Utilisation of laccase and CMC to preserve fresh fruit (mango)

MỤC LỤC
Trang
TÓM TẮT ................................................................................................................ 4
BÁO CÁO TÓM TẮT ............................................................................................. 5
DANH MỤC CÁC KÝ HIỆU, CÁC CHỮ VIẾT TẮT ...................................... 10
DANH MỤC CÁC BẢNG ..................................................................................... 11
DANH MỤC CÁC HÌNH ẢNH, BIỂU ĐỒ VÀ ĐỒ THỊ.................................... 13
LỜI CẢM ƠN ........................................................................................................ 17
PHẦN 1: TỔNG QUAN TÀI LIỆU ...................................................................... 18
1.1. MỘT SỐ PHƯƠNG PHÁP BẢO QUẢN XỒI HIỆN NAY ........................ 18
1.1.1. Bảo quản xồi bằng hóa chất ......................................................................... 18
1.1.2. Bảo quản bằng chiếu xạ................................................................................. 18
1.1.3. Bảo quản nhiệt độ lạnh .................................................................................. 19
1.1.4. Bảo quản bằng điều chỉnh khơng khí ............................................................ 19
1.2. BẢO QUẢN TRÁI CÂY BẰNG MÀNG BAO .............................................. 20
1.3. CHITOSAN ...................................................................................................... 23
1.3.1. Chitosan ......................................................................................................... 23
1.3.2. Hoạt tính sinh học chitosan ........................................................................... 24
1.3.3. Ứng dụng của chitosan trong bảo quản trái cây ............................................ 27
1.4. ACID FERULIC .............................................................................................. 27
1.4.1. Acid ferulic .................................................................................................... 27
1.4.2. Cấu trúc hóa học ............................................................................................ 28
1.4.3. Một số ứng dụng trong thực phẩm ................................................................ 28
1.5. LACCASE ........................................................................................................ 30
1.5.1. Định nghĩa ..................................................................................................... 30
1.5.2. Cấu trúc phân tử ............................................................................................ 31
1.5.3. Cơ chế xúc tác ............................................................................................... 33
1.5.4. Tính chất hóa sinh ......................................................................................... 34
1.5.5. Một số ứng dụng trong thực phẩm ................................................................ 35

Trang 1

1.6. SỰ GẮN HỢP CHẤT ACID PHENOLIC LÊN CHITOSAN ........................ 36
1.6.1. Phương pháp hóa học .................................................................................... 36
1.6.2. Phương pháp sinh học ................................................................................... 38
1.6.3. Hoạt tính sinh học của dẫn xuất chitosan ...................................................... 38
1.7. MỘT SỐ NGHIÊN CỨU LIÊN QUAN ĐẾN NỘI DUNG ĐỀ TÀI .............. 40
1.7.1. Tình hình nghiên cứu ngồi nước.................................................................. 42
1.7.2. Tình hình nghiên cứu trong nước .................................................................. 43
PHẦN 2: VẬT LIỆU PHƯƠNG PHÁP ............................................................... 44
2.1. VẬT LIỆU ......................................................................................................... 44
2.1.1. Vật liệu dùng cho tổng hợp dẫn xuất C-FA.................................................... 44
2.1.2. Hóa chất .......................................................................................................... 44
2.1.3. Thiết bị ............................................................................................................ 44
2.2. NỘI DUNG NGHIÊN CỨU ............................................................................. 44
2.2.1. Sử dụng CMC làm chất tạo màng ................................................................. 45
2.2.2. Sử dụng chitosan làm chất tạo màng .............................................................. 45
2.3. PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ..................................................................... 46
2.3.1. Sử dụng CMC làm chất tạo màng .................................................................. 46
2.3.2. Sử dụng chitosan làm chất tạo màng .............................................................. 47
2.3.3. Phương pháp thực hiện ................................................................................... 51
2.3.4. Bằng chứng hóa học của sự biến đổi của chitosan ......................................... 56
PHẦN 3: KẾT QUẢ - BIỆN LUẬN ...................................................................... 57
3.1. ẢNH HƯỞNG CỦA MỘT SỐ ION KIM LOẠI LÊN KHẢ NĂNG SINH TỔNG HỢP LACCASE
Ở NẤM Pleurotus sp. ....................................................................................................................... 57
2+

........................................................................................ 57

2+

........................................................................................ 58

2+

........................................................................................ 58

3.1.1. Ảnh hưởng của Co

3.1.2. Ảnh hưởng của Cd

3.1.3. Ảnh hưởng của Hg

2+

3.1.4. Ảnh hưởng của Mn

2+

3.1.5. Ảnh hưởng của Cu

....................................................................................... 58

........................................................................................ 59

Trang 2


3.1.6. Ảnh hưởng của thời gian bổ sung CuSO4 và thời gian nuôi cấy lên sự sinh tổng hợp

laccase ....................................................................................................................... 59
3.2. KHẢ NĂNG BÀO QUẢN XOÀI TỪ MÀNG CMC KẾT HỢP VỚI LACCASE
.......................................................................................................................... 60
3.2.1. Kết quả theo dõi cảm quan ............................................................................. 61
3.2.2. Kết quả theo dõi trọng lượng .......................................................................... 63
3.2.3. Kết quả theo dõi hàm lượng đường tổng ........................................................ 64
3.2.4. Kết quả theo dõi hàm lượng vitamin C .......................................................... 65
3.2.5. Kết quả theo dõi hàm lượng acid.................................................................... 66
3.3. KHẢ NĂNG BẢO QUẢN XOÀI CỦA DẪN XUẤT CHITOSAN – ACID
FERULIC.................................................................................................................. 68
3.3.1. Kết quả khảo sát các điều kiện thích hợp cho quá trình tổng hợp dẫn xuất chitosanacid ferulic ................................................................................................................ 68
3.3.2. Đánh giá hoạt tính sinh học của dẫn xuất C-FA............................................. 84
3.3.3. Bằng chứng hóa học cho sự biến đổi của chitosan ........................................ 92
3.3.4. Kết quả khảo sát khả năng bảo quản xoài từ dẫn xuất C-FA 6.0 ................. 100
3.3.5. Kết quả khảo sát khả năng bảo quản xoài từ dẫn xuất C-FA 4.5 ................. 105
PHẦN 4: KẾT LUẬN – ĐỀ NGHỊ ..................................................................... 118
4.1. KẾT LUẬN .................................................................................................... 118
4.2. ĐỀ NGHỊ........................................................................................................ 119
TÀI LIỆU THAM KHẢO.................................................................................... 120

