ảnh hưởng của các loại thức ăn khác nhau lên sinh trưởng, tỷ lệ sống và sinh sản của artemia franciscana

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THỦY SẢN




THÁI THANH HIỀN



ẢNH HƯỞNG CỦA CÁC LOẠI THỨC ĂN KHÁC NHAU
LÊN SINH TRƯỞNG, TỶ LỆ SỐNG VÀ SINH SẢN CỦA
Artemia franciscana





LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP ĐẠI HỌC
CHUYÊN NGÀNH SINH HỌC BIỂN







2013

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ

KHOA THỦY SẢN




THÁI THANH HIỀN



ẢNH HƯỞNG CỦA CÁC LOẠI THỨC ĂN KHÁC NHAU
LÊN SINH TRƯỞNG, TỶ LỆ SỐNG VÀ SINH SẢN CỦA
Artemia franciscana



LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP ĐẠI HỌC
CHUYÊN NGÀNH SINH HỌC BIỂN



CÁN BỘ HƯỚNG DẪN
PGs. Ts. Ngô Thị Thu Thảo




2013
i

LỜI CẢM TẠ

Tôi xin gửi lời cảm ơn chân thành và sâu sắc nhất đến cô Ngô Thị Thu
Thảo đã dành nhiều sự quan tâm, giúp đỡ cho tôi, luôn hướng dẫn và tạo mọi điều
kiện để tôi có thể thực hiện và hoàn thành xong đề tài luận văn tốt nghiệp.
Xin gửi lòng biết ơn của tôi đến các thầy cô đang công tác tại khoa Thủy
sản – trường Đại học Cần Thơ và các bạn đã khích lệ, giúp đỡ tôi trong quá trình
thực hiện đề tài.
Tôi cũng xin gửi những lời cảm ơn tới các anh chị và các bạn của trại thực
tập Động vật thân mềm đã quan tâm, giúp đỡ cũng như những góp ý đáng quý đến
tôi để tôi có thể hoàn thành được đề tài.
Và với tất cả tình cảm của mình, tôi xin gửi đến gia đình và người thân
những lời cảm tạ chân thành từ đáy lòng đã luôn động viên và tạo mọi điều kiện
tốt nhất để tôi có thể bước đến ngày hôm nay.
Cuối cùng, mong thầy cô và các bạn hãy nhận xét và đóng góp những ý
kiến quý báo cho tôi để tôi có thể hoàn chỉnh những thiếu sót trong bài luận văn
của mình.














ii

MỤC LỤC
Trang
Tóm tắt v
CHƯƠNG I: ĐẶT VẤN ĐỀ 1
1.1 Giới thiệu chung 1
1.2 Mục tiêu đề tài 3
1.3 Nội dung đề tài 3
CHƯƠNG II: LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU 3
2.1 Giới thiệu chung về Artemia 3
2.1.1 Đặc điểm phân loại 4
2.1.2 Môi trường sống 4
2.1.3 Vòng đời và hình thái 4
2.1.4 Đặc điểm dinh dưỡng 6
2.1.5 Đặc điểm sinh sản 6
2.2 Một số loại thức ăn cho Artemia 7
2.3 Chế phẩm sinh học 12
CHƯƠNG III: VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 18
3.1 Địa điểm và thời gian thực hiện 18
3.2 Vật liệu nghiên cứu 18
3.2.1 Dụng cụ thí nghiệm và hóa chất 18
3.2.2 Nguồn nước 18
3.2.3 Nguồn trứng giống Artemia 18
3.2.4 Thức ăn cho Artemia 18
3.3 Phương pháp nghiên cứu 18
3.3.1 Cách ủ cám với Bacillus subtilis 18
3.3.2 Bố trí thí nghiệm 19
3.3.3 Cách pha thức ăn 19
3.3.4 Chăm sóc và quản lý 20
iii

