Theo dõi quy trình nuôi tảo làm thức ăn cho ấu trùng cá biển

PHẦN I.
LỜI MỞ ĐẦU
Việt Nam có lợi thế về diện tích mặt nước nuôi trồng thủy sản, tuy vậy khả năng ứng
dụng chưa cao. Từ trước những năm 1970, chúng ta chủ yếu tập trung khai thác mà chưa thực
sự quan tâm tới chính sách phát triển và bảo vệ nguồn lợi tự nhiên. Những năm gần đây cùng
với chính sách hỗ trợ của nhà nước, ngành đã có những bước phát triển quan trọng với quy mô
ngày càng lớn và diện tích ngày càng được mở rộng. Trong xu thế phát triển sản xuất thì nhu
cầu con giống ngày càng tăng và cần được giải quyết.
Ngày nay, cùng với sự phát triển của khoa học – kỹ thuật nhiều loài cá kinh tế, đặc biệt
là các loài cá biển đã được sản xuất giống nhân tạo thành công. Công nghệ sản xuất giống bao
gồm những giải pháp kỹ thuật quan trọng, trong đó vấn đề thức ăn và cách cho ăn khi ương ấu
trùng cá là khâu then chốt quyết định sự tăng trưởng và tỷ lệ sống của ấu trùng trong suốt quá
trình biến thái. Tảo là thức ăn có giá trị dinh dưỡng lớn, đặc biệt là protein (chiếm 50 – 60 %
trọng lượng khô), tiếp đó là lipid, hiđrocacbonat, các xit béo. Đã có nhiều nghiên cứu về dinh
dưỡng các đối tượng nuôi và mặc dù đã sản xuất nhiều thức ăn nhân tạo cho ấu trùng của cá,
tôm cũng như các đối tượng nuôi hải sản khác, nhưng không có loại thức ăn nào có thể so sánh
được với thức ăn tự nhiên.
G.G.Vinbe (1965) đã đánh giá vai trò của tảo: “Không có tảo thì không có nghề
cá”.Đúng vậy tảo là mắt xích đầu tiên trong chuỗi thức ăn ở môi trường biển, là thức ăn cần
thiết cho tất cả các giai đoạn trong ương nuôi các loài nhuyễn thể hai mảnh vỏ (Hàu, Ngao,
Điệp), giai đoạn ấu trùng của các loài động vật chân bụng và ấu trùng của một số loài cá biển
và tôm He … hoặc có thể là thức ăn gián tiếp cho ấu trùng các loài trên thông qua zooplankton
(luân trùng, giáp xác chân chèo, artemia). Vi tảo còn được nuôi trực tiếp trong các bể ương
nuôi ấu trùng cá biển trong “ kỹ thuật nước xanh” với vai trò làm ổn định chất lượng nước,
dinh dưỡng ấu trùng và kiểm soát vi khuẩn. Vì thế nhân sinh khối tảo luôn là công đoạn không
thể thiếu trong các trại nuôi trồng thủy sản.
Bên cạnh những nghiên cứu về tầm quan trọng của vi tảo thì việc nghiên cứu các kỹ
thuật nuôi trồng cho chất lượng tốt, năng suất sinh khối lớn cũng được nhiều người quan tâm
và chú ý phát triển. Nhằm bổ sung kiến thức thực tế, kết hợp lý thuyết với thực tiễn sản xuất,
tôi được trường phân công và trung tâm chấp nhận cho làm chuyên đề : “Theo dõi quy trình
nuôi tảo làm thức ăn cho ấu trùng cá biển”. Với mục tiêu là nắm vững kỹ thuật giữ giống, nuôi

sinh khối, thu được năng suất cao trong sản xuất và chủ động trong việc cung cấp thức ăn phục
vụ cho sản xuất giống cá biển.
Chuyên đề gồm có hai nội dung chính
+ Kỹ thuật lưu giữ giống tảo.
+ Kỹ thuật nuôi sinh khối.

1
Vũng Tàu, tháng 7 năm 2006
Sinh viên thực hiện
Đào thị Hằng
PHẦN II.
TỔNG QUAN TÀI LIỆU
2.1 Sơ Lược Về Tình Hình Nuôi Và Sử Dụng Một Số Loài Vi Tảo Trên Thế Giới Và
Việt Nam
2.1.1 Trên thế giới
Việc nghiên cứu tảo có từ lâu đời, nó gắn liền với sự ra đời của Kính hiển vi quang học
và việc tìm thấy tế bào đầu tiên do nhà tự nhiên học người Anh R.Hooke vào năm 1665. Tuy
nhiên, mãi đến năm 1910, Allen và Nelson lần đầu tiên nuôi tảo Silic để làm thức ăn cho một
số động vật không xương sống (Ryther và Goldman, 1975).
Năm 1939, Bruce và cộng tác viên đã phân lập và nuôi tảo đơn bào Isochrysis galbana
và Platymonas grossii để nuôi ấu trùng Hàu.
Năm 1940, Matsue phát triển phương pháp phân lập và nuôi thuần Skeletonema
costatum dùng làm thức ăn cho ấu trùng tôm Penaeus japonicus ở giai đoạn zoea đạt tỷ lệ
sống 30 % (thay vì trước đó chỉ đạt 1 %) (Liao,1983).
Ở Mỹ Chlorella được bắt đầu sản xuất đại trà năm 1950, (Đặng Đình Kim, 1999).
Năm 1953, các nhà khoa học (Tây Đức) đã sử dụng khí thải CO
2
của nhà máy công nghiệp
vùng Rubin để nuôi trồng tảo Chlorella sp và Scenedesmus acutus. Cũng loài tảo này, năm
1957, Tamiya và cộng sự ở viện sinh học Tokugama (Tokyo) đã công bố kết quả nuôi trồng

tảo Chlorella ở ngoài trời và cũng từ Chlorella họ chiết ra một hợp chất gọi là “nhân tố sinh
trưởng Chlorella” cùng với 15 loài Vitamin khác nhau, được ứng dụng rộng rãi trong y học
(Võ Hành, 1996).
Năm 1960, Scenedesmus được sản xuất đại trà ở Tiệp Khắc, Đức, Israel, Italia và một
số nước Đông Âu, đồng thời tảo Lam Spirulina được trồng đại trà ở Mêhico, Mỹ, Đài Loan,
Israel, Trung Quốc, Thái Lan, Ấn Độ và Việt Nam (Đặng Đình Kim, 1999).
Năm 1996 – 1997, Nhật Bản đã sản xuất tảo Chlorella đạt sản lượng 1 100 tấn/năm và
Trung Quốc sản xuất 2 798 tấn/năm tảo Spirulina để xuất khẩu (Yuan – Kun Lee, 1997).
2.1.2 Ở Việt Nam
2
Đầu những năm 1960 giáo sư Nguyễn Hữu Thước và các cộng sự đã tiến hành nhiều
thí nghiệm sử dụng sinh khối Chlorella vào thức ăn một số loài gia cầm, kích thích tăng
trưởng của tằm con (Đặng Đình Kim, 1999).
Những năm đầu 1970, sản xuất giống Hải Sản bắt đầu được quan tâm, trạm nghiên cứu
nuôi trồng thủy sản nước lợ Quý Kim – Hải Phòng đã kết hợp thu nuôi sinh khối tảo Silic làm
thức ăn cho ấu trùng tôm mang tính chất phục vụ sản xuất là chính đồng thời tiến hành một số
thí nghiệm nghiên cứu cơ bản.

