillus pabuli
K1. J Appl Bacteriol 76:361–367
28. Ghasemi S, Ahmadian G, Jelodar NB,
Rahimian H, Ghandili S, Dehestani A,
Shariati P (2010) Antifungal chitinases
from Bacillus pumilus SG2: preliminary
report. World J Microbiol Biotechnol
26:1437–1443

21. Duo-Chuan L (2006) Review of fungal
chitinases. Mycopatho-logia 163:345–360

29. Gherbawy Y, Elhariry H, Altalhi A, ElDeeb B, Khiralla G (2012) Molecular
screening of Streptomyces isolates for antifungal activity and family 19 chitinase
enzymes. J Microbiol 50(3):459–468

22. Duo-Chuan L, Hang Sh-H, Liu K-Q, Lu
J (2004) Purification and partial
characterization of a chitinase from the
mycoparasitic
fungus
Trichothecium
roseum. J Gen Appl Microbiol 50:35–39

30. Gohel V, Singh A, Vimal M, Ashwini P,
Chhatpar HS (2006) Bioprospecting and
antifungal potential of thủy phân chitin
micro-organisms. Afr J Biotechnol 5(2):54
72

23. El Ghaouth A, Wilson CL, Wisniewski
M (1998) Ultrastructural and cytochemical
aspects of the biological control of Botrytis

31. Gooday GW (1990) The ecology of
chitin degradation. Adv Microbial Ecol
11:387–430


32. Gooday GW (1999) Aggressive and
defensive roles of chitin-ases. EXS 87:157–
169
33. Grover JP, Chrzanowski TH (2000)
Seasonal patterns of sub-strate utilization
by bacterioplankton: case studies in four
Temperate lakes of different latitudes.

Aquatic Microbial Ecol 23:41–54
34. Guo RF, Shi BSh, Li DCh, Ma W, Wei
Q (2008) Purification and characterization
of a novel thermostable chitinase from
Thermomyces lanuginosus SY2 and cloning
of its encoding gene. Agric Sci China
7(12):1458–1465
35. Halder SK, Maity Ch, Jana A, Das A,
Paul T, Mohapatra PKD, Pati BR, Mondal
KCh (2013) Proficient biodegradation of
shrimp shell waste by Aeromonas
hydrophila SBK1 for the concomitant
production of antifungal chitinase and
antioxidant chitosaccharides. Int Biodet
Biodeg 79:88–97
36. Hammami I, Siala R, Jridi M, Ktari N,
Nasri M, Mohamedali T (2013) Partial
purification and characterization of chiIO8,
a novel antifungal chitinase produced by
Bacillus cereus IO8. J Appl Microbiol
115:358–366
37. Han Y, Yang B, Zhang F, Miao X, Li Z
(2009) Characterization of antifungal
chitinase from marine Streptomyces sp.
DA11 associated with South China Sea
Sponge Craniella Australiensis. Mar
Biotechnol 11:132–140
38. Haran S, Schickler H, Oppenheim A,
Chet I (1995) New com-ponents of the thủy
phân chitin system of Trichoderma

harzianum. Nucleic Acid Res 99:447–450

39. Harighi MJ, Motallebi M, Zamani MR
(2006) Purification of chitinase 42 from
Trichoderma atroviride PTCC5220. Iran J
Biol 19:203–214
40. Hartl L, Zach S, Seidl-Seiboth V (2012)
Fungal chitinases: diversity, mechanistic
properties and biotechnological potential.
Appl Microbiol Biotechnol 93:533–543
41. Henrissat B (1999) Classification of
chitinases modules. EXS 87(1):137–156
42. Herwig RP, Pellerin NB, Irgens RL,
Maki JS, Staley JT (1988) chitin bacteria
and chitin mineralization in the marine
waters and sediments along the Antarctic
Peninsula. FEMS Microbiol Ecol 53:101–
112
43. Hoang KC, Lai TH, Lin CS, Chen YT,
Liau CY (2011) The thủy phân chitin
activities of Streptomyces sp. TH-11. Int J
Mol Sci 12:56–65
44. Hosny MS, El-Shayeb NA, Abood A,
Abdel-Fattah AM (2010) A potent activity
of marine Actinomycete sp. And enzymatic
production of chitooligosaccharides. Aust J
Basic Appl Sci 4(4):615–623
45. Itoh Y, Kawase T, Nikajdou N, Fukada
H, Mitsutomi M, Wa-tanabe T, Itoh Y
(2002) Functional analysis of the chitin