Trang 3


TÓM TẮT
Hợp chất ferulic acid được gắn lên chitosan dưới sự xúc tác của laccase từ nấm
bào ngư Pleurotus sp. Phản ứng được thực hiện ở nhiệt độ phòng, dưới điều kiện lắc liên
tục. Việc khảo sát các điều kiện thích hợp cho phản ứng gắn đã tạo được dẫn xuất
chitosan (C-FA 6.0) với khả năng bắt gốc tự do DPPH đạt giá trị IC50 là 173.53 µg/ml và
khả năng bắt gốc ABTS.+ đạt được IC50 là 471.36 µg/ml. So với chitosan, dẫn xuất
chitosan (C-FA 6.0) thu được cho khả năng bắt gốc tự do DPPH cao gấp 31 lần và khả

năng bắt gốc ABTS.+ cao gấp 7 lần.
Dẫn xuất chitosan (C-FA 6.0) có màu vàng cam ổn định. Phân tích phổ nhận thấy
có độ hấp thu cao trong vùng 240nm - 600nm so với nguyên liệu ban đầu (chitosan và
ferulic acid) khi đo quang phổ UV/Vis, có sự hình thành mũi mới tại 1505 cm-1 khi đo
quang phổ hồng ngoại và có sự xuất hiện 1 tín hiệu mới tại 6.32 ppm ứng với proton của
nhóm phenyl.
Dẫn xuất chitosan tổng hợp ở pH 4.5 (C-FA 4.5) có khả năng tạo màng bảo quản
xoài. Trong các thử nghiệm bảo quản xồi, các lơ đối chứng (khơng bọc màng hoặc bọc
màng chitosan) hàm lượng đường tổng tăng nhanh từ ngày 0-ngày 3 (0.34% - 1.18%) sau
đó giảm dần đến ngày 9 thì bị hư, trong khi đó lơ xồi được bảo quản bằng màng dẫn
xuất chitosan-FA có hàm lượng đường tổng tăng dần và đến ngày 9 vẫn chưa giảm.
Ngoài ra khả năng bảo quản xồi của màng dẫn xuất cịn được thể hiện qua mức giảm
trong lượng và lượng vitamin C khá chậm so với lô đối chứng.

Trang 4


ABSTRACT
Ferulic acid, a phenolic compound, can be grafted on chitosan by biological catalytic
process with laccase catalysis. The reactions were carried out at room temperature and
continuous shake. The IC50 values in scavenging DPPH and ABTS of chitosan derivative
(C-FA 6.0) which was created in the most suitable reaction condition were 173.53 µg/ml,
471.36 µg/ml, respectively. Comparing with chitosan control, the DPPH scavenging
activity of the chitosan derivative was 31 times and the ABTS.+ scavenging activity
increased 7 times.
The chitosan derivative presented a yellow-orange color stable. The spectroscopic
analyses indicated that it had a large increase of absorbance between 240 – 600nm when
compared with those of chitosan and ferulic acid in the UV/Vis spectrum, the formation
of a new band at 1505 cm-1 in the measurement of FT-IR spectra, a new peak at 6.32 ppm
belonging to the phenyl protons in the 1H NMR spectra.

At pH 4.5, the oxidation reactions produce membranes that able to preserve mango.
In mango preservation experiments, the total sugar in the control groups quickly
increased from the first day to the third day (0.34% - 1.18%) then regularly decreased
and became bad fruit in the ninth day, while this content of the mangoes preserved by
chitosan-FA membrane regularly increased and hadn’t decreased in the ninth day.
Besides that, mango preservation ability was also expressed in slowly decreasing mass
and vitamin C when compared with the control groups.

Trang 9


DANH MỤC CÁC KÝ HIỆU, CÁC CHỮ VIẾT TẮT
:

Bước sóng hấp thu

OD:

Delta optical density

µg:

microgram

1

Proton Nuclear Magnetic Resonance

HNMR:

ABTS:

2,2-azino-bis-(3-ethylbenzothi-azoline-6-sulphonic acid)

ATP:

Adenosine triphosphate

C&FA:

Hỗn hợp Chitosan và acid ferulic

C:

Chitosan

C-FA:

Dẫn xuất Chitosan- Acid ferulic

COS:

Chitooligosaccharide

DA:

Deacetylation Degree (Độ deacetyl hóa)

DNA:

Deoxyribonucleic acid

DPPH:

2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl

FA:

Acid ferulic

FDA:

Food and Drug Administration

FTIR:

Fourier transform infrared

IC50:

50% Inhibition Concentration

kGy:

kilogray (đơn vị liều lượng hấp thụ bức xạ)

KS:

Kháng sinh

LB:

Luria-Bertani

mM:

Millimolar

Trang 10


DANH MỤC CÁC BẢNG
Bảng 1.1. Ảnh hưởng độ deacetyl hóa và trọng lượng phân tử của chitosan đến hoạt tính
kháng khuẩn
Bảng 1.2. Ảnh hưởng độ deacetyl hóa và trọng lượng phân tử của chitosan đến hoạt tính
kháng oxy hóa
Bảng 3.1. Chỉ số cảm quan của xoài biến đổi sau 3 ngày
Bảng 3.2. Chỉ số cảm quan của xoài sau 6 ngày và sau 9 ngày
Bảng 3.3. Ảnh hưởng của thời gian phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất bắt gốc
DPPH ở những nồng độ khác nhau (%)
Bảng 3.4. Ảnh hưởng của thời gian phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất bắt gốc
ABTS.+ ở những nồng độ khác nhau (%)
Bảng 3.5. Ảnh hưởng của hoạt tính laccase phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất bắt
gốc DPPH ở những nồng độ khác nhau (%)
Bảng 3.6. Ảnh hưởng của hoạt tính laccase phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất bắt
gốc ABTS.+ ở những nồng độ khác nhau (%)
Bảng 3.7. Ảnh hưởng của pH phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất bắt gốc DPPH ở
những nồng độ khác nhau (%)
Bảng 3.8. Ảnh hưởng của pH phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất bắt gốc ABTS.+
ở những nồng độ khác nhau (%)

Bảng 3.9. Ảnh hưởng của nồng độ acid ferulic phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất
bắt gốc DPPH ở những nồng độ khác nhau (%)
Bảng 3.10. Ảnh hưởng của nồng độ acid ferulic phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu
suất bắt gốc ABTS.+ ở những nồng độ khác nhau (%)
Bảng 3.11. So sánh giá trị IC50 của dẫn xuất C-FA chúng tôi tạo thành (1) với dẫn xuất
C-FA từ nghiên cứu Abdulhadi Aljawish và cộng sự (2)
Bảng 3.12. Hiệu suất bắt gốc tự do DPPH và ABTS.+ của mẫu C, mẫu C&FA, dẫn xuất
C-FA 4.5, dẫn xuất C-FA 6.0
Bảng 3.13. Đường kính vịng kháng khuẩn của các chất thử nghiệm