Năm 1974 một số thí nghiệm nuôi tảo Skeletonema costatum trong điều kiện phòng thí
nghiệm được tiến hành ở trường Đại học Thủy Sản Nha Trang. Cũng loài tảo này năm 1989
tại trung tâm nghiên cứu thủy sản III, Nguyễn Thị Xuân Thu và các cộng tác viên đã tiến hành
một số thí nghiệm về môi trường nuôi cấy tìm hiểu khả năng phát triển của Skeletonema
costatum và Chaetoceros sp, sử dụng Skeletonema costatum để ương ấu trùng tôm sú ở giai
đoạn Zoea (Lê Viên Chí, 1996). Cũng trong thời gian này, liên doanh Việt Nam – Oxtrâylia về
sản xuất tôm giống, sử dụng Skeletonema costatum làm thức ăn cho ấu trùng đạt kết quả tốt
(Đặng Đình Kim,2000).
Năm 1996, Lê Viễn Chí nghiên cứu một số đặc điểm sinh học, công nghệ nuôi tảo
Silic Skeletonema costatum (Greville) Cleve làm thức ăn cho ấu trùng tôm biển.
Trần Thị Tho và cộng sự (2000) đã tiến hành những thí nghiệm nuôi đại trà Chlorella
pyrenoidosa tại bể 10 m

3
đối với môi trường đạm vô cơ có bổ sung hữu cơ (0.4% bột cá) và
dịch chiết đất (1%) (Đặng Đình Kim, 2002).
2.2 Vai Trò Của Thực Vật Nổi Trong Nuôi Trồng Thủy sản
Mặc dù các nghiên cứu về tảo được tiến hành muộn hơn các lĩnh vực khác trong ngành
nuôi trồng thủy sản nhưng với những gì đã ngiên cứu được cho thấy tảo có vai trò hết sức
quan trọng trong thành công của lĩnh vực sản xuất giống và nuôi thương phẩm hầu hết các đối
tượng nuôi trồng thủy sản. Tảo là thức ăn là thức ăn trực tiếp cho ấu trùng cá, tôm, động vật
thân mềm hai mảnh vỏ. Các nhà khoa học Việt Nam đã tiến hành thử nghiệm đưa tảo
Spirulina sinh khối vào thức ăn của cá Mè Trắng, Trắm Cỏ, Rô Phi với tỷ lệ 5% đã làm tăng tỷ
lệ sống và tăng trưởng của cá.
Tảo còn được dùng để sản xuất khối lượng lớn các động vật phù du (luân trùng, động
vật chân chèo, artemia). Các động vật phù du này lại được dùng làm thức ăn cho các giai đoạn
ấu trùng của một số loài tôm, cá. Ngoài ra, trong các bể ương ấu trùng cá biển, tảo còn có vai
trò ổn định chất lượng nước và kiểm soát vi khuẩn.
Bên cạnh vai trò làm thức ăn cho động vật thủy sản, tảo còn sản xuất ra lượng lớn khí
ôxi hoà tan vào ban ngày (khi tảo quang hợp) góp phần làm ổn định nhiệt độ và pH trong môi
trường của các ao, hồ khi tiến hành nuôi chung với động vật thủy sản.
3
Một số loài tảo như Chlorella ở Nhật Bản được đóng viên và sử dụng như một loại
thức ăn bổ dưỡng cho người (Đặng Đình Kim, 2000). Sử dụng Chlorell, Scenedesmus,
Spirulina vào khẩu phần thức ăn của gà với tỷ lệ 7,5 – 10% làm tăng tỷ lệ đẻ và hàm lượng
vitamine A trong trứng (Đặng Đình Kim, 2000).
Ngoài ra, tảo còn được sản xuất đại trà để chiết suất các hoạt chất như : Vitamine,
lipid, các sắc tố (carotenoit, chlorophyll( a,b,c1,c2), phycobiliprotein), cacbohydrat, một số
chất chống ôxi hoá. Một số loài tảo Lam có khả năng cố định đạm từ Nitơ không khí và có vai
trò quan trọng trong chu trình biến đổi nitơ nên tảo Lam là loại phân bón sinh học rất tốt cho
cây trồng. Tảo cũng là phương tiện làm sạch nước thải có hiệu quả với giá thành thấp nhất
(Đặng Đình Kim, 1999).
Nói chung tảo có số lượng loài rất lớn, đã được nghiên cứu và ứng dụng rộng rãi trong

dinh dưỡng, công nghiệp, y tế, thủy sản, nông nghiệp và bảo vệ môi trường. Tuy vậy, các
hướng nghiên cứu sản xuất đại trà một số loài tảo lại chủ yếu phục vụ cho sản xuất giống và
nuôi động vật thủy sản.
Bảng 1 Các lớp và giống vi tảo chủ yếu được nuôi trồng dùng cho nuôi
thủy sản (đã sửa đổi từ tài liệu của De Pauw và Persoone, 1998)
Lớp Giống Những thí dụ về áp dụng
Bacillariophyceae Skeletonema PL,BL,BP
Thalassiosira PL,BL,BP
Phaeodactylum PL,BL,BP,ML,BS
Chaetoceros PL,BL,BP,BS
Cylindrotheca PL
Bellerochea BP
Actinocyclus BP
Nitzchia BS
Cyclotella BS
Haptophyceae Isochrysis PL,BL,BP,ML,BS
Pseudoisochrysis BL,BP,ML
Dicrateria BP
Chrysophyceae Monochrysis (Pavlova) BL,BP,BS,MR
Prasinophyceae Tetraselmis (Platymonas) PL,BL,BP,AL,BS,MR
Pyramimonas BL,BP
Micromonas BP
4
Crytophyceae Chroomonas BP
Cryptomonas BP
Rhodomonas BL,BP
Cryptophyceae Chlamydomonas BL,BP,FZ,MR,BS
Chlorococcum BP
Xanthophyceae Olisthodiscus BP
Chlorophyceae Carteria BP

Dunaliella BP,BS,MR
Cyanophyceae Spirulina PL,BP,BS,MR
PL: ấu trùng tôm he Panaeid
BL: ấu trùng nhuyễn thể hai mảnh vỏ
ML: ấu trùng tôm nước ngọt
BP: hậu ấu trùng nhuyễn thể hai mảnh vỏ
AL: ấu trùng bào ngư; MR: luân trùng biển (Brachionus)
BS: tôm đồng muối (Artemia)
SC: động vật chân chèo nứoc mặn;
2.3 Giá Trị Dinh Dưỡng Của Vi Tảo
Tảo là nguồn bổ sung dinh dưỡng rất quan trọng của động vật thủy sản, là thức ăn
không thể thiếu ở tất cả các giai đoạn của các loài nhuyễn thể hai mảnh vỏ.
Mặc dù có những khác biệt trong thành phần sinh hoá của các lớp và các loài tảo
nhưng Protein luôn là thành phần hữu cơ chủ yếu (chiếm 12 – 35% trọng lượng khô của vi
tảo), tiếp đó là Lipid (7.2 – 23%) rồi đến Cacbohidrate (4.6 – 23%), (Brown, 1991).
Hàm lượng các axít béo không no (HUFA), đặc biệt là axít eicosapentaenoic (20:5n-3,
EPA), axít arachidonic (20:4n-6, ARA) và axít docosahexaonic (22:6n-3, DHA) đóng vai trò
quan trọng chủ yếu trong việc đánh giá thành phần dinh dưỡng của một loài tảo dùng làm thức
ăn cho các sinh vật biển. Nồng độ quan trọng của axít eicosapentaenoic (EPA) đều có mặt ở
các loài tảo khuê (Chaetoceros calcitraans, C.gracilic, S.costatum, T.pseudonana) và tảo
Platymonas sp và tảo Chroomonas salina (Volkman và cs, 1989).
Các vi tảo còn được coi là nguồn giàu axít ascorbic (0.11 – 1.62% trọng lượng khô).
Giá trị dinh dưỡng của tảo có thể biến đổi đàng kể theo môi trường nuôi. Thí dụ ảnh hưởng
của thành phần của môi trường nuôi lên thành phần gần đúng của các loài vi tảo khác nhau
(Brown và Miller, 1992).
Hàm lượng Protein trong mỗi tế bào vẫn được xem làmột trong những yếu tố quan
trọng nhất quyết định giá trị dinh dưỡng của vi tảo dùng làm thức ăn trong nuôi trồng thủy
sản. Protein cũng được chứng minh là thành phần nhạy cảm nhất với những biến động của
môi trường nuôi hơn những thành phần cấu tạo tế bào khác.
Bảng 2 Thành phần sinh hóa của một số loài tảo