3.3.5 Phương pháp thu thập số liệu 21
3.3 Phương pháp phân tích số liệu 22
CHƯƠNG IV: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 23
4.1 Kết quả thí nghiệm chung 23
4.1.1 Các chỉ tiêu môi trường 23
4.1.2 Sinh trưởng của Artemia 27
4.2 Kết quả sinh sản trong 30 ngày nuôi 29
CHƯƠNG V: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT 35
TÀI LIỆU THAM KHẢO 36
PHỤ LỤC 40

iv


DANH MỤC HÌNH VÀ BẢNG
Hình 2.1: Artemia franciscana 3
Hình 2.2: Vòng đời phát triển của Artemia (Jumalon et al., 1982) 5
Bảng 3.1: Khối lượng thức ăn cho 1000 cá thể Artemia 20
Bảng 3.2: Khẩu phần tiêu chuẩn cho 1 con Artemia 21
Hình 4.1: Biến động nhiệt độ môi trường nước trong 14 ngày nuôi 23
Hình 4.2: Biến động pH trong 14 ngày nuôi 24
Hình 4.3: Biến động hàm lượng nitrite trong 14 ngày nuôi 24
Hình 4.4: Biến động hàm lượng ammonia trong 14 ngày nuôi 25
Bảng 4.1: Biến động các chỉ tiêu môi trường trong 14 ngày nuôi 26
Bảng 4.2: Tỷ lệ sống (%) của Artemia sau 14 ngày nuôi 27
Hình 4.5: Biến động tỷ lệ sống của Artemia trong 14 ngày nuôi 28
Bảng 4.3 Chiều dài thân (mm) của Artemia sau 14 ngày nuôi 28
Hình 4.6: Biến động chiều dài của Artemia trong 14 ngày nuôi 29
Hình 4.7: Biến động nhiệt độ trong 30 ngày nuôi Artemia 30
Bảng 4.4: Sức sinh sản thực tế trong thời gian thí nghiệm 30
Bảng 4.4: Ảnh hưởng của các loại thức ăn đến sức sinh sản của Artemia 31
Hình 4.8: Tỷ lệ sinh sản giữa cyst và nauplii của các nghiệm thức (%) 32
Bảng 4.5: Ảnh hưởng của các loại thức ăn đến một số chỉ tiêu sức sinh sản khác
của Artemia 33
Bảng 4.6: Tỷ lệ % con đực và cái Artemia chết trong thời gian nuôi sinh sản 33

v



TÓM TẮT
Nghiên cứu này được thực hiện nhằm đánh giá ảnh hưởng của các loại thức
ăn khác nhau đến sinh trưởng và sinh sản của Artemia. Mật độ thả nuôi của
Artemia franciscana dòng Vĩnh Châu là 500 con/L nước ở độ mặn 80‰ và cho ăn
bằng các loại thức ăn gồm cám thường, cám ủ Bacillus subtilis và Frippak 2. Thí
nghiệm gồm 5 nghiệm thức: đối chứng (cho ăn bằng cám thường); cám ủ Bacillus
subtilis; 50% cám thường + 50% Frippak 2; 50% cám ủ Bacillus + 50% Frippak 2;
100% Frippak 2. Sau 14 ngày nuôi, tỷ lệ sống Artemia thấp nhất ở nghiệm thức
đối chứng (44,4%) và đạt cao nhất ở nghiệm thức nuôi bằng cám ủ Bacillus
subtilis (49,1%) khác biệt so với các nghiệm thức còn lại (P<0,05). Chiều dài
Artemia đạt thấp nhất ở nghiệm thức đối chứng (5 mm) có khác biệt thống kê so
với các nghiệm thức khác (P<0,05) và chiều dài cao nhất ở nghiệm thức 5 (6,19
mm). Sau thời gian 1 tháng nuôi riêng 20 cặp Artemia của mỗi nghiệm thức trong
ống falcon 50 mL với độ mặn 80 ‰ thì tổng số phôi đạt cao nhất ở nghiệm thức
50% cám ủ Bacillus + 50% Frippak 2 là 6924 phôi khác biệt có ý nghĩa so với
nghiệm thức cám thường thấp nhất chỉ có 1533 phôi. Tổng số nauplii thu được
trong khi tiến hành thí nghiệm đạt cao nhất ở nghiệm thức 4 (6522 nauplii) và thấp
nhất ở nghiệm thức 1 (1533 nauplii). Số trứng bào xác thấp nhất vẫn ở nghiệm
thức 1 (0 cyst), cao nhất là nghiệm thức 4 (402 cyst) và có khác biệt so với các
nghiệm thức còn lại.