binding domain of a family 19 chitinase
from Streptomyces griseus HUT6037:
substrate-binding affinity and cis-dominant
increase of antifungal function. Biosci
Biotechnol Biochem 66:1084–1092
46. Jankiewicz U, Swiontek Brzezinska M,
Saks E (2012) Identifi-cation and
characterization of a chitinase of
Stenotrophomonas maltophilia, a bacterium
that is antagonistic towards fungal


phytopathogens.
113(1):30–35

J

Biosci

Bioeng

(Arachis hypogaea) with chitin bacteria.
Phytopathology 95:1157–1165

47. Jiang X, Chen D, Hong Sh, Wang W,
Chen Sh, Zou Sh (2012) Identification,
characterization and functional analysis of a
GH-18 chitinase from Streptomyces
roseolus. Carbohydr Polym 87:2409–2415

55. Koga D, Isogai A, Sakuda S,
Matsumoto S, Suzuki A, Kimura S, Ide A
(1987) Specific inhibition of Bombyx mori
chitinase by allosamidin. Agric Bio Chem
51:471–476

48. Jijakli MH, Lepoivre P (1998)
Characterization of an exo-b-1,3- glucanase
produced by Pichia anomala strain K,
antagonist of Botrytis cinerea on apples.
Phytopathology 88:335–343

56. Kopecˇny ́ J, Hodrova ́ B, Stewart CS
(1996) The isolation and characterization of
rumen chitin bacterium. Lett Appl
Microbiol 23:195–198

49. Joo GJ (2005) Purification and
characterization of an extracel-lular
chitinase from the antifungal biocontrol
agent Streptomy-ces halstedii. Biotechnol
Lett 27:1483–1486
50. Kapus ́cin ́ski R (2002) Biopreparations
in environmental pro-tection and use of
forest. Environ Eng 7:55–58 (in polish)
51. Kavitha A, Vijayalakshmi M (2011)
Partial purification and antifungal profile of
chitinase produced by Streptomyces tendae
TK-VL_333. Ann Microbiol 61:597–603
52. Khiyami M, Masmali I (2008)

Characteristics of thermostable chitinase
enzymes of Bacillus licheniformis isolated
from Red Palm Weavil Gut. Aus J Basic
Appl Sci 2(4):943–948
53. Kim HS, Timmis KN, Golyshin PN
(2007) Characterization of a thủy phân
chitin enzyme from Serratia sp. KCK
isolated from kimchi juice. Appl Microbiol
Biotechnol 6:1275–1283
54. Kishore GK, Pande S, Podile AR (2005)
Biological control of late leaf spot of peanut

57. Kordowska-Wiater M (2011) Yeast as a
biological plant pro-tection agents. Adv
Microbiol 50(2):107–119 (in polish)
58. Kubicek CP, Mach RL, Peterbauer CK,
Lorito M (2001) Trichoderma chitinases:
from genes to biocontrol. J Plant Pathol
83:11–23
59. Lee YG, Chung KC, Wi SG, Lee JC,
Bae HJ (2009) Purification and properties
of a chitinase from Penicillium sp. LYG
0704. Protein Expr Purif 65:244–250
60. Lee SY, Tindwa H, Lee YS, Naing KW,
Hong SH, Nam Y, Kim KY (2012)
Biocontrol of anthracnose in pepper using
chitinase, beta-1,3 glucanase, and 2furancarboxaldehyde
produced
by
Streptomyces cavourensis SY224. J

Microbiol Biotechnol 2(10): 1359–1366
61. Liu D, Cai J, Xie Ch-Ch, Liu Ch, Chen
Y-H (2010) Purification and partial
characterization of a 36-kDa chitinase from
Bacillus thuringiensis spp. colmeri, and its
biocontrol potential. Enzyme Microb
Technol 46:252–256
62. Li S, Zhao ZA, Li M, Gu ZR, Bai C,
Huang WD (2002) Puri-fication and


characterization of a novel chitinase from
Bacillus brevis. Acta Biochemica et
Biophysica Sinica 34(6):690–696

genes involved in chitin degradation of
Pseudoalteromonas piscicida strain O-7.
Arch Microbiol 188:619–628