5
Loài tảo Hàm lượng các chất (% trọng lượng khô)
Protein Lipid Carbohydrat Tham khảo
Spirulina platensis 46 – 50 4 – 9 8 – 14 Tipnis (1960)
S. platensis 62.5 3 8.5 Becker (1984)
S. maxima 65 2 20 Miller (1968)
S. maxima 60 – 71 6 – 7 13 –16 Duran (1980)
Chlorella vulgaris 51 – 58 14 – 12 12 – 17 Trubachev (1976)
C. pyrenoidosa 57 2 26 Aaroson (1980)
Scenedesmus obliquus 50 – 56 12 – 14 10 – 17 Soeder (1981)
S. obliquus 52 9 12.5 Becker (1984)
S. quadricauda 47 1.9 Hindak (1968)
Dunadiella salina 57 6 32 Parson (1961)
D. bioculata 49 8 4 Eddy (1956)
Euglena gracilis 39 – 61 14 – 20 14 – 18 Collyer (1955)
Skeletonema sp 37 4.7 20.8 Parson (1961)
Chaetoceros sp 35 6.9 66 Parson (1961)
Nanochloropsis oculata 35 18 7.8 Brow(1991)
Tetrselmis chui 31 10 12 Brow(1991)
Isochrysis galbana 20 23 12.9 Brow(1991)
Tuy nhiên, tốc độ sinh trưởng của các vật cho ăn bằng hỗn hợp các loài tảo khác nhau
thường cao hơn các vật chỉ được cho ăn bằng một loại tảo. Một loài tảo cá biệt có thể thiếu
một chất dinh dưỡng, trong khi một loài tảo khác có thể chứa chất dinh dưỡng đó và thiếu chất
dinh dưỡng khác. Do đó hỗn hợp cả hai loài tảo sẽ cung cấp cho các động vật một lượng đầy
đủ gồm cả hai chất dinh dưỡng. Việc xem xét chung các khía cạnh dinh dưỡng của các vi tảo
được sử dụng trong nuôi biển các loài nhuyễn thể hai mảnh vỏ, giáp xác và cá được trình bày
trong tài liệu của Brown và các tác giả khác (1989). Liao, 1983 cho rằng “không có loài tảo
đơn độc nào lại tốt nhất về mọi phương diện cho việc nuôi và sử dụng chúng làm thức ăn cho
động vật thủy sản”, nhưng hiện nay phương pháp sử dụng chỉ một loài tảo duy nhất vẫn là
phương pháp chủ yếu trong nuôi trồng.

2.4 Sơ Lược Về Đặc Điểm Sinh Học Của Một Số Loài Tảo Nuôi
2.4.1 Chlorella
Tảo Chlorella thuộc ngành tảo lục (Chlorophyta), là tảo đơn bào, tế bào hình cầu hoặc
hình ô van, không có tiên mao, không có khả năng di động chủ động, kích thước tế bào từ 5 –
7 µm tùy loài, tùy điều kiện nuôi và giai đoạn phát triển của tảo.
Chlorella phân bố rộng có thể sống ở độ mặn từ: 5 – 30 ‰, nhiệt độ: 15 – 35
0
C, pH:
7.5 – 8.5. Tại nơi có nguồn chất thải hữu cơ tảo phát triển đạt mật độ 50 x 10
6
tb/ml (Đặng
6
Đình Kim, 1999). Thành phần hoá học của Chlorella phụ thuộc vào sự có mặt của Nitơ trong
môi trường, khi đói đạm hàm lượng prôtêin giảm đi rõ rệt trong khi lượng Cabohyđrat và axít
béo lại tăng đáng kể. Đây là thức ăn tốt cho Brachionus plicatilis và ấu trùng tôm cá. (Hình 1).
2.4.2 Nannochloropsis oculata
Tảo Nanochloropsis oculata giống Chlorella nhưng kích thước bé hơn.
Nanochloropsis oculata phát triển tốt trong môi trường dinh dưỡng Walne (là môi
trường được bổ sung vitamin B
1
và B
12
), ở

độ mặn 18 – 26 ‰, nhiệt độ 25
0
C và mật độ nuôi
cấy ban đầu là 2 x 10
6
tb/ml (Vũ Dũng, 1998). Sinh trưởng và phát triển nhanh, trong điều

kiện tối ưu có thể đạt 24,5 g/m
2
.ngày và năng suất Lipid là 4 g/m
2
.ngày (Boussiba etal, 1986).
Trong điều kiện nuôi tốt, sau 7 ngày có thể đạt mật độ 95 x 10
6
tb/ml.
Nannochloropsis oculata là thức ăn thích hợp cho nuôi luân trùng Brachionus
plicatilis. (Hình 2)
2.4.3 Tetraselmis chui (= Platymonas sp)
Tảo Tetraselmis chui có tế bào hình dẹt, có 4 tiên mao, di động mạnh trong nước, sinh
trưởng chậm hơn Nannochloropsis oculata.
Môi trường tốt nhất cho sự phát triển của Tetraselmis chui: độ mặn 30‰, nhiệt độ
30
0
C (Vũ Dũng, 1998), Tetraselmis chui phát triển tốt trong môi trường dinh dưỡng Walne,
Guillard và Ryther. Thành phần axít béo của tảo này được đặc trưng bởi tỷ lệ axit béo không
no cao đặc biệt là C
18:3
(18.9 %), C
18:4
(7.5 %), C
20:5
(7.5 %), và C
22:6
(1.4 %) (Pohl và cộng sự,
1979).
Tetraselmis chui là thức ăn thích hợp cho ấu trùng hai mảnh vỏ (Pe Pauw, 1983) và
được sử dụng rộng rãi trong làm thức ăn cho ấu trùng tôm, bào ngư, Artemia và luân trùng.

(Hình 3).
2.4.4 Isochrysis galbana
Tảo Isochrysis galbana thuộc lớp Chrysophyceae. Có màu nâu vàng, kích thước từ 5 –
7 µm.
Tế bào chứa 7,07% khối lượng tịnh là lipid, tỷ lệ axít béo không no chiếm 60% tổng
lượng xít béo, Isochrysis galbana là một trong những loài vi tảo biển tích luỹ trong cơ thể
lượng chất béo rất cao, đôi khi chiếm tới 40% trọng lượng khô.
Isochrysis galbana là thức ăn tốt cho zooplankton (ấu trùng thân mềm hai mảnh vỏ,
copepoda và luân trùng) (Toonen, 1995). (Hình 4)
2.5 Một Số Yếu Tố Môi Trường Ảnh Hưởng Tới Sinh Trưởng Của Tảo Nuôi
2.5.1 Nhiệt độ
7
Nhiệt độ ao hồ nuôi biến động theo ngày đêm (cao nhất vào lúc 14h và thấp nhất vào 5
– 6h), theo mùa và theo độ sâu, những ao hồ có diện tích càng nhỏ thì biên độ dao động nhiệt
càng lớn, ở những ao hồ nhỏ ánh sáng mặt trời nhanh đốt nóng lớp nước bề mặt làm tỷ trọng
nước ở tầng này nhẹ hơn tầng dưới, do đó mà khả năng xáo trộn giữa các tầng nước kém làm
nước phân tầng rõ rệt.
Nhiệt độ ảnh hưởng rất lớn đến thực vật thủy sinh đặc biệt là phytoplankton, khi nhiệt
độ cao quá hoặc thấp quá có thể làm tăng hoặc giảm quá trình trao đổi chất gây rối loạn sinh lý
ở sinh vật.
Nhiệt độ mà đa số các loài tảo có khả năng chịu đựng là 16 – 35
0
C, nếu nhiệt độ thấp
hơn 16
0
C thì tảo phát triển kém, nhưng nếu cao hơn 35
0
C thì tảo sẽ chết. Nhiệt độ tối ưu cho
đa số các loài tảo là 20 – 24
0

C, tuy nhiên giá trị này biến đổi tuỳ loài.
2.5.2 Ánh sáng
Vi tảo là loài quang tự dưỡng, chúng sử dụng năng lượng ánh sáng mặt trời, dưỡng
chất và các khoáng vi lượng để tự tổng hợp chất hữu cơ cho cơ thể nên thời gian chiếu sáng và
cường độ ánh sáng ảnh hưởng rất lớn đến sự phát triển của tảo nuôi.
Tuy nhiên cường độ chiếu sáng và thời gian chiếu sáng phụ thuộc vào từng loài tảo,
mặc dù chúng sống và phát triển là nhờ quá trình tổng hợp chất hữu cơ dưới điều kiện ánh
sáng mặt trời nhưng thời gian chiếu sáng tối đa chưa hẳn là tốt nhất, ví dụ như tảo
Skeletonema costatum thì thời gian chiếu sáng 12h/24h (theo chu kỳ ngày đêm) là tốt nhất (Lê
Viễn Chí, 1996), cường độ chiếu sáng cũng phụ thuộc vào thể tích nuôi, thể tích nhỏ thì cường
độ chiếu sáng có thể nhỏ nhưng nếu thể tích nuôi lớn thì cường độ chiếu sáng phải lớn kết
hợp với s ục khí và đảo nước.
2.5.3 pH
pH có ảnh hưởng rất lớn đến đời sống của thủy sinh vật, mỗi loài sinh vật chỉ tồn lại
trong một khoảng pH nhất định, nếu tăng quá hoặc giảm quá sẽ gây rối loạn trao đổi chất của
sinh vật. Đặc biệt là đối với thực vật thủy sinh chúng sử dụng CO
2
cho quá trình tổng hợp chất
hữu cơ, làm dịch chuyển hệ cân bằng bicacbonat:
2HCO
3
-
⇔ CO
3
2-
+ CO
2
+ H
2
O (1)