1

CHƯƠNG I
ĐẶT VẤN ĐỀ

1.1. Giới thiệu chung
Cùng với sự phát triển vượt bậc của nền kinh tế, ngành nuôi trồng thủy sản
đang có những bước tiến mạnh mẽ nhằm đáp ứng nhu cầu thực phẩm cũng như cải
thiện cuộc sống cho người dân. Do đó vấn đề nguồn thức ăn để cung cấp cho việc
nuôi trồng luôn được người nuôi quan tâm. Ngoài các loại thức ăn công nghiệp
trên thị trường thì nguồn thức ăn tươi sống cũng nhận được ưu tiên hàng đầu,
trong đó Artemia được xem là lựa chọn lý tưởng cho các loại giáp xác, cá.
Sorgeloos (1980), Artemia là một nguồn thực phẩm tuyệt vời, có thể cung cấp thức
ăn chất lượng cho cá và động vật giáp xác. Cả ấu trùng Artemia và con trưởng
thành có đều đáp ứng các nhu cầu dinh dưỡng của nhiều loại sinh vật (Espinosa
Fuentes et al., 1997). Hàm lượng đạm trên 50%, chất béo trên 10% và HUFA
(Highly Unsaturated Fatty Acid) biến động trong khoảng 0,3 - 15mg/DW
(Sorgeloos et al.,1996; Lim et al., 2003), sinh khối Artemia ngày càng trở thành
nguồn thức ăn được chọn lựa để thay thế cho nhiều loại thức ăn tươi sống khác
như Moina, trùng chỉ, giun đỏ… trong ương nuôi tôm, cá giai đoạn giống. Tuy
nhiên, so với ấu trùng vừa mới nở, giá trị dinh dưỡng của Artemia tiền trưởng
thành và trưởng thành là rất cao. Theo Nguyễn Văn Hòa và ctv. (2007) thì Artemia
trưởng thành có giá trị dinh dưỡng rất cao, hàm lượng đạm chiếm gần 70% và rất
giàu axit amin. Ngoài ra, Artemia còn chứa một lượng đáng kể vitamin, kích dục
tố và sắc tố. Khi được sử dụng làm thức ăn cho động vật giáp xác, Artemia trưởng
thành giúp tăng cường sự thành thục sinh sản và giúp tăng tỷ lệ thụ tinh cho các
đối tượng nuôi (Naessens et al., 1997; Wouterset et al., 1998). Hơn thế nữa, khả
năng đẻ trứng hay còn gọi là bào nang (cyst) làm cho Artemia trở thành nguồn

thức ăn tiện lợi và dồi dào cho ấu trùng cá (Dhont, 1993). Léger et al., (1986) nhận
định rằng các trứng cyst của Artemia được lưu trữ thời gian dài trong hộp, sau đó
muốn sử dụng chỉ cần ấp qua 24 giờ, điều đó làm cho chúng trở thành loại thức ăn
thuận tiện, nhanh chóng và được xem như là nguồn thức ăn tươi sống có sẵn cho
việc nuôi một số loài giáp xác như tôm, tôm hùm và cua.
Những năm gần đây, nghiên cứu áp dụng chế phẩm sinh học vào nuôi trồng
thủy sản đang được quan tâm nhiều hơn bởi những tác động tích cực mà chúng
mang lại như: kích thích sự tăng trưởng, tăng cường hệ miễn dịch, cải thiện môi
trường ao nuôi, Trong nghề nuôi giáp xác, việc nuôi tôm thẻ chân trắng

2

(Litopenaeus vannamei) trong môi trường biofloc có bổ sung chế phẩm sinh học
có khác biệt ý nghĩa về tỷ lệ sống (P=0,002) so với môi trường không bổ sung chế
phẩm sinh học. Trong khi 100% ấu trùng tôm chết khi thêm chủng Vibrio
parahaemolyticus vào bể nuôi thì nghiệm thức có bổ sung chế phẩm sinh học cho
tỷ lệ sống đạt 90,1% và trọng lượng ấu trùng đạt được là 7,8 mg so với nghiệm
thức dùng kháng sinh thì tỷ lệ sống đạt 83,8% và trọng lượng là 6,0 mg (Garriques
and Arevalo, 1995). Nogami et al., (1997) bổ sung chủng vi khuẩn PM-4
(Thalassobacter utilis) vào bể nuôi ấu trùng ghẹ chấm (Portunus trituberculatus)
làm tăng tỷ lệ sống lên 27,2% so với bể không có bổ sung PM-4 là 6,8%. Hơn nữa,
PM-4 làm ức chế sự tăng trưởng của dòng vi khuẩn gây bệnh Vibrio anguillarum
và các dòng Vibrio spp. khác, thậm chí nó còn ức chế cả sự phát triển của nấm
Haliphthoros sp. Đối với Artemia, nhiều dòng vi khuẩn cũng được phân lập và có
tác dụng tăng năng suất nuôi Artemia sinh khối. Các vi khuẩn này giúp bảo vệ
Artemia chống lại vi khuẩn gây bệnh, giảm tỉ lệ tử vong trong thí nghiệm cảm
nhiễm, ức chế sự phát triển của vi khuẩn gây bệnh (Verschere et al., 1999;
Gomez-Gil et al., 1998, Phạm Thị Tuyết Ngân, 2011).
Trong các loại thức ăn cho Artemia thì cám gạo – phụ phẩm nông nghiệp –
được nông dân sử dụng phổ biến, tuy nhiên theo Nguyễn Văn Hòa (2007) thì hiệu