63. Mane UV, Deshmukh AM (2009) Chitin
degrading potential of three aquatic
actinomycetes and its optimization. Afr J
Bio-technol 8(23):6617–6620

70. Monteiro VN, Silva RN, Steindorff AS,
Costa FT, Noronha EF, Ricart SAO, Sousa
MV, Vainstein MH, Ulhoa CJ (2010) New
insights in Trichoderma harzianum
antagonism of fungal plant pathogens by
secreted protein analysis. Curr Microbiol

61:298–305

64. Markovich NA, Kononova GL (2003)
Lytic enzymes of Trich-oderma and their
role in plant defense from fungal diseases: a
review. Appl Biochem Microbiol 39:389–
400
65. Masih EI, Paul B (2002) Secretion of
beta-1,3-glucanase by the yeast Pichia
membranefaciens and its possible role in
the bio-control of Botrytis cinerea causing
mold disease of the grape-vine. Curr
Microbiol 44:391–395
66. Matroodi S, Motallebi M, Zamani M,
Moradyar M (2013) Designing a new
chitinase with more chitin binding and antifungal activity. World J Microbiol
Biotechnol 29:1517–1523
67. McCreath KJ, Gooday GW (1992) A
rapid and sensitive microassay for
determination of thủy phân chitin activity. J
Micro-biol Meth 14:229–237
68. Mishra P, Kshirsagar PR, Nilegaonkar
SS,
Singh
SK
(2012)
Statistical
optimization of medium components for
production of extracellular chitinase by
Basidiobolus ranarum: a novel biocontrol

agent against plant pathogenic fungi. J
Basic Microbiol 52:539–548
69. Miyamoto K, Okunishi M, Nukui E,
Tsuchiya T, Kobayashi T, Imada C, Tsujibo
H (2007) The regulator CdsS/CdsR twocomponent system modulates expression of

71. Mudryk Z (1991) The role of
heterotrophic bacteria in the decomposition
processes of some macromolecular
compounds in the estuarine Gardno lake.
Pol Arch Hydrobiol 38:153–162
72. Mudryk Z (1997) Studies on metabolic
activity of planktonic bacteria isolated from
coastal lake Łebsko. Pol J Environ Stud
6:23–28
73. Mukherjee G, Sen SK (2006)
Purification,
characterization,
and
antifungal activity of chitinase from
Streptomyces venezuelae P10. Curr
Microbiol 53:265–269
74. Muzzarelli RA, Mattioli-Balmonte M,
Pugnaloni
A,
Biagini
G
(1999)
Biochemistry, histology and clinical uses of
chitins and chitosans in wound healing.

EXS 87:251–264
75. Nampoothiri KM, Baiju TV, Sandhya C,
Sabu A, Szakacs G, Pandey A (2004)
Process optimization for antifungal
chitinase production by Trichoderma
harzianum. Process Biochem 39:1583–
1590
76. Park HJ, Kim D, Kim IH, Lee CE, Kim
IC, Kim JY, Kim SJ, Lee HK, Yim JH
(2009) Characteristics of cold-adaptive en-


dochitinase from Antarctic bacterium
Sanguibacter antarcticus KOPRI 21702.
Enzyme Microb Technol 45:391–396
77. Patil RS, Ghormade V, Deshpande MV
(2000) Thủy phân chitin enzymes: an
exploration. Enzyme Microb Tech 26:473–
483
78. Paul EA, Clark FE (2000) Soil
Microbiology and Biochemistry, University
of Maria Curie-Sklodowska University in
Lublin (in polish)
79. Pel R, Gottschal JC (1986) Mesophilic
chitin: degrading anaerobes isolated from
an estuarine environment. FEMS Microbiol
Ecol 38:39–49
80. Prapagdee B, Kuekulvong C,
Mongkolsuk S (2008) Antifungal potential
of extracellular metabolites produced by