CO
3
2-
+ H
2
O ⇔ HCO
3
-
+ OH
-
(2)
Khi tảo quang hợp phương trình (1) và (2) tích cực chuyển sang phía phải để chống lại
sự giảm CO
2
kết quả làm nước tích nhiều ion OH
-
làm pH tăng cao, khi tảo đạt mật độ cực đại
pH có thể ≥ 9.
pH trong bể nuôi còn có tác dụng kiểm soát H
2
S. Ở nhiệt độ 24
0
C:
+ Nếu pH = 5 thì 99,1% H
2
S ở dạng khí độc.
+ Nếu pH = 9 thì chỉ có 1% H
2
S ở dạng khí độc.
8

2.5.4 Độ mặn
Đối với các thực vật nổi như vi tảo thì độ muối ảnh hưởng rất lớn đến sinh trưởng và
phát triển, điều này thể hiện khi mưa lớn hoặc nắng lớn kéo dài có thể dẫn đến sự thay đổi
thành phần và số lượng các loài tảo trong các thủy vực tự nhiên, ngoài ra nó còn ảnh hưởng tới
sự phát triển của động vật phù du (zooplankton).
2.5.5 Sục khí
Sục khí là khâu rất quan trọng không thể thiếu trong nuôi vi tảo nhất là những bể nuôi
có độ sâu lớn. Sục khí có tác dụng đảo đều tảo (rất có ý nghĩa đối với những tảo có kích thước
tế bào lớn, dễ lắng) giúp các tế bào tiếp xúc đều với ánh sáng, dinh dưỡng, giảm hiện tượng
phân tầng nhiệt độ và còn có tác dụng lớn trong việc cung cấp CO
2
cho quang hợp của tảo.
Sục khí phải đảm bảo 24h/24h.
2.5.6 Ảnh hưởng của mật độ giống ban đầu lên sự phát triển của tảo
Trong các yếu tố ảnh hưởng tới sinh trưởng quần thể tảo, mật độ giống ban đầu cho
chúng ta khả năng tác động tích cực nhất. Trong cùng một điều kiện môi trường, mật độ giống
cao sẽ tạo khả năng sinh trưởng nhanh và đạt mật độ cực đại cao. Mật độ nuôi ban đầu mà
thưa thì ánh sáng dễ phân bố đều hơn trong cùng một thể tích nuôi, nhưng nếu mật độ ban đầu
mà thưa quá thì nó ảnh hưởng đến cạnh tranh phát triển của vi khuẩn. Ví dụ về tảo Sketonema
cotatum mật độ ban đầu là 2 x 10
4
tb/ml, phải sau 54 – 60h tảo mới đạt mật độ cực đại, nhưng
với mật độ ban đầu là 10 x 10
4
tb/ml thì chỉ sau 30 – 36h tảo đạt mật độ cực đại ( Lê Chí
Viễn,1996).
Tuy nhiên, lượng giống tảo sử dụng ở mức nào là do mục đích của người sử dụng.
Trong nhân sinh khối tảo để làm thức ăn cho động vật nuôi, người ta quan tâm nhất là khối
lượng sinh khối tảo đạt được trong thời gian nhất định nên mật độ tảo giống ban đầu thường
lớn.

2.6 Động Lực Học Sinh Trưởng
Đồ thị1 tăng trưởng chung của một số loài tảo
Sự tăng trưởng của các vi tảo trong điều kiện vô trùng được đặc trưng bởi 4 pha
+ Pha chậm hoặc pha cảm ứng
Pha này, mật độ tế bào tăng ít hoặc có thề không tăng, giai đoạn này tương đối dài khi
chuyền từ môi trường thạch sang môi trường lỏng. Việc chậm phát triển là do sự thích nghi
9
sinh lý của sự chuyển hoá tế bào để phát triển, nhưng tăng các mức enzym và các chất chuyển
hoá liên quan đến sự phân chia tế bào và sự chuyển hoá cácbon.
+ Pha sinh trưởng theo hàm số mũ
Trong pha này mật độ tảo tăng như hàm số mũ của thời gian t theo hàm lôgarit:
C
t
= C
o
.e
mt
Với C
t
và C
o
là các nồng độ tế bào tại thời điểm t và 0 tương ứng mà m= tốc độ sinh
trưởng đặc thù phụ thuộc chủ yếu vào loài tảo, cường độ ánh sáng và nhiệt độ.
+ Pha dừng
Ở pha này yếu tố hạn chế và tốc độ sinh trưởng được cân bằng, số tế bào sinh ra tương
đương với số tế bào chết đi, làm mật độ tảo không tăng hoặc tăng rất ít.
+ Pha tàn lụi
Trong pha cuối cùng này, chất lượng nước xấu đi và các chất dinh dưỡng suy kiệt tới
mức không thể duy trì được sự sinh trưởng. Mật độ tế bào giảm nhanh và quá trình nuôi cũng
kết thúc tại đây.

2.7 Một Số Phương Pháp Nuôi Tảo
2.7.1 Đặc điểm cơ bản của một số phương pháp nuôi tảo
Bảng 3 Đặc điểm của các phương pháp nuôi tảo
Phương
pháp
Đặc điểm Ưu điểm Nhược điểm
Nuôi trong
phòng
Nuôi ngoài
trời
Tảo được nuôi trong
phòng thí nghiệm hay
nhà kín
Tảo được nuôi trực
tiếp ngoài trời, sử
dụng nước biển, ánh
sáng tự nhiên.
Các yếu tố môi trường
như nhiệt độ, độ mặn,
ánh sáng được khống
chế thích hợp. Hạn chế
được tác động bên
ngoài, hạn chế nhiễm
tạp, nhiễm khuẩn. Quy
trình kỹ thuật được đảm
bảo. Sản xuất chủ động
Rẻ, đơn giản, có thể
nuôi với quy mô lớn.
Đầu tư kỹ thuật cao

và đắt tiền
Khó kiểm soát môi
trường mà hoàn toàn
phụ thuộc vào thời
tiết, khí hậu. Khi
điều kiện môi trường
10
Nuôi kín
Nuôi hở
Nuôi
chuyền
Tảo được nuôi trong
các dụng cụ kín như
ống nghiệm, bình tam
giác, túi nhựa.
Tảo được nuôi ngoài
trời hay trong phòng,
nuôi trong những ao
hay bể, không đậy
kín.
Nuôi trong phòng hay
ngoài trời. Tảo ở bể
thể tích nhỏ khi đạt
mật độ cao sẽ được
làm giống nuôi cấy
vào bể có thể tích lớn
hơn và cứ thế. Ở bể
sản xuất, tảo ở mật độ
cao sẽ được thu
hoạch.