Trang 11


Bảng 3.14. Kết quả cảm quan của xoài đối chứng (Lơ A1) (xồi khơng bọc màng), ở
nhiệt độ phịng
Bảng 3.15. Kết quả cảm quan của xoài bọc màng chitosan 1 % ( Lơ B1), ở nhiệt độ
phịng
Bảng 3.16. Kết quả chỉ số cảm quan của xoài bọc màng dẫn xuất C-FA 6.0 (Lơ C1), ở
nhiệt độ phịng
Bảng 3.17. Kết quả cảm quan của xồi đối chứng (Lơ D1) (khơng bọc màng), ở nhiệt độ
lạnh
Bảng 3.18. Kết quả cảm quan của xồi bọc màng C-FA 6.0 (lơ E1), ở nhiệt độ lạnh
Bảng 3.19. Kết quả cảm quan của xoài đối chứng (lơ A2) (xồi khơng bọc màng) ở nhiệt
độ phịng
Bảng 3.20. Kết quả cảm quan của xồi bọc màng chitosan (lơ B2), ở nhiệt độ phòng
Bảng 3.21. Kết quả cảm quan của xồi được bọc màng C-FA 4.5 (lơ C2), nhiệt độ phịng
Bảng 3.22. Kết quả cảm quan của xồi đối chứng (D2) (xồi khơng bọc màng), nhiệt độ
lạnh
Bảng 3.23. Kết quả cảm quan của xoài bọc màng chitosan (E2), nhiệt độ lạnh
Bảng 3.24. Kết quả cảm quan của xoài bọc màng C-FA 4.5 (F2), nhiệt độ lạnh

Bảng 3.25. Phần trăm độ giảm trọng lượng theo thời gian
Bảng 3.26. Hàm lượng đường tổng của xoài theo thời gian
Bảng 3.27. Hàm lượng vitamin C của xoài theo thời gian
Bảng 3.28. Hàm lượng acid hữu cơ trong xoài theo thời gian

Trang 12


DANH MỤC CÁC HÌNH ẢNH, BIỂU ĐỒ VÀ ĐỒ THỊ
Hình 1.1. Bảo quản trái cây khơng bọc màng
Hình 1.2. Bảo quản trái cây có bọc màng
Hình 1.3. Loại trừ O2 từ thực phẩm
Hình 1.4. Cấu trúc của acid ferulic
Hình 1.5. Trung tâm hoạt động của laccase
Hình 1.6. Sơ đồ biểu thị q trình oxy hóa cơ chất bởi laccase trong sự khơng có mặt (a)
hay sự có mặt (b) của chất trung gian hóa học
Hình 1.7. Con đường phản ứng của chitosan gắn với acid gallic thông qua các tác nhân
gắn
Hình 1.8. Các cơ chế của chitosan gắn với acid caffeic (phía trên) và acid gallic (phía
dưới) bằng sự xúc tác của laccase ở các pH khác nhau
Hình 1.9. Sự biến đổi chitosan với những quinone đã được tạo thành bởi laccase
Hình 2.1. Sơ đồ thí nghiệm sử dụng chitosan làm chất tạo màng
Hình 3.1. Ảnh hưởng của nồng độ Co2+ lên hoạt tính laccase
Hình 3.2.: Ảnh hưởng của nồng độ Cd2+ lên hoạt tính laccase
Hình 3.3.: Ảnh hưởng của nồng độ Hg2+ lên hoạt tính laccase
Hình 3.4.: Ảnh hưởng của nồng độ Mn2+ lên hoạt tính laccase
Hình 3.5.: Ảnh hưởng của nồng độ Cu2+ lên hoạt tính laccase
Hình 3.6.: Ảnh hưởng của thời gian bổ sung Cu2+ vào môi trường lên hoạt tính laccase
theo thời gian ni cấy
Hình 3.7. Xồi bảo quản ở điều kiện thường (Lơ A)

Hình 3.8 Xồi bảo quản xồi ở nhiệt độ 10oC (lơ B)
Hình 3.9 Xoài bọc màng CMC bảo quản ở nhiệt độ phịng (lơ C)
Hình 3.10 Xồi có bọc màng CMC chứa laccase (tổng hoạt tính laccase là 1UI) bảo quản
ở điều kiện thường (lơ D)
Hình 3.11 Xồi bọc màng CMC có chứa laccase (tổng hoạt tính laccase 10UI) bảo quản
ở điều kiện thường

Trang 13


Hình 3.12 Xồi bọc màng CMC có laccase (tổng hoạt tính 10UI) và ABTS bảo quản ở
điều kiện thường
Hình 3.13. Độ hao hụt trọng lượng theo thời gian
Hình 3.14. Sự thay đổi hàm lượng đường tổng theo thời gian
Hình 3.15. Sự giảm hàm hượng vitamin C theo thời gian
Hình 3.16. Sự giảm hàm lượng acid theo thời gian
Hình 3.17. Dẫn xuất Chitosan- Acid ferulic (C-FA) tạo thành ở 0h- (1) ; 4h- (2); 18h- (3);
24h- (4); 48h- (5)
Hình 3.18. Đồ thị thể hiện ảnh hưởng của thời gian phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu
suất bắt gốc DPPH (A) và ABTS.+ (B) ở những nồng độ khác nhau
Hình 3.19. Biểu đồ thể hiện nồng độ dẫn xuất C-FA có thể trung hòa được 50 % gốc tự
do DPPH và ABTS.+
Hình 3.20. Dẫn xuất C-FA tạo ra ở hoạt tính laccase 0.05 U/ml- (1); 0.1 U/ml- (2); 0.2
U/ml- (3); 0.3 U/ml- (4); 0.4 U/ml- (5)
Hình 3.21. Đồ thị thể hiện ảnh hưởng của hoạt tính laccase phản ứng tạo dẫn xuất C-FA
đến hiệu suất bắt gốc DPPH (C) và ABTS.+ (D) ở những nồng độ khác nhau
Hình 3.22. Biểu đồ thể hiện nồng độ dẫn xuất C-FA có thể trung hịa được 50 % gốc tự
do DPPH và ABTS.+
Hình 3.23. Dẫn xuất C-FA tạo thành ở các pH 4.0- (1); pH 4.5- (2); pH 5.0- (3); pH 5.5(4); pH 6.0- (5); pH 6.5- (6)
Hình 3.24. Đồ thị thể hiện ảnh hưởng của pH phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến hiệu suất

bắt gốc DPPH (E) và ABTS.+ (F) ở những nồng độ khác nhau
Hình 3.25. Biểu đồ thể hiện nồng độ dẫn xuất C-FA có thể trung hịa được 50 % gốc tự
do DPPH và ABTS.+
Hình 3.26. Dẫn xuất C-FA tạo thành ở các nồng độ acid ferulic 30 mM- (1); 40mM- (2);
50mM- (3); 60mM- (4); 70 mM- (5)
Hình 3.27. Đồ thị thể hiện ảnh hưởng của nồng độ FA phản ứng tạo dẫn xuất C-FA đến
hiệu suất bắt gốc DPPH (G) và ABTS.+ (H) ở những nồng độ khác nhau