quả sử dụng chỉ khoảng 20%. Vì vậy, việc nghiên cứu bổ sung các loại men vi
sinh cũng như chế phẩm sinh học vào cám gạo nhằm tăng giá trị dinh dưỡng và
hiệu quả sử dụng thức ăn của Artemia là rất cần thiết và đề tài “Ảnh hưởng của
các loại thức ăn khác nhau lên sinh trưởng, tỷ lệ sống và sinh sản của Artemia
franciscana” được thực hiện với hy vọng sẽ có những đóng góp nhất định cho
người nuôi Artemia cũng như là tiền đề cho những nghiên cứu sau này có liên
quan.
1.2. Mục tiêu đề tài
Nghiên cứu ảnh hưởng của các thức ăn khác nhau lên sự sinh trưởng, tỷ lệ
sống và một số chỉ tiêu sinh sản của Artemia franciscana.
1.3. Nội dung đề tài
Theo dõi các chỉ tiêu về chiều dài, tỷ lệ sống, các chỉ tiêu sinh học sinh sản
của Artemia franciscana khi cho ăn các loại thức ăn khác nhau.




3

CHƯƠNG II
LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU
2.1. Giới thiệu chung về Artemia

Hình 2.1: Artemia franciscana (Jean-François Cart)
2.1.1. Đặc điểm phân loại
Trích dẫn bởi Nguyễn Văn Hòa và ctv. (2005) Artemia thuộc nhóm động
vật giáp xác với hệ thống phân loại như sau:
Ngành: Arthropoda
Lớp: Crustacea
Lớp phụ: Branchiopoda

Bộ: Anostraca
Họ: Artemiidae
Giống: Artemia Leach (1819).
Trên thế giới có nhiều giống Artemia thuộc các quần thể lưỡng tính, với 6
loài được mô tả:
Artemia salina: Lymington (Anh Quốc, đã biến mất).
Artemia tunisiana: Châu Âu.
Artemia franciscana: Bắc, Trung và Nam Mỹ.
Artemia perrsimilis: Argentina.

4

Artemia urmiana: Iran.
Artemia monica: Mono Lake, Canada-USA.
Ngoài ra, còn phát hiện thêm quần thể Artemia trinh sản (quần thể không có
con đực và không có sự thụ tinh trong quá trình sinh sản). Vì thế Artemia được
xem là tên chung cho tất cả các loài.
2.1.2. Môi trường sống
Ngoài tự nhiên, Artemia thường xuất hiện ở các thủy vực có nồng độ muối
cao (>70‰) do ở những nơi đó các loài vật dữ (cá tôm, giáp xác lớn) và các sinh
vật ăn lọc khác không thể xuất hiện. Artemia có cấu tạo cơ thể mềm, nhỏ, bơi lội
chậm chạp và màu sắc rất hấp dẫn các sinh vật khác. Vì vậy, ở những thủy vực có
độ mặn thấp, Artemia dễ gặp phải nhiều kẻ thù và các loài tảo không thích hợp cho
Artemia sẽ xuất hiện. Độ mặn dưới 70‰ thường xuất hiện giáp xác chân chèo
(Copepoda) là địch hại của ấu trùng Artemia (Tất Anh Thư và Võ Thị Gương,
2010). Ngược lại, độ mặn quá cao (>120‰) có thể gây chết cho Artemia. Độ mặn
cao còn là dẫn xuất tốt cho nhiệt độ vì vậy trong ao nuôi thích hợp nhất là duy trì ở
mức 80-100‰ (Nguyễn Văn Hòa và ctv., 2005). Wear và Haslett (1986), khi độ
mặn thấp sẽ có nhiều địch hại và nhiều loài tảo không thích hợp xuất hiện; khi độ
mặn tăng cao sẽ hạn chế sức sản xuất sơ cấp trong ao nuôi, hoặc làm giảm hiệu