Ít nhiễm tạp (tảo tạp, vi
khuẩn, protozoa hay
rotifer…). Chủ động
trong sản xuất.
Rẻ. Quy mô lớn.
Dễ thực hiện nhất. Phổ
biến nhất và đáng tin
cậy nhất.
biến đổi khắc nghiệt
sẽ làm tảo suy tàn và
chết, khó khắc phục.
Tảo nuôi dễ nhiễm
tạp. Khó chủ động
trong sản xuất.
Quy mô nhỏ. Đắt
tiền. Thao tác nuôi
cấy cẩn thận.
Dễ nhiễm tạp, ảnh
hưởng đến tảo nuôi.
Tốn nhiều công, ít
kinh tế. Chất lượng
tảo ở các bể lớn có
thể không đảm bảo.
2.7.2 Kỹ thuật nuôi tảo theo phương pháp nuôi chuyền
Có nhiều phương pháp nuôi tảo: Nuôi chuyền, nuôi liên tục, nuôi bán liên tục tùy vào
điều kiện cụ thể mà lựa chọn phương pháp nuôi phù hợp.
Do tính linh hoạt và dễ khắc phục những sai sót trong hệ thống nuôi nên biện pháp chủ
yếu trong phòng thí nghiệm là phương pháp nuôi chuyền. Đặc điểm của phương pháp này là
khi tảo đạt mật độ cao sẽ được làm giống nuôi cấy vào thể tích lớn hơn.
Trong phương pháp này cần các dụng cụ nuôi có nhiều thể tích từ 250 ml – 2000 lít.

Tảo được lưu giữ trong các ống nghiệm chứa 20 ml dung dịch dinh dưỡng hoặc trên môi
trường thạch. Đối với tảo roi cần chiếu sáng liên tục, riêng tảo khuê chỉ cần 12h/24h. Cường
độ chiếu sáng cho giai đoạn này là 750 – 1000 lux (tương đương hai bóng đèn Neon 40W),
nhiệt độ 25
0
C. Ở giai đoạn này không cần sục khí. Đối với môi trường lỏng trong ống nghiệm
phải tiến hành kiểm tra và lắc hàng ngày bằng máy hoặc lắc bằng tay. Tất cả các khâu ở giai
đoạn này đều tuyệt đối vô trùng, tránh nhiễm khuẩn và nhiễm tạp.
11
Tảo được lưu giữ khoảng một tháng sau đó tiến hành cấy sang mới vào bình tam giác
hoặc sang ống nghiệm khác.
Lấy 2ml tảo gốc từ ống nghiệm cấy vào bình Erlen 250 ml chứa 100 ml dung dịch dinh
dưỡng, đậy kín bằng nút cao su, sục khí nhẹ, cường độ chiếu sáng 1000 – 1500 lux.
Sau thời gian cấy tảo trong bình Erlen 250 ml từ 3 – 6 ngày (tảo đang phát triển ở pha
tăng trưởng), tiến hành cấy tảo qua các bình khác có thể tích lớn hơn. Thể tích tảo giống trong
các bình chiếm 2 – 10% thể tích nước nuôi mới. Các bình, keo được đặt trên các giá nuôi được
bố trí 4 đèn Neon, có sục khí, nhiệt độ cố định 25
0
C, độ mặn nước nuôi cũng được cố định ở
25‰, môi trường Walne được sử dụng ở giai đoạn này là 1 ml/l nước nuôi, cho một lần khi
mới cấy. Các bình, keo được đậy kín bằng nút cao su hoặc nắp nhựa và tất cả các dụng cụ nuôi
được sấy khử trùng. Các túi Nilon cũng được sử dụng trong giai đoạn này. Thời gian nuôi cấy
ở giai đoạn này có thể kéo dài 2 – 6 ngày song thường tiến hành sang mới sau 2 – 3 ngày nuôi.
Ở giai đoạn sản xuất tảo từ các keo hay bình lớn sẽ được nuôi cấy vào các thùng nhựa
có thể tích 100 lít. Sau đó chuyển dần tới bể 500 lít, 1m
3
, 2m
3
và 60 m
3

. Thể tích tảo giống ở
giai đoạn này thường bằng 10% thể tích nước nuôi mới, môi trường dinh dưỡng cho tảo lúc
này đa dạng: môi trường Walne, Guillard – F
2
, Liao hay phân vô cơ (phân bón nông nghiệp),
riêng môi trường Walne sử dụng với liều lượng 1 – 2 ml/10 lít nước nuôi. Ở giai đoạn này cần
sục khí mạnh còn các yếu tố khác (ánh sáng, nhiệt độ, độ mặn) phụ thuộc hoàn toàn vào tự
nhiên. Thời gian nuôi ở giai đoạn này thường ngắn, có thể một ngày hay 5 – 7 ngày nhưng ở
giai đoạn này thời gian nuôi dài dễ bị nhiễm tạp.
PHẦN III
NỘI DUNG –VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
3.1 Nội Dung Nghiên Cứu
3.1.1 Thời gian và địa điểm nghiên cứu
Thời gian nghiên cứu từ tháng 5 – 8 năm 2006.
Địa điểm: Trung Tâm Quốc Gia Giống Hải Sản Nam Bộ – Viện Nghiên Cứu Nuôi
Trồng Thủy Sản II.
3.1.2 Nội dung nghiên cứu
Theo dõi kỹ thuật lưu giữ giống tảo.
Theo dõi kỹ thuật nhân giống và nuôi sinh khối tảo.
3.2 Vật Liệu Nghiên Cứu
12
3.2.1 Tảo giống
Đối tượng là các loài tảo Nanochloropsis oculata, Tetraselmis chui (=Platymonas sp),
Isochrysis galbana và Chlorella sp được lấy từ phòng thí nghiệm của trung tâm.
3.2.2 Môi trường nuôi tảo
Có nhiều môi trường dinh dưỡng dùng để nuôi tảo như : Môi trường Walne, Guillard,
Ryther, Tamya, Ito và môi trường phân vô cơ. Nhưng trong phạm vi sản xuất, cơ sở sử dụng
hai loại môi trường chính là môi trường Walne (dùng trong nhân giống và nhân sinh khối
ngoài trời với các thể tích nhỏ) và môi trường phân vô cơ (dùng trong sản xuất sinh khối tảo ở
bể ximăng).

3.2.2.1 Thành phần và cách pha chế môi trường Walne
Bảng 4 Thành phần và cách pha chế môi trường Walne (dựa vào tài liệu của Laing, 1991)
Thành phần Số lượng (g)
Dung dịch A FeCl
3
(4) 0.8
MnCl
2
.4H
2
O

(5) 0.4
H
3
BO
3
(3) 33.6
EDTA (1) 45
NaH
2
PO
4
.2H
2
O/ (6)
KH
2
PO
4

.2H
2
O
20
NaNO
3
/ KNO
3
(2) 100
Tất cả pha đến 1 lít nước ngọt
Dung dịch B ZnCl
2
2.1
CoCl
2
.6H
2
O 2.0
(NH
4
)
6
Mo
7
O
24
.4H
2
O 0.9
CuSO

4.
5H
2
O 2.0
Tất cả pha đến 100 ml nước ngọt
Dung dịch C Vitamine B
1
200mg
Vitamine B
12
10mg
Tất cả pha đến 100 ml nước ngọt
+ Cách pha môi trường
- Cho 100 ml nước ngọt vào bình Erlen 2 lít, đun sôi rồi cho dung dịch A vào theo thứ
tự đánh số từ 1 – 6 (ở bảng trên), chú ý trong quá trình cho các chất vào bình kết hợp khuấy
mạnh, khi thấy tan hết mới cho các chất tiếp theo vào.
- Cho dung dịch B vào dung dịch A với liều lượng 1 ml/1 lít dung dịch A.
- Hấp tiệt trùng ở 121
0
C, 1 atm và trong 20 phút.
13
- Để nhiệt độ dung dịch trên xuống còn khoảng 50 – 60
0
C, trộn tiếp dung dịch C vào
dung dịch A với số lượng vitamin (B
1
:1 ống/ 1 lít dung dịch A, B
12
: 5 ống/1 lít dung dịch A).
- Cuối cùng ta có dung dịch A tổng hợp dùng để bón cho tảo. Liều lượng dùng ở phòng

thí nghiệm là 1 ml/1 lít tảo nuôi, nuôi ở ngoài trời dùng 1 – 2 ml/10 lít tảo nuôi.
3.2.2.2 Thành phần môi trường phân vô cơ
Bảng 5 Thành phần các chất trong môi trường dinh dưỡng phân vô cơ
3.2.3 Nước nuôi
Nước dùng trong nuôi tảo là nước biển xử lý theo quy trình
Nước biển bể chưa bể lắng lọc cát 1 lọc ozone bể xử lý
Chlorine Thiosunfate lọc cát 2 UV túi lọc bể nuôi
(30 ppm) (20 – 30 ppm) (50 µm)