Trang 14


Hình 3.28. Biểu đồ thể hiện nồng độ dẫn xuất C-FA có thể trung hịa được 50 % gốc tự
do DPPH và ABTS.+
Hình 3.29. Chitosan- (A); dẫn xuất C-FA- (B)
Hình 3.30. Biểu đồ thể hiện hiệu suất bắt gốc tự do DPPH và ABTS.+ của dẫn xuất C- FA
4.5; dẫn xuất C-FA 6.0 so sánh với mẫu C; mẫu C &FA
Hình 3.31. Biểu đồ so sánh hoạt tính kháng khuẩn của dẫn xuất C-FA 6.0 so với các mẫu
đối chứng
Hình 3.32. Khả năng kháng khuẩn của dẫn xuất chitosan đối với các chủng vi khuẩn
Bacillus cereus (A), Staphylococcus aureus (B), Pseudomonas aeruginosa (C),
Salmonella typhi (D). 1- Tetracylin 10 µg/ml pha trong acid acetic 2%; 2- Acid
acetic 2%; 3- Chitosan pha trong acid acetic 2%; 4- Dẫn xuất chitosan ở pH
6.0 pha trong acid acetic 2%
Hình 3.33. Đồ thị thể hiện sự thay đổi độ đục của môi trường nuôi cấy Bacillus cereus có
bổ sung các chất thử nghiệm
Hình 3.34. Đồ thị thể hiện sự thay đổi độ đục của môi trường ni cấy Staphylococcus
aureus có bổ sung các chất thử nghiệm
Hình 3.35. Đồ thị thể hiện sự thay đổi độ đục của mơi trường ni cấy Pseudomonas
aeruginosa có bổ sung các chất thử nghiệm
Hình 3.36. Đồ thị thể hiện sự thay đổi của mối trường ni cấy Salmonella có bổ sung

các chất thử nghiệm
Hình 3.37. Dẫn xuất C-FA 6.0- (5); Dẫn xuất C-FA 4.5- (4); Chitosan- (3); C&FA- (2);
Acid ferulic - (1)
Hình 3.38. Quang phổ UV/Vis của dẫn xuất chitosan tạo ra ở pH 6.0 (C-FA 6.0), dẫn
xuất chitosan tạo ra ở pH 4.5 (C-FA 4.5), mẫu chitosan đối chứng (C), mẫu
acid ferulic (FA) và mẫu chitosan với acid ferulic khơng có sự tham gia của
laccase (C&FA)
Hình 3.39. Phổ IR của chitosan (C)
Hình 3.40. Phổ IR kết hợp dẫn xuất C-FA 6.0 và chitosan
Hình 3.41. Phổ IR kết hợp dẫn xuất C-FA 4.5 và chitosan

Trang 15


Hình 3.42. Phổ 1H-NMR của chitosan trong CD3COOD và D2O
Hình 3.43. Phổ 1H-NMR của C-FA 4.5 trong CD3COOD và D2O
Hình 3.44. Phổ 1H-NMR của C-FA 6.0 trong CD3COOD và D2O
Hình 3.45. Đồ thị thể hiện phần trăm độ giảm trọng lượng theo thời gian
Hình 3.46. Đồ thị biểu diễn sự thay đổi hàm lượng đường tổng theo thời gian
Hình 3.47. Đồ thị biểu diễn sự thay đổi hàm lượng vitamin C theo thời gian
Hình 3.48. Đồ thị biểu diễn sự giảm hàm lượng acid theo thời gian

Trang 16


LỜI CẢM ƠN
Chúng tôi chân thành cảm ơn Đại học Quốc gia TpHCM (ĐHQG-HCM) đã tài trợ
kinh phí cho việc thực hiện đề tài này.
Trong lúc thực hiện đề tài chúng tôi đã nhận được nhiều sự giúp đỡ cũng như các
điều kiện thuận lợi từ các đồng nghiệp ở Bộ mơn Sinh hóa, khoa Sinh học, Trường Đại

học Khoa học Tự nhiên, Đại học Quốc gia thành phố Hồ Chí Minh.

Trang 17


PHẦN 1: TỔNG QUAN TÀI LIỆU
1.1.

MỘT SỐ PHƯƠNG PHÁP BẢO QUẢN XỒI HIỆN NAY

1.1.1. Bảo quản bằng hóa chất
Bảo quản bằng hóa chất là phương pháp dùng hóa chất để diệt vi sinh vật gây
thối hỏng rau quả trong quá trình bảo quản.
Nhúng nước ấm: Để kiểm sốt bệnh than, nhúng vào nước ấm 5 phút ở 55oC,
15 phút ở 50-53oC hay 20 phút ở 47oC. Khi nhúng như vậy, màng sáp bên ngoài của
xoài bị bong, đồng thời làm sạch đất cát, vết bám [1].
Nhúng hóa chất: Để kiểm sốt nấm gây hại trên xồi, người ta sử dụng
Benomyl, Thiabendazol, Captan. Ở Nam Phi người ta khuyên dùng dung dịch
Benmyl 1 g/l để vừa chống nấm than vừa chống thối mềm. Có thể cho thêm
hydraure maleic để làm chậm chín [1].
Xơng hóa chất: Ở Ấn độ, người ta xơng etylen dibromua (EDB) với liều 28
g/m3 để diệt ruồi quả. Ở Nam Phi xông với liều 16 mg/l trong 6h. Ở Mỹ xơng 2h ở
21oC [1].
Gói giấy tẩm hóa chất: Xồi được bọc trực tiếp bằng giấy tẩm hóa chất, tốt
nhất là giấy sợi tẩm diphenyl (4.5-6.0 g/m2) [1].
Phương pháp bảo quản bằng hóa chất là phương pháp đơn giản, dễ thực hiện
và có thể áp dụng ở quy mơ lớn. Tuy nhiên, khi sử dụng cần phải xem xét bởi việc
dùng một loại hóa chất nào đó đều ít nhiều làm giảm khả năng tự đề kháng của rau
quả tươi và ảnh hưởng đến chất lượng của nó, mặt khác có thể ảnh hưởng đến sức
khỏe người dùng.