Streptomyces
hygroscopicus
against
phytopathogenic fungi. Int J Biol Sci
4:330–337
81. Prasanna L, Eijsink VGH, Meadow R,
Ga ̊ seidnes S (2013) A novel strain of
Brevibacillus
laterosporus
produces
chitinases that contribute to its biocontrol
potential. Appl Microbiol Bio-technol
97:1601–1611
82. Punja ZK, Utkhede RS (2003) Using
fungi and yeasts to manage vegetable crop
diseases. Trends Biotechnol 21:400–407
83. Rattanakit N, Yano Sh, Plikomol A,
Wakayama M, Tachiki T 2007) Purification
of Aspergillus sp. S1-13 chitinases and their
role in saccharification of chitin in mash of
solid-state culture with shellfish waste. J
Biosci Bioeng 103(6):535–541

84. Reguera G, Leschine SB (2001) Chitin
degradation by cellulo-lytic anaerobes and
facultative aerobes from soil and sediments.
FEMS Microbiol Lett 204:367–374
85. Roberts WK, Selitrennikoff CP (1988)
Plant and bacterial chitinases differ in
antifungal activity. J Gen Microbiol

134(169–1):76

86. Sahai AS, Manocha MS (1993)
Chitinases of fungi and plants: their
involvment in motphogenesis and host–
parasite interaction. FEMS Microbiol
Rev 11:317–338
87. Saito A, Fujii T, Yoneyama T,
Miyashita K (1998) glkA is involved in
glucose
repression
of
chitinase
production in Streptomyces lividans. J
Bacter 180:2911–2914
88. Saks E, Jankiewicz U (2010) Thủy
phân chitin activity of bacteria. Adv
Biochem 56(4):1–8 (in polish)
89. Saligkarias ID, Gravanis FT, Epton
HAS (2002) Biological control of
Botrytis cinerea on tomato plants by the
use of epi-phytic yeasts Candida
guilliermondii strains 101 and US 7 and
Candida oleophila strain I-182: II a
study on mode of action. Biol Control
25:151–161
90. Schlegel HG (2006) General
microbiology.
Polish
Scientific

Publishers, Warsaw, Poland (in polish)
91. Shaikh SA, Deshpande MV (1993)
Thủy phân chitin enzymes: their
contribution to basic applied research.


World J Microbiol Bio-technol 9:468–
475
92. Sharma N, Sharma KP, Gaur RK,
Gupta VK (2011) Role of chitinase in
plant defense. Asian J Biochem 6:29–37
93. Sharma V, Shanmugam V (2011)
Purification and character-ization of an
extracellular 24 kDa chitobiosidase from
the my-coparasitic fungus Trichoderma
saturnisporum. J Basic Microbiol 51:1–
8
94. Singh PP, Shin YC, Park CS, Chung
YR (1999) Biological control of
fusarium wilt of cucumber by thủy phân
chitin bacteria. Phytopathology 89:92–
99
95. Someya N, Nakajima M, Hirayae K,
Hibi T, Akutsu K (2001) Synergistic
antifungal activity enzymes and
prodigiosin produced by the biocontrol
bacterium Serratia marcescens strain B2
against the gray mold pathogen, Botrytis
cinerea. J Gen Plant Pathol 67:312–317
96. Spadaro D, Gullino ML (2005)

Improving the efficacy of bio-control
agents against soilborne pathogens. Crop
Prot 24:601–613
97. Sridevi M, Mallaiah KV (2008)
Factors effecting chitinase activity of
Rhizobium sp. from Sesbania sesban.
Biologia 63(3):307–312
98. Strange RN, Scott PR (2005) Plant
disease: a threat to global food security.
Annu Rev Phytopathol 43:83–116

99. Sturz H, Robinson J (1985)
Anaerobic decomposition of chitin in
freshwater sediments. In: Muzzarelli R,
Jeuniaux C, Gooday GW (eds) Chitin in
nature and biotechnology. Plenum Press,
New York, pp 531–538
100. Suma K, Podile AR (2013)
Chitinase A from Stenotrophomonas
maltophilia shows transglycosylation
and antifungal activities. Biores Technol
133:213–220
101. Suzuki K, Sugawara N, Suzuki M,
Uchiyama T, Katouno F, Nikaidou N,
Watanabe T (2002) Chitinases, A, B and
C1 of Serratia marcescens 2170
produced by recombinant E. coli:
enzymatic properties and synergism on
chitin degradation. Biosci Biotechnol
Biochem 66:1075–1083