Nước từ biển vào bể xử lý được xử lý bằng Chlorine 30 ppm, sau 24h trung hoà lượng
Chlorine dư bằng Natri Thiosulphat 30 ppm. Nước được chảy qua một hệ thống lọc tinh trước
khi cung cấp cho các bể nuôi tảo.
Nước dùng để giữ giống và nuôi sinh khối trong phòng thí nghiệm phải hạ độ mặn
xuống còn 25‰, hấp tiệt trùng ở 121
0
C, 1 atm trong 20 phút, sau đó để nguội nước ở nhiệt độ
phòng nuôi.
3.2.4 Môi trường agar
Pha môi trường agar 1.5% (pha 1.5 gam agar trong 100 ml nước), đun hoà tan agar trên
ngọn lửa Bunsen khi thấy agar tan hết đem hấp tiệt trùng ở 121
0
C, 1 atm trong 20 phút, để
nhiệt độ xuống còn 50 – 60
0
C, cho Vitamine vào lắc đều rồi đổ ra đĩa Petri hoặc ống nghiệm
(đã khử trùng) với thể tích agar bằng 1/3 thể tích đĩa Petri và 20 ml đối với ống nghiệm. Đặt
ống nghiệm nằm nghiêng sao cho diện tích bề mặt agar là lớn nhất. Sau đó để nguội agar
trong tủ cấy vô trùng.
3.2.5 Các thiết bị và dụng cụ
3.2.5.1 Thiết bị và máy móc

Thành phần Khối lượng (g/m
3
)
SA (Sunfat Amonium) 100
Urê 10
Lân 15
14
+ Tủ giữ tảo có điều kiện: ánh sáng 3 000 lux, nhiệt độ: 25
0
C, độ ẩm 60 – 70%.
+ Máy sấy dụng cụ Drying oven MOV – 212
+ Máy hấp nước Hiclave HVE – 50
+ Một số dụng cụ khác như : Kính hiển vi quang học, buồng đếm hồng cầu, máy đo pH
Themov orinon Model 280A, máy đo Ammonia DR2010, tủ cấy vô trùng, đèn cồn, khúc xạ
kế…
+ Giàn nuôi tảo được bố trí các bóng đèn Neon 40W, cường độ chiếu sáng từ 6 000 –
10 000 lux, hệ thống các ống và dây sục khí.
+ Hệ thống sục khí bao gồm máy bơm, các ống nhựa PVC, các dây khí và bộ lọc khí.

Đầu đầu khí ra
khí bông than củi bông
vào hoạt tính
Sơ đồ 1 Cấu tạo bộ lọc sục khí
3.2.5.2 Các dụng cụ nuôi tảo
Các bình Erlen thể tích từ 0.25 – 2 lít; các bình hình trụ có thể tích từ 3 – 10 lít; túi
nilon; thùng nhựa 100 lít ; các bể Composite có thể tích từ 0.5 – 2 m
3
; bể ximăng 60 m
3
; các

hoá chất và dụng cụ khác.
3.3 Phương Pháp Nghiên Cứu
3.3.1 Phương pháp lưu giữ giống tảo
Giữ giống là biện pháp bảo quản kỹ thuật nhằm giữ giống gốc để chủ động trong quá
trình sản xuất.
Việc chọn tảo giống để giữ và nuôi sinh khối rất quan trọng trước hết (là phải xét đến
tính ăn của động vật phù du (luân trùng, artemia, copepoda), tiếp đó là năng suất nuôi trồng,
thành phần dinh dưỡng của vi tảo, khả năng chống chịu tốt với điều kiện ngoại cảnh, tình hình
phân bố, không chứa độc tố, dễ tiêu hoá…
Yêu cầu giữ giống: giống sạch không nhiễm tạp, vì thế tất cả các thao tác kỹ thuật
trong cấy và giữ giống tảo đều phải đảm bảo vô trùng. Trong sản xuất người ta thưỡng giữ lại
hai loạt giống gốc, một loạt dùng cho nuôi cấy ban đầu để phục vụ các hệ thống sản xuất (giữ
giống trong môi trường lỏng), còn loạt kia chỉ được xử lý khi cần lưu giữ giống (giữ giống
trong môi trường thạch).
15
Tảo sau khi cấy được giữ ở điều kiện ánh sáng yếu cường độ chiếu sáng 3 000 lux (ánh
sáng nhân tạo bằng đèn Neon), nhiệt độ 25
0
C, độ ẩm 60 – 70 %. Sau 2 – 3 ngày sẽ thấy tảo
phát triển, khoảng 4 – 5 ngày thấy có màu đặc trưng của tảo. Hàng ngày kiểm tra sự phát triển
của tảo, nếu thấy nhiễm khuẩn thì phải loại bỏ ngay để tránh sự lây nhiễm. Thời gian giữ tảo là
8 tuần, thường sau 4 tuần tiến hành nuôi cấy mới.
Tảo giống: Gồm các loài tảo Nannochloropsis oculata, Chlorella sp, Isochrysis
galbana và Tetrselmis chui.
3.3.1.1 Giữ giống trên môi trường thạch
a/ Chuẩn bị
+ Ống nghiệm, đĩa petri được sấy khử trùng
+ Môi trường nuôi tảo
+ Pha môi trường agar
+ Hấp tiệt trùng dung dịch agar và bông cấy.

+ Đổ môi trường thạch. Môi trường thạch sau khi hấp tiệt trùng để nguội khoảng 50 –
60
0
C cho Vitamine vào, lắc đều rồi đổ vào ống nghiệm hoặc đĩa petri (đã sấy khử trùng) sao
cho lượng agar trên mặt đĩa chiếm khoảng 1/3 thề tích đĩa petri hoặc cho 20 ml agar vào ống
nghiệm rồi đặt ống nghiệm nằm nghiêng sao cho diện tích bề mặt agar là lớn nhất.
b/ Cấy tảo
Chọn ống nghiệm hoặc đĩa thạch nào có dãy tảo lên đẹp để giữ giống, dùng bông cấy
(chọn điểm nào tảo phát triển đẹp nhất để lấy)
Cấy tảo theo hình zic zắc.
Khử trùng miệng của ống nghiệm và đĩa petri bằng ngọn lửa đèn cồn. Gián kín miệng
ống hoặc đĩa bằng giấy parapin (tránh nhiễm tạp trong quá trình giữ giống).
Tảo từ môi trường lỏng trong ống nghiệm được cho vào falcon 15 ml ly tâm ở 3000
vòng/phút trong 1 phút (tảo sẽ lắng ở phần đáy), bỏ lớp nước ở trên đi, phần còn lại cho vào
máy lắc, lắc đều rồi dùng bông cấy lấy tảo, các thao tác tương tự trên.
3.3.1.2 Giữ giống trong môi trường lỏng
a/ Môi trường nuôi
+ Nước biển xử lý
16
+ Môi trường dinh dưỡng Walne (1 ml/l nước nuôi).
b/ Phương pháp cấy tảo từ môi trường thạch sang môi trường lỏng
Chọn trên đĩa thạch có tảo phát triển tốt dùng que cấy tròn lấy tảo giống từ đĩa thạch
(chọn đường cấy có tảo phát triển tốt nhất) và cho vào ống nghiệm đựng 10 ml nước biển có
chứa môi trường dinh dưỡng, lắc đều bằng máy lắc, đậy kín nắp ống nghiệm và gián kín bằng
giấy parapin.
c/ Phương pháp nuôi
+ Giữ giống trong tủ nuôi tảo có điều kiện 25
0
C, độ ẩm 60 – 70
0