1.1.2. Bảo quản bằng chiếu xạ
Chiếu xạ là phương pháp sử dụng các tia ion hóa như tia X, α, β, γ,… có thể
làm mất khả năng tích tụ ATP, thậm chí phá vỡ liên kết ATP, giảm hoạt độ enzyme
tổng hợp ARN và ADN. Tùy theo liều chiếu xạ mà tác dụng lên xoài sẽ khác nhau:
diệt ruồi quả (0.5 kGy), diệt mọt hạt (2.5 kGy), làm chậm chín (10-15 kGy), tồn trữ
được 12-13 ngày ở 25-30oC (12-25 kGy) [1].

Trang 18


Ưu điểm của phương pháp này là nhanh, thuận tiện, có thể rau quả để trong
bao bì khi xử lý và quan trọng là khơng có dư lượng hóa chất độc hại trên nguyên
liệu. Tuy nhiên, chi phí cho phương pháp này khá cao, làm giảm sức đề kháng của
nguyên liệu, và sản phẩm có “mùi phóng xạ”.
1.1.3. Bảo quản nhiệt độ lạnh
Lạnh là phương pháp bảo quản rau quả tươi vừa cổ nhất, vừa phổ biến nhất.
Tuy nhiên, xoài là loại trái cây nhạy cảm với lạnh. Khi “xoài” bị cảm lạnh, ban đầu
sẽ xuất hiện các vết nâu ngoài vỏ, rồi các vết này lan toàn mặt vỏ, kém chống chịu
bệnh than. Vì thế, khơng bảo quản xồi chín dưới 12-13oC. Tuy nhiên cũng có
giống xồi trữ được ở 10oC mà không bị “cảm lạnh” [1].
Ở Ấn Độ, giống xồi xuất khẩu chủ lực Alphonso có thể bảo quản ở 5-6.5 oC
được sau 7 tuần, 7-9oC được 4-5 tuần. Ở Ơxtrâylia, xồi bảo quản ở 13oC được 3
tuần [1].
1.1.4. Bảo quản bằng điều chỉnh khơng khí
Bảo quản trong khơng khí được kiểm sốt
Bảo quản trong khí quyển kiểm soát (controlled atmosphere –CA) là phương
pháp bảo quản trong điều kiện phịng bảo quản kín, lạnh hoặc khơng lạnh, có hệ
thống thơng gió và cung cấp các khí oxy, nitơ, cacbonic với thiết bị đo nhiệt độ, độ
ẩm, các khí được kiểm soát một cách chặt chẽ. Trong điều kiện CA: 5% CO2, 5%
O2, ở 8.3-10oC, xoài Alphonso của Ấn Độ bảo quản được 7 tuần [1].

Bảo quản trong không khí cải biến
Bảo quản trong khơng khí cải biến (modified atmosphere –MA) là phương
pháp bảo quản bằng cách đựng rau quả tươi trong các túi chất dẻo như polyetylen
(PE), polyvinyl clorua (PVC), butadiene-styren (BS), khơng khí sẽ bị thay đổi do hơ
hấp của rau quả chứa trong đó. Ở Việt Nam, xồi cát Hịa Lộc bảo quản trong bao
PE có độ thấm oxy 2000 ml/m2.h được 15 ngày ở 10oC và 20oC. Nếu dùng bao PE
có độ thấm oxy 4000ml/m2.h hay bao PVC- Styren chỉ được 5-10 ngày. Nếu bảo
quản trong khơng khí 13oC thì chỉ được 2-3 tuần [1].

Trang 19


Hiện nay, phương pháp tốt nhất để kéo dài thời gian bảo quản rau quả tươi là
phương pháp hạ nhiệt độ môi trường bảo quản kết hợp với điều chỉnh khơng khí sẽ
làm chậm q trình sinh hóa xảy ra trong rau quả một cách hiệu quả mà không phải
dùng đến hóa chất. Tuy nhiên, các phương pháp này khá phức tạp, thiết bị đắt tiền,
chi phí bảo quản cao và thay đổi đối với các loại và các giống rau quả khác nhau
nên phương pháp này ít phổ biến.
Bảo quản bằng sử dụng 1 lớp màng bao
Màng bao là một loại màng dùng để bọc rau quả. Màng bao cần phải tạo các
lỗ hở li ti để có thể trao đổi khí ở mức độ cần thiết.
Màng bao có thể là màng sáp (hỗn hợp sáp tự nhiên từ các loại trái cây có bổ
sung thêm chất diệt nấm và phụ gia). Cụ thể, dung dịch Shellac 6 % hay sáp 7 % có
chứa 0.25 % diphenyl, kéo dài thêm 12.5 % thời gian trữ lạnh với xoài xanh, và 66100 % với xồi chín (so với mẫu đối chứng). Nhũ tương S có 2.7 % chất khơ, tăng
thời hạn tồn trữ lên 83 % [1].
Vì xu hướng chung là phát triển bền vững, địi hỏi phương pháp, hóa chất
không độc hại, thân thiện với môi trường nên hiện nay màng chitosan đang được
quan tâm nhiều bởi màng có vơ số những lỗ nhỏ cho sự trao đổi khí ở mức cần thiết,
có tính sát khuẩn và diệt nấm tốt. Xuan Zhu và cộng sự (2008) đã nghiên cứu ảnh
hưởng của màng chitosan trong việc bảo quản xoài, tác giả nhận định sự ứng dụng

màng bao chitosan có thể làm chậm q trình chín của trái xồi [65].
1.2.

BẢO QUẢN TRÁI CÂY BẰNG MÀNG BAO
MA là phương pháp đem lại hiệu quả kinh tế cao vì khơng cần hệ thống điều

chỉnh khí đắt tiền. Tuy nhiên, đây là một kĩ thuật khó thực hiện, ứng dụng vì sự
tương tác giữa trái cây và màng bọc rất phức tạp.
Khi bảo quản không sử dụng màng bọc, cường độ hô hấp cao và mất nhiều
nước, vi sinh vật dễ dàng xâm nhập vào trái cây, làm cho trái cây chín nhanh và
mau hư hỏng.

Trang 20


Tác nhân oxy hóa và
vi sinh vật gây bệnh

Sự xâm nhập của tác nhân oxy
hóa và vi sinh vật gây bệnh
CO2

Bảo quản
O2

Sự thốt hơi nước

Hình 1.1. Bảo quản trái cây không bọc màng
Trái cây bảo quản bằng màng bọc giúp giảm độ hấp thu O2 nên giảm cường
độ hô hấp. Màng ngăn chặn sự thoát nước, hạn chế sự xâm nhập của vi sinh vật, làm

cho trái cây chậm chín, kéo dài thời gian bảo quản.
Tác nhân oxy hóa và
vi sinh vật gây bệnh

Sự xâm nhập của tác nhân oxy
hóa và vi sinh vật gây bệnh
CO2

Bảo quản
O2

Sự thốt hơi nước

Hình 1.2. Bảo quản trái cây có bọc màng
Một số loại màng theo kĩ thuật này đã được áp dụng trong bảo quản như:
Polyetylen, Polyvinyl chloride, Low Density Polyetylen, Hight Density Polyetylen,
sáp, CMC, chitosan, màng có thể ăn được (polysaccharide, protein, lipid).
Sử dụng màng bao có chứa glucose oxydase và catalase để loại trừ O2
Glucose bị oxy hóa bởi oxy dưới tác dụng của glucose oxydase tạo ra
gluconate làm lượng oxy trong thực phẩm giảm, q trình hơ hấp bị ức chế, nên
thực phẩm kéo dài thời gian bảo quản.