102. Swiontek Brzezinska M, Donderski
W (2006) Thủy phân chitin bacteria in
two lakes of different trophic status. Pol
J Ecol 54(2):295–301
103.
Swiontek
Brzezinska
M,
Jankiewicz U (2012) Production of
antifungal chitinase by Aspergillus niger
LOCK 62 and its potential role in the
biological control. Curr Microbiol
65(6):666–672
104.
Swiontek
Brzezinska
M,
Jankiewicz U, Lisiecki K (2013)
Optimization of cultural conditions for
the production of anti-fungal chitinase
by Streptomyces sporovirgulis. Appl
Biochem Microbiol 49(2):154–159


105.
Swiontek
Brzezinska
M,
Jankiewicz U, Walczak M (2013)
Biodegradation of chitinous substances

and chitinase production by the soil
actinomycete Streptomyces rimosus.
Internat Biodet Biodeg 84:104–110
106. Swiontek Brzezinska M, LalkePorczyk E, Donderski W (2008)
Occurrence
and
activity
of
microorganisms in shrimp waste. Curr
Microbiol 57:580–587
107. Swiontek Brzezinska M, LalkePorczyk E, Donderski W (2008)
Utilization of shrimp waste as a
respiration substrate by plank-tonic and
benthic microorganisms. Pol J Environ
Stud 17(2):273–282
108. Swiontek Brzezinska M, Walczak
M, Lalke-Porczyk E, Don-derski W
(2010) Microbial degradation of shrimp
waste in soil of the Chełmzyn ́skie Lake
watershed. Pol J Environm Stud
19(3):627–633
109. Taechowisan T, Peberdy JF,
Lumyong S (2003) Chitinase production by endophytic Streptomyces
aureofaciens CMUAc130 and its
antagonism against phytopathogenic
fungi. Ann Micro-biol 53(4):447–461
110. Timmis K, Hobbs G, Berkeley
RCW (1974) clos-tridia isolated from
marine mud. Can J Microbiol 20:1284–
1285

111. Tsujibo H, Hatano N, Okamoto T,
Endo H, Miyamoto K, Ina-mori Y
(1999) Synthesis of chitinase in

Streptomyces
thermo-violaceus
is
regulated by a two-component sensorregulator system. FEMS Microbiol Lett
181:83–90
112. Ueda M, Fujiwara A, Kawaguchi T,
Arai M (1995) Purification and some
properties of six chitinases from
Aeromonas sp. No. 10S–24. Biosci
Biotechnol Biochem 59:2162–2164
113. Vaidya RJ, Shah IM, Vyas PR,
Chhatpar HS (2001) Production of
chitinase and its optimization from a
novel isolate Alcaligenes xylosoxydans:
potential antifungal biocontrol. World J
Micro-biol Biotechnol 1:62–69
114. Viterbo A, Haran S, Friesem D,
Ramot O, Chet I (2001) Antifungal
activity of a novel endochitinase gene
(chit36) from Trichoderma harzianum
Rifai TM. FEMS Microbiol Lett
200:169–174
115. Wang SL, Chao CH, Liang TW,
Chen CC (2009) Purification and
characterization of protease and
chitinase from Bacillus cereus TKU006

and conversion of marine wastes by
these enzymes. Mar Biotechnol 11:334–
344
116. Wang SL, Chang WT (1997)
Purification and characterization of two
bifunctional
chitinases/lysozymes
extracellularly
produced
by
Pseudomonas aeruginosa K-187 in
shrimp and crab shell powder medium.
Appl Environ Microbiol 63:380–386


117. Wang SL, Hsiao WJ, Chang WT
(2002) Purification and char-acterization
of
an
antimicrobial
chitinase
extracellularly pro-duced by Monascus
purpureus CCRC31499 in a shrimp and
crab shell powder medium. J Agric Food
Chem 50:2249–2255
118. Wang SL, Chen SJ, Wang CL
(2008) Purification and charac-terization
of chitinase and chitosanases from a new
strain Pseudomonas sp. TKU015 using
shrimp shells as a substrate. Carbohydr

Res 343:1171–1179

119. Witas T (1995) Activity in the
exploitation barrier chitin of shellfish.
Department of Maritime College
Publishing, Szczecin (in polish)
120. Witkowska D, Stolas J, Kancelista
A, Piezga M (2009) Lytic abilities of
fungi of the genus Trichoderma biomass
in the presence of phytopathogens. Acta
Pol Sci Biotechnol 8(2s):17–25 (in
polish)