C, ánh sáng 3000 lux.
+ Hằng ngày tiến hành lắc tảo bằng máy lắc
+ Sau 2 – 3 ngày sẽ thấy tảo phát triển.
3.3.2 Nhân sinh khối một số loài tảo
3.3.2.1 Nhân sinh khối trong phòng thí nghiệm
a/ Chuẩn bị
+ Dụng cụ
- Các bình nuôi tảo trong phòng thí nghiệm có thể tích từ 0.1 – 10 lít, túi nilong.
- Khử trùng bình nuôi: Trong nuôi tảo, đặc biệt là nuôi cấy giống trong phòng thí
nghiệm thì tất cả các khâu đều phải vô trùng (tránh nhiễm tạp).
Các bình nuôi tảo sau khi nuôi phải được rửa sạch bằng xà bông, sau đó rửa kỹ lại bằng
nước ngọt, để bình khô rồi sấy khử trùng ở điều kiện 170
0
C, 1atm trong 2 giờ.
+ Nước nuôi tảo
Nước nuôi tảo ở phòng thí nghiệm là nước biển được xử lý, có độ mặn 25
0
/
00
, được hấp
tiệt trùng ở 121
0
C, 1 atm trong 20 phút. Sau đó để nguội nước ở nhiệt độ phòng.
b/ Cấy tảo
Lấy 10 – 20 ml tảo gốc từ ống nghiệm cấy vào bình tam giác 100 ml chứa 50 – 80 ml
dung dịch dinh dưỡng Walne.
17
Đậy bình bằng nút cao su có lỗ thông khí. Sau thời gian 3 – 6 ngày khi tảo ở pha logarit
tiến hành cấy sang thể tích mới, ở các giai đoạn này tảo giống dùng với tỷ lệ 10 – 20 % thể tích
nuôi mới.

c/ Phương pháp nuôi tảo
Các bình nuôi trong phòng thí nghiệm có các điều kiện tương đối ổn định. Nhiệt độ 25
0
C, ánh sáng và sục khí 24/24 giờ. Ở các thể tích nhỏ hơn một lít sục khí nhẹ và ánh sáng yếu
(2 bóng đèn Neon 40W). đối với các thể tích lớn hơn hai lít bố trí sục khí mạnh, cường độ ánh
sáng lớn (4 bóng đèn Neon 40W).
3.3.2.2 Nhân sinh khối ngoài trời
a/ Chuẩn bị
+ Các dụng cụ nuôi tảo
- Các thùng có thể tích 100 lít, các bể Composite có thể tích từ 0.5 – 2 m
3
và các bể xi
măng có thể tích 60 m
3
.
- Các dụng cụ sau khi kết thúc 1 đợt nuôi phải tiến hành khử trùng bằng xà bông, sau
đó rửa kỹ lại bằng nước ngọt (đối với các loài tảo kích thước nhỏ như Nanochloropsis oculata
và Chlorella sp thì phải khử trùng bể bằng Chlorine 3 – 5 ppm).
+ Nước nuôi tảo là nước biển xử lý.
b/ Cấy tảo
Áp dụng phương pháp nuôi mẻ (trong quá trình nuôi không thêm bất kỳ chất gì vào
môi trường nuôi tảo).
+ Tảo giống được lấy từ phòng thí nghiệm.
+ Mật độ cấy ban đầu tùy loài, thường thể tích giống bằng 2 – 10 % thể tích nước nuôi
ban đầu.
+ Cấy nhân giống từ thể tích nhỏ tới thể tích lớn, sau 2 – 3 ngày khi tảo đang ở pha
tăng trưởng thì tiến hành cấy sang mới.
c/ Phương pháp nuôi
Hệ thống sục khí mạnh, đều hoạt động liên tục 24/24 giờ. Anh sáng, nhiệt độ phụ
thuộc vào điều kiện tự nhiên, các bể nuôi tảo được bố trí ngoài trời không có mái che. Hằng

ngày kiểm tra sục khí, kiểm tra mức độ nhiễm tạp của tảo dưới kính hiển vi.
Tảo giống Ống nghiệm Bình Erlen Bình hình trụ
18
Túi nilon
từ agar (0.1 – 2 lít) (5-10 lít)

Bể ximăng Bể composite Thùng nhựa
(60 m
3
) (0.5 – 2 m
3
) (100 lít)
Sơ đồ 2 Phương pháp nhân giống từ thể tích nhỏ tới thể tích lớn
3.3.3 Phương pháp theo dõi tốc độ phát triển của tảo
3.3.3.1 Bố trí thí nghiệm
+ Đối tượng: Nanochloropsis oculata, Tetrselmis chui, Isochrysis galbana, Chlorella sp.
+ Thể tích bình nuôi: tất cả nuôi ở thể tích 2 lít
+ Mỗi loài bố trí ba đợt, mỗi đợt hai bình
+ Các điều kiện nuôi tương đối ổn định: nhiệt độ 25
0
C, độ mặn 25‰, cường độ chiếu
sáng từ 6 000 – 10 000 lux, chiếu sáng và sục khí 24/24h.
+ Mật độ giống ban đầu tuỳ loài:
Nanochloropsis oculata: 10 – 11 triệu tb/ml
Platymonas sp: 2 – 3 triệu tb/ml
Isochrysis galbana: 8 – 9 triệu tb/ml
Chlorella sp: 6 – 7 triệu tb/ml
3.3.1.2 Phương pháp theo dõi tốc độ phát triển của tảo
+ Hàng ngày đếm mật độ tảo.
+ Dùng buồng đếm hồng cầu để đếm số lượng tế bào tảo trực tiếp dưới kính hiển vi

nhằm xác định được thời gian phát triển của các pha.
+ Tổng kết số liệu và vẽ đồ thị tăng trưởng của các loài tảo.
+ Cấu tạo của buồng đếm hồng cầu
- Mỗi buồng đếm có các Block: A, B, C, D, và E
- Mỗi Block: A, B, C, D được chia làm 16 ô vuông nhỏ, mỗi ô vuông có diện tích 1
mm
2
, sâu 0.1 m nên thể tích của mỗi ô sẽ là 0.1 mm
3
Nếu đếm tảo trong mỗi 4 ô này là X thì mật độ tảo là:
19
d(tb/ml) = X x 10
4
(tb/ml)
- Riêng Block E được chia làm 25 ô vuông nhỏ, mỗi ô có thể tích là 1/25 x 0.1 mm
3
(0.004 mm
3
= 0.000004 ml = 4 x 10
-6
ml), mỗi ô vuông nhỏ lại được chia làm 16 ô vuông nhỏ
hơn.
Nếu đếm tảo trong mỗi ô nhỏ (trong 25 ô vuông) là X thì mật độ tảo là:
d(tb/ml) = X/V = X/4 x 10
6
(tb/ml)
Trong đó: d : mật độ tế bào (tb/ml).
X: số tế bào trung bình của 1 ô (bằng tổng số tế bào đếm được/số ô đếm).
V: thể tích của ô đếm.
3.3.4 Theo dõi sự biến động của một số yếu tố môi trường

3.3.4.1 Biến động pH
Sử dụng máy đo pH Themor orinon. Model 280 A để đo. Đối với các lô thí nghiệm thì
đo vào các pha: pha chậm (1), pha tăng trưởng (2) và pha dừng (3). Ở ngoài các bể nuôi sinh
khối, đo pH lúc mới cấy tảo và lúc thu hoạch (cấp tảo vào bể nuôi luân trùng hoặc bể cá
ương).
3.3.4.2 Amonia (NH
3
– N)
Đo Amonia bằng phương pháp Idophenol. Đối với các lô thí nghiệm thì đo vào các
pha: pha chậm, pha tăng trưởng và pha dừng. Ở ngoài các bể nuôi sinh khối, đo Amonia lúc
mới cấy tảo và lúc thu hoạch.
3.3.4.3 Nhiệt độ
- Đo nhiệt độ 2 lần/ngày vào 6h và 14h mỗi ngày.
- Sử dụng nhiệt kế thủy tinh để đo.
3.3.3.4 Độ mặn
Sử dụng khúc xạ kế để đo độ mặn hàng ngày.
3.3.5 Các chỉ tiêu theo dõi
+ Theo dõi sự phát triển của một số loài tảo nuôi.
20
+ Theo dõi ảnh hưởng của yếu tố nhiệt độ và độ mặn lên sự phát triển của các loài tảo
nuôi.
+ Theo dõi biến động hàm lượng Amonia và pH trong quá trình phát triển của các loài
tảo nuôi.
3.3.6 Phương pháp xử lý số liệu
Sử dụng phần mềm Excel để xử lý số liệu.
21
PHẦN IV.
KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU
4.1 Theo Dõi Quy Trình Lưu Giữ Giống Trong Phòng Thí Nghiệm
4.1.1 Lưu giữ giống trên môi trường thạch