Trang 21


Glucose oxydase
enzym
Gluconate

Glucose

Bề mặt thực phẩm

Bên
ngồi
bao
bì

Thực phẩm ở dạng lỏng

Bên trong bao bì

Hình 1.3. Loại trừ O2 từ thực phẩm
Dựa trên ngun lí này, laccase cũng có khả năng loại trừ oxy trong quá trình
bảo quản thực phẩm.
Laccase (polyphenol-oxydase) sử dụng oxy làm chất nhận điện tử, nếu
laccase được cố định và có khả năng hoạt động trong vật liệu tạo màng bọc trái cây
thì có thể làm giảm q trình hô hấp của trái cây, ức chế hoạt động của một số lồi
vi sinh vật hiếu khí gây hư hỏng trái cây.
Ưu nhược điểm của phương pháp bảo quản bằng enzyme
 Ưu điểm
Một số enzyme ứng dụng làm tác nhân bảo quản bởi chúng xúc tác phản ứng
hóa học cực nhanh. Enzyme không bị biến đổi trong phản ứng và có thể tái hoạt
động sau phản ứng biến đổi cơ chất. Bên cạnh đó, phương pháp sử dụng enzyme
trong bảo quản an toàn đối với sức khỏe người tiêu dùng và thân thiện với môi
trường.
 Nhược điểm
Enzyme dễ bị tác động bởi các yếu tố môi trường như nhiệt độ, độ ẩm, pH,
điều kiện hoạt động của enzyme rất khắc khe. Phương pháp này địi hỏi phải có một
tiến trình kỹ thuật đặc biệt trong việc sáp nhập enzyme vào vật liệu tạo màng và có

Trang 22


thể hoạt động trong màng bọc thực phẩm. Phương pháp này được chấp nhận song
có rất ít thử nghiệm thực tế.
Các vấn đề trái cây sau thu hoạch làm giảm chất lượng sản phẩm là:
 Sự trao đổi chất
 Sự thoát hơi nước
 Hư hỏng cơ học
 Tác động của vi sinh vật
Trong khi đó laccase là một enzyme oxy hóa khử sử dụng oxy phân tử làm
chất nhận điện tử. Theo tài liệu “Laccase và các ứng dụng của chúng” (Laccase and
their applications: a patent view) của tác giả Adinarayana Kunamneni và các cộng
tác viên, laccase còn được sử dụng khử oxy trong các sản phẩm chất béo (dẩu olive)
tăng thời hạn bảo quản. Việc lấy đi oxy phân tử trong khơng khí có ý nghĩa rất quan
trọng trong việc loại bỏ tác động của vi sinh vật cũng như ngăn ngừa một số quá
trình trao đổi chất đối với trái cây sau thu hoạch. Cùng với việc tạo màng cũng làm
giảm độ hấp thu O2 (giảm cường độ hơ hấp), ngăn sự thốt hơi nước, ngăn sự xâm
nhập của các loài vi sinh vật.
Sử dụng CMC làm chất tạo màng chỉ có ý nghĩa trong việc loại O2, loại bỏ
tác động của vi sinh vật, còn dẫn xuất chitosan được tạo ra nhờ laccase lại mang
theo hoạt tính sinh học tốt để tăng cao hiêu quản bảo quản xồi.
Bên cạnh đó khả năng phân hủy các chất hữu cơ khó phân hủy hoặc chất trừ
sâu, chất diệt cỏ cũng có thể giúp cho việc loại bỏ các chất này trên vỏ bên ngoài
của trái cây bị nhiễm vào trong quá trình trồng trọt. Tuy nhiên trong phạm vi đề tài,
nhóm thực hiện chưa đề ra mục tiêu này.
1.3.

CHITOSAN

Chitosan là một polymer tự nhiên có hoạt tính sinh học kháng khuẩn, kháng nấm
và chúng có khả năng tạo màng tốt. Do đó chitosan là một trong những lựa chọn
trong việc sử dụng bảo quản trái cây.
1.3.1. Chitosan

Trang 23


Chitosan được cấu tạo bởi các đơn phân β-(1-4)-2-amino-2-deoxy-Dglucose, nối với nhau bởi các liên kết β-(1-4)-glycoside, là sản phẩm của phản ứng
deacetyl hóa của chitin [21].
Chitosan có 3 nhóm chức năng phản ứng: một nhóm amine ở vị trí C-2, một
nhóm hydroxyl sơ cấp ở vị trí C-3 và một nhóm hydroxyl thứ cấp ở vị trí C-6 [10].
Độ hòa tan, khả năng phân hủy sinh học, khả năng phản ứng hóa học và hấp
thu của chitosan phụ thuộc nhiều vào số nhóm amine tự do trên mạch polymer, có
nghĩa là phụ thuộc nhiều vào thành phần của các đơn phân D-glucosamin bị acetyl
hóa và khơng bị acetyl hóa [9]. Các nhóm amine tự do (có pKa từ 6.2 đến 7.0) nhận
proton trong mơi trường acid có pKa nhỏ hơn 6.2 khiến cho chitosan có thể hịa tan
tạo dung dịch đồng nhất [9].
1.3.2. Hoạt tính sinh học chitosan
Hoạt tính kháng vi sinh vật
Allan và Hadwiger (1979) là những người đầu tiên công bố về khả năng
kháng khuẩn của chitosan, họ nhận thấy chitosan có tác động kháng đa dạng các vi
sinh vật (vi khuẩn, nấm men và vi nấm) [53].
Một số cơ chế kháng khuẩn của chitosan :
+ Sự tương tác tĩnh điện của nhóm amine tích điện dương (-NH3+) ở vị trí C2 của monomer glucosamine ở điều kiện pH thấp hơn pKa (~6.3) với những gốc
tích điện âm ở bề mặt tế bào của nhiều loại nấm và vi khuẩn. Kết quả của sự tương
tác này là làm thay đổi lớn bề mặt tế bào và tính thấm của màng tế bào dẫn tới việc
rò rỉ thành phần nội bào như protein, amino acid, glucose, lactate dehydrogenase và
chất điện giải; ngăn cản sự vận chuyển các chất thiết yếu đi vào tế bào [7], [22],

[24], [51], [53].
+ Chitosan tích điện dương có khả năng liên kết với DNA và nhờ vậy
chitosan có khả năng ức chế tổng hợp RNA và protein [24], [51], [53].
+ Chitosan có thể hoạt động như là tác nhân kìm kẹp kim loại, những yếu tố
vi lượng, hay các chất dinh dưỡng thiết yếu để sinh vật không dùng được [38], [51].