Bảng 6 Kết quả lưu giữ giống trên môi trường thạch
Loài tảo Số mẫu Bắt đầu
mọc (ngày)
Mọc đều
(ngày)
Mọc dày
(ngày)
Thời gian lưu
giữ ngày
N. oculata 6 2.5±0.5 4.5±0.5 8±0.5 32±5.0
T. chui 6 3±1.0 6±1.0 9±1.5 38.5±7.5
I. galbana 6 2.5±1.0 5±1.5 8±2.0 36±4.0
C. vulgaris 6 2±0.5 4±0.5 6±1 27±3.0
+ Qua thời gian theo dõi cho thấy trong điều kiện tủ giữ tảo (nhiệt độ 25
0
C, độ ẩm 60
– 70 %, cường độ ánh sáng 300 lux) thì đa số các loài tảo đều phát triển tốt. Sau khi cấy 2 – 3
ngày tảo bắt đầu mọc (tùy loài), sau 4 – 6 ngày tảo mọc điều, có màu sắc đặc trưng của giống,
từ ngày thứ 6 – 8 trở đi tảo mọc dày, màu đậm dần.
+ Sau 3 – 4 tuần thì tiến hành cấy nhân giống ở môi trường lỏng hoặc cấy giữ giống lại
trên môi trường thạch.
+ Có thể giữ giống tảo trên môi trường thạch 7 – 8 tuần.
+ Trong các mẫu theo dõi thì tôi thấy đa số phát triển nhanh, đều, màu sắc đẹp, nhưng
có 1 mẫu của tảo I. galbana có bị nhiễm tảo Lục trong quá trình giữ giống.
+ Kết quả thành công (trong các đợt theo dõi) đạt tỷ lệ khá cao 95,8 %.
4.1.2 Lưu giữ giống trên môi trường lỏng
Bảng 7 Kết quả lưu giữ giống trên môi trường lỏng
Loài tảo Số mẫu Bắt đầu
mọc (ngày)
Mọc đều

(ngày)
Mọc dày
(ngày)
Thời gian lưu
giữ ngày
N. oculata 6 1.5±0.5 4.0±0.5 6.0±0.5 15.0±3.0
T. chui 6 2.5±0.5 4.5±0.5 7.5±0.5 22.0±4.5
I. galbana 6 2.0±0.5 4.5±0.5 7.0±0.5 16±2.5
C. vulgaris 6 1.5±0.5 4.0±0.0 6.0±0.5 16±3.0
+ Tảo giống ở môi trường lỏng sau 1 – 3 ngày bắt đầu mọc, sau 4 – 5 ngày tảo mọc
điều, có màu sắc đặc trưng của giống, từ ngày thứ 6 – 8 trở đi tảo mọc dày, màu đậm dần.
22
+ Trong quá trình theo dõi thì củng có 1 mẫu I. galbana ở môi trường lỏng bị nhiễm tảo
Lục.
4.2 Theo Dõi Quy Trình Nhân Sinh Khối Một Số Loài Tảo
4.2.1 Nhân sinh khối trong phòng thí nghiệm
4.2.1.1Nhân sinh khối tảo ở thể tích 0.5 lít
Bảng 8 Mật độ tảo nuôi ở thể tích 0.5 lít
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng
trưởng
Mới cấy Thu hoạch
N. oculata 3 7.4 ± 0.53 27.8 ± 1.71 3 275.7
T. chui 3 1.92±0.11 5.93±0.59 3 208.9
I. galbana 3 5.7±0.36 20.7±2.71 3 263.2
C. vulgaris 3 4.7±0.26 20.8±1.39 3 342.6
+ Ở thể tích 0.5 lít các loài tảo phát triển tương đối nhanh, sau 3 ngày nuôi tảo N.

oculata tăng 275.7 % so với giống ban đầu
T. chui tăng 208.9 % so với giống ban đầu
I. galbana tăng 263.2% so với giống ban đầu
C. vulgaris tăng 342.6 % so với giống ban đầu
4.2.1.2Nhân sinh khối tảo ở thể tích 1 lít

Bảng 9 Mật độ tảo nuôi ở thể tích 1 lít
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng
trưởng
Mới cấy Thu hoạch
N. oculata 3 7.23±0.25 25.27±1.50 3 249.5
T. chui 3 2.21±0.17 6.36±0.31 3 187.8
I. galbana 3 4.2±0.26 13.8±2.15 3 228.6
C. vulgaris 3 9.1±0.57 42.8±0.85 3 370.3
+ Ở thể tích 1 lít, sau 3 ngày nuôi tảo
N. oculata tăng 249.5 % so với giống ban đầu
T. chui tăng 187.8 % so với giống ban đầu
I. galbana tăng 228.6 % so với giống ban đầu
C. vulgaris tăng 370.3 % so với giống ban đầu
23
4.2.1.3Nhân sinh khối tảo ở thể tích 2 lít
Bảng 10 Mật độ tảo nuôi ở thể tích 2 lít
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml)
Mới cấy Thu hoạch

N. oculata 3 10.6±1.2 24.0±3.7 2 126.4
T. chui 3 3.09±0.42 6.67±0.15 2 115.9
I. galbana 3 8.4±0.36 18.0±0.42 2 114.3
C. vulgaris 3 7.4±0.2 17.3±0.9 2 133.8
Ở thể tích 2 lít, sau 2 ngày nuôi tảo
N. oculata tăng 126.4 % so với giống ban đầu
T. chui tăng 115.9 % so với giống ban đầu
I. galbana tăng 114.3 % so với giống ban đầu
C. vulgaris tăng 133.8 % so với giống ban đầu
4.2.1.4 Nhân sinh khối tảo ở túi nilon
Bảng 11 Mật độ tảo nuôi ở túi nilon
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng trưởng
Mới cấy Thu hoạch
T. chui 3 1.13±0.1 3.7±0.8 3.5±0.5 236.4
N.Oculta 3 7.6±1.1 25.3±2.5 3.5±0.5 232.9
+ Nuôi ở túi nilon là một bước chuyển tiếp để nhân giống ở các thể tích lớn ngoài trời.
+ Với mật độ giống ban đầu 1.13±0.1 (x 10
6
tb/ml) đối với T. chui và 7.6±1.1 (x 10
6
tb/ml) đối với N.Oculta, sau 3 – 4 ngày nuôi mật độ T. chui đạt 3.7±0.8 (x 10
6
tb/ml) tăng
24
trưởng 236.4 % so với giống ban đầu, mật độ N.Oculta sau 3 – 4 ngày nuôi đạt 25.3±2.5 (x
10

6
tb/ml) tăng trưởng 232.9 % so với giống ban đầu.
Qua các loài theo dõi ở tất cả các thể tích cho thấy:
+ Ở cùng 1 thể tích tảo C. vulgaris phát triển nhanh nhất, tiếp đó là N. oculata và T
.chui cuối cùng là I. galbana phát triển chậm nhất.
+ Cùng 1 loài tảo ở thể tích nhỏ tảo phát triển nhanh hơn ở các thề tích lớn. Ví dụ: tảo
N. oculata
Ở thể tích 0.5 lít tốc độ tăng trưởng của tảo đạt 275.7 % so với giống ban đầu
1 lít tốc độ tăng trưởng của tảo đạt 246.7 % so với giống ban đầu
2 lít tốc độ tăng trưởng của tảo đạt 126.4 % so với giống ban đầu
4.2.2 Nhân sinh khối ở các thể tích ngoài trời
4.2.2.1Nhân sinh khối tảo ở thể tích 100 lít
Bảng 12 Mật độ tảo nuôi ở thể tích 0.1 m
3
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng
trưởng
Mới cấy Thu hoạch
N. oculata 3 2.5±0.66 5.6±0.96 2 108.0
T. chui 3 0.37±0.05 0.87±0.12 2 135.1
I. galbana 3 0.9±0.23 1.8±0.31 2 100.0
C. vulgaris 3 2.3±0.21 5.7±0.25 2 147.8

+ Thời gian nuôi 2 ngày
+ Tốc độ tăng trưởng của N. oculata đạt 108.0 %, T. chui đạt 135.1 %,
I. galbana đạt 100.0 % và C. vulgaris đạt 147.8 %
4.2.2.2Nhân sinh khối tảo ở thể tích 500 lít

Bảng 13 Mật độ tảo nuôi ở thể tích 0.5 m
3
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng
trưởng
Mới cấy Thu hoạch
T. chui 3 0.23±0.03 0.70±0.07 2 204.3
I. galbana 3 1.3±0.5 2.4±0.45 1 84.6
25