Trang 24


+ Chitosan có khả năng gắn kết gây đơng tụ, kết tủa tế bào vi khuẩn và dẫn
đến giết chết tế bào [41].
Một số nhân tố ảnh hưởng đến hoạt tính kháng khuẩn của chitosan
Hoạt tính kháng khuẩn của chitosan được cho rằng phụ thuộc chủ yếu vào
khối lượng phân tử (Mw) và độ deacetyl hóa (DD) của nó [51].
Liu và cộng sự (2001) đã quan sát những oligomer chitosan đã được đánh
dấu với Mw từ 5 – 8 kDa bên trong tế bào vi khuẩn E. coli cho thấy chúng đã thể
hiện hoạt tính kháng khuẩn tốt [33]. Xia và Wu (1996), Zheng và Zhu (2003) cho
kết quả hoạt tính kháng khuẩn E.coli của chitooligosaccharide (COS) cao hơn so
với chitosan [63], [67]. Goy và cộng sự (2009) cũng cho thấy chitosan có trọng
lượng phân tử thấp có hoạt tính kháng khuẩn cao hơn chitosan có trọng lượng phân
tử cao [51].
Bảng 1.1. Ảnh hưởng độ deacetyl hóa và trọng lượng phân tử của
chitosan đến hoạt tính kháng khuẩn [24]
Đặc tính hóa lý

Ảnh hưởng trên hoạt tính kháng khuẩn

DD tăng

Liên kết tĩnh điện trên màng tế bào tăng

Sự thay đổi tính thấm của màng tăng

Mw tăng

Sự thẩm thấu vào bên trong nhân tế bào giảm

Tuy nhiên các kết quả về hoạt tính kháng khuẩn của chitosan được cơng bố
bởi các tác giả đôi khi lại trái ngược nhau. Cụ thể, nghiên cứu của Hong Kyoon No
(2002) và cộng sự cho thấy chitosan có khối lượng phân tử cao có khả năng kháng
khuẩn tốt hơn chitosan có khối lượng phân tử thấp hơn [42]. Park và cộng sự (2004)
đã nghiên cứu hoạt tính kháng khuẩn của chitosan với mức độ deacetyl hóa khác
nhau trên 3 loài vi khuẩn Gram âm, và 5 loài vi khuẩn Gram dương cho thấy
chitosan với độ deacetyl hóa 75 % cho khả năng kháng khuẩn cao hơn khi so sánh
với chitosan có độ deacetyl hóa 50 % và 90 % [47]. Chung YC và cộng sự (2004)
khi nghiên cứu mối quan hệ giữa hoạt tính kháng khuẩn của chitosan với đặc điểm
bề mặt tế bào vi khuẩn cho thấy hoạt tính kháng khuẩn của chitosan đối với vi
khuẩn Gram âm mạnh hơn Gram dương [66]. Như vậy, ngồi Mw, DD cịn có
Trang 25


nhiều yếu tố khác ảnh hưởng đến hoạt tính kháng khuẩn của chitosan do đó mà các
kết quả nghiên cứu khơng hồn tồn thống nhất với nhau.
Hoạt tính kháng oxy hóa
Theo như Hisao Tomida và cộng sự (2009) nghiên cứu đặc tính kháng các
gốc tự do của chitosan khác nhau khi khối lượng phân tử và nồng độ chitosan khác
nhau. Cụ thể, nồng độ chitosan càng cao thì hoạt tính kháng oxy hóa càng cao.
Đối với các chitosan có khối lượng phân tử khác nhau thì kết quả cho thấy
chitosan có khối lượng phân tử thấp (<30 kDa) thì có đặc tính kháng oxy hóa cao,
chitosan có khối lượng phân tử lớn hơn thì có hoạt tính kháng oxy hóa thấp [21].
Xing và cộng sự (2005) cho thấy chitosan với trọng lượng phân tử càng thấp

thì tiềm năng “kìm kẹp” ion sắt càng cao [64]. Sự kẹp ion kim loại là một trong
những lý do tại sao chitosan có thể được xem như là chất kháng oxy hóa tiềm năng
cho sự ổn định lipid [49].
Kết quả nghiên cứu của Xie và cộng sự (2001) cơng bố rằng các nhóm amine
tự do đóng vai trị quan trọng trong hoạt tính kháng oxy hóa của chitosan, nhóm này
hấp thụ ion H+ trong dung dịch để hình thành nhóm –NH3+, đây là nhóm hóa học có
khả năng kết hợp với các gốc tự do để tạo thành những phân tử ổn định [62]. Park
và cộng sự (2004) khi nghiên cứu chitosan với mức DD 50 %, 75 %, 90 % lên khả
năng bắt các gốc 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH), gốc hydroxyl, gốc
superoxide, và gốc alkyl cho kết quả chitosan với độ DD càng cao thì hoạt tính
kháng oxy hóa càng cao [48]. Như vậy, nhóm amine tự do trong chitosan đóng vai
trị quan trọng trong hoạt tính bắt gốc tự do (bảng 1.2.)

Bảng 1.2. Ảnh hưởng độ deacetyl hóa và trọng lượng phân tử của
chitosan đến hoạt tính kháng oxy hóa [24].
Đặc tính hóa lý

Ảnh hưởng trên hoạt tính kháng oxy hóa

DD tăng

Hiệu quả bắt gốc tự do tăng

Mw tăng

Hiệu quả bắt gốc tự do giảm
Trang 26


Tiềm năng kìm kẹp ion kém

1.3.3. Ứng dụng của chitosan trong bảo quản trái cây
So với những polysaccharide khác, chitosan có các tính chất ưu việt như
phân hủy sinh học, kháng khuẩn, kháng nấm, khơng độc,... vì vậy, chitosan được
xem là một trong những polymer có giá trị nhất được dùng trong nhiều lĩnh vực y
dược, công nghệ sinh học, mơi trường, nơng nghiệp, mỹ phẩm, đặc biệt có nhiều
ứng dụng trong thực phẩm.
Thật vậy, hoạt tính kháng khuẩn và đặc tính tạo màng của chitosan làm cho
nó trở thành nguồn nguyên liệu tiềm năng trong bảo quản thực phẩm, cải thiện chất
lượng và thời gian sử dụng của các loại thực phẩm có các nguồn gốc khác nhau như
nơng nghiệp, gia cầm, thủy sản.
Nhiễm nấm, rối loạn sinh lý và trầy dập bên ngồi là những tổn thất chính
sau thu hoạch trái cây. Một trong những giải pháp tiềm năng để kéo dài thời gian dự
trữ các sản phẩm dễ hư hỏng là áp dụng lớp phủ, sau đó là bảo quản lạnh. Lớp phủ
như là một rào cản bảo vệ để giảm q trình hơ hấp và thốt hơi nước trên bề mặt
trái cây, làm chậm sự tăng trưởng của vi sinh vật, sự thay đổi màu sắc và cải thiện
chất lượng cấu trúc của các loại trái cây.
Trái cây phủ với một lớp màng bán thấm sẽ làm chậm q trình chín bằng
cách thay đổi khí CO2, O2, và mức độ ethylene của trái cây. Lớp phủ chitosan có
khả năng thay đổi khơng khí sau màng bao mà khơng gây ra q trình hơ hấp kỵ khí
bởi vì màng chitosan là màng thẩm thấu chọn lọc O2 hơn CO2. Vì vậy, màng bao
chitosan khả năng thay đổi khơng khí trong các mơ và có đặc tính kháng nấm nên
có tiềm năng kéo dài thời gian bảo quản và kiểm soát sự phân hủy của các loại trái
cây [19].
1.4.

ACID FERULIC

1.4.1. Acid Ferulic
Acid Ferulic (FA) có nguồn gốc từ quá trình biến dưỡng phenylalanine và
tyrosine bởi con đường Shikimate trong thực vật [34].

Trang 27


Nó có mặt trong hạt và lá ở dạng tự do hay ở dạng liên kết cộng hóa trị với
lignin và biopolymer khác. Trong lúa mì, FA là ester liên kết với carbohydrate.
Dạng đồng phân trans- của nó chiếm ưu thế và chiếm 90 % trong tổng số acid
phenolic trong bột mì. FA cũng được tìm thấy trong các loại trái cây, một số loại
rau quả như cam, cà chua, cà rốt, ngơ,...[34].
1.4.2. Cấu trúc hóa học
Acid ferulic (4-hydroxy-3-methoxy cinnamic acid) là một hợp chất phenolic,
nó có cấu trúc đặc biệt ba motif có thể đóng góp vào khả năng bắt gốc tự do của hợp
chất này [34].

Hình 1.4. Cấu trúc của acid ferulic [34]
Sự hiện diện của các nhóm cho điện tử trên vòng benzen (3-methoxy và quan
trọng hơn là 4-hydroxyl) của FA có thể làm chấm dứt chuỗi phản ứng gốc tự do.
Ngồi ra, nhóm acid cacboxylic trong FA với một liên kết đơi khơng bão hịa C-C
có thể cung cấp những vị trí tấn cơng cho các gốc tự do và do đó ngăn chặn chúng
tấn cơng màng. Ngồi ra, nhóm acid cacboxylic cũng hoạt động như cái neo của
FA, liên kết với màng lipid, cung cấp một sự bảo vệ chống q trình peroxy hóa
lipid. Vì vậy, sự hiện diện của những nhóm thế cho điện tử này làm tăng cường hoạt
tính kháng oxy hóa của FA [34].
1.4.3. Một số ứng dụng trong thực phẩm
Acid ferulic có nhiều hiệu quả sinh học bao gồm kháng khuẩn, kháng viêm,
chống dị ứng, chống huyết khối, kháng virus, kháng ung thư và giãn mạch [34] nên
được ứng dụng trong nhiều lĩnh vực y học, mỹ phẩm và có cả thực phẩm.

Trang 28

FA có độc tính thấp với LD50 (Lethal Dose, 50 %) là 2445 mg/kg trọng
lượng cơ thể chuột đực và 2113 mg/kg trọng lượng cơ thể chuột cái [54].
Tại Nhật Bản, FA được chấp nhận như là một phụ gia thực phẩm và sử dụng
như một chất chống oxy hóa tự nhiên trong các loại thực phẩm, đồ uống và mỹ
phẩm. Ngoài ra, ở Mỹ và hầu hết các nước châu Âu, các dịch chiết xuất tự nhiên từ
rau thơm, cà phê, đậu vani, một số cây gia vị và thực vật khác được đánh giá là có
hàm lượng FA cao, và được thêm vào các loại thực phẩm như một chất chống oxy
hóa đã được FDA phê duyệt [40]. Một số ứng dụng trong thực phẩm chính như sau:
Acid ferulic là một chất bảo quản
Acid ferulic lần đầu tiên được sử dụng tại Nhật Bản vào năm 1975 để bảo
quản cam và để ngăn chặn sự tự oxy hóa của dầu lanh, mỡ lợn, dầu đậu nành. Hỗn
hợp của FA và acid amino hoặc FA và dipeptide (glycylglycine, alanylalanine) đã
gây ra một tác dụng đồng ức chế trên quá trình peroxy hóa acid linoleic [15].
So với các chất phenolic khác, FA có hai lợi thế. Thứ nhất, FA có hoạt tính
kháng oxy hóa mạnh. Heinonen và cộng sự (1998) kiểm tra hoạt tính kháng oxy hóa
của acid galic, propyl gallate, acid caffeic, malvidin, delphinidin, catechin,
epicatechin, rutin, quercetin và acid ferulic trong hệ thống oxy hóa lecithinliposome. Kết quả FA đạt hiệu quả cao nhất trong sự ức chế quá trình oxy hóa lipid
và protein [20]. Một lợi thế nữa là FA ít bị ảnh hưởng nhiều bởi những thay đổi pH
hơn các hợp chất phenolic khác (acid chlorogenic, acid caffeic và acid gallic). Điều
này là rất quan trọng đối với thực phẩm bị xử lý kiềm (thực phẩm xử lý kiềm để
protein ngũ cốc và các loại đậu được bảo vệ hoặc để kích thích sự hình thành sợi
thịt cũng như protein thực vật hoặc để chuẩn bị bóc vỏ trái cây và rau quả) [13].
. FA có thể ức chế sự phát triển của vi khuẩn, nấm và nấm men. FA từ dịch
chiết của một số loài thực vật cho thấy có hoạt tính kháng khuẩn [54]. Lattanzio và
cộng sự (1994) thử nghiệm hoạt tính kháng nấm của 12 loại các hợp chất phenolic
với năm nấm (Sclerotinia sclerotiorum, Fusarium oxysporum, Alternia sp, Botrytis
cinerea và Penicillium digitatum) thì thấy rằng FA cho kết quả hoạt động cao nhất
[32]. Nó đã được báo cáo rằng feruloyl oligosaccharide ester cho thấy tác dụng ức

Trang 29