quả lọc thức ăn của Artemia. Hơn nữa khi độ mặn tăng cao thì nhiệt độ cao và hàm
lượng oxy giảm gây ra các căng thẳng về sinh lý cho Artemia, hậu quả là tăng
trưởng chậm, sức sinh sản giảm, mức độ phục hồi quần thể thấp, nếu quá ngưỡng
sẽ gây chết hàng loạt (Vanhaeck và Sorgeloos, 1989). Artemia có thể thích nghi ở
nơi có nồng độ muối cao là do khả năng điều hòa áp suất thẩm thấu tốt, cơ thể
Artemia tổng hợp được các sắc tố hô hấp nhằm thích ứng với nơi có độ mặn cao
(nồng độ Oxy thấp) và Artemia có khả năng sinh sản trứng bào xác khi gặp điều
kiện môi trường bất lợi.
Ngoài ra do sự phân bố ở nhiều vùng địa lí khác nhau nên mỗi loài Artemia
sẽ thích nghi với ngưỡng nhiệt độ khác nhau. Browne et al., (1988) cho rằng hầu
hết các dòng Artemia không thể sống được khi nhiệt độ dưới 6
o
C và trên 35
o
C và
khả năng chịu đựng nhiệt độ khác nhau tùy đặc trưng của từng dòng.
2.1.3. Vòng đời và hình thái của Artemia
Artemia có vòng đời ngắn (ở điều kiện tối ưu có thể phát triển thành con
trưởng thành sau 7-8 ngày nuôi), sức sinh sản cao (Sorgeloos, 1980b; Jumalon, et
al., 1982, Nguyễn Văn Hòa và ctv., 2005) và quần thể Artemia luôn luôn có hai
phương thức sinh sản là đẻ trứng và đẻ con (Browne et al., 1984). Tuổi thọ trung

5

bình của cá thể Artemia trong các ao nuôi ở ruộng muối khoảng 40-60 ngày tùy
thuộc điều kiện môi trường (Nguyễn Văn Hòa và ctv., 2005).


Hình 2.2: Vòng đời phát triển của Artemia (Nguyễn Văn Hòa và ctv., 2007).
Khi gặp điều kiện bất lợi, Artemia đẻ trứng bào xác. Trứng bào xác sẽ

ngừng trao đổi chất và ngưng phát triển khi được giữ khô. Nếu cho vào nước biển,
trứng có hình cầu lõm sẽ hút nước và phồng to. Sau khoảng 20 giờ, màng nở bắt
đầu nứt ra và phôi xuất hiện. Phôi được bao bọc bởi màng nở và treo dưới vỏ
trứng (giai đoạn bung dù), ấu trùng tiếp tục phát triển. Sau một thời gian, màng nở
bị phá vỡ và ấu trùng Artemia được phóng thích (giai đoạn trứng nở).
Ấu trùng Artemia mới nở (Instar I) có chiều dài khoảng 400-500 μm, màu
vàng cam, mắt Nauplius ở phần đỉnh đầu và có ba đôi phụ bộ. Mặt bụng ấu trùng
được bao phủ bằng mảnh môi lớn. Ấu trùng trong giai đoạn này không ăn được
thức ăn ngoài vì bộ máy tiêu hóa chưa hoàn thiện, chúng sống dựa vào khối noãn
hoàng.
Sau khi nở khoảng 8-10 giờ (tùy thuộc vào nhiệt độ), ấu trùng chuyển sang
giai đoạn Instar II. Lúc này chúng có thể ăn được các thức ăn cỡ nhỏ (vi tảo, vi
khuẩn,…) có kích thước từ 1-50 μm bằng đôi anten II, bộ máy tiêu hóa đã hoạt
động.
Ấu trùng trải qua 15 lần lột xác để trở thành con trưởng thành. Từ giai đoạn
10 trở đi, các thay đổi về hình thái và chức năng quan trọng bắt đầu: anten mất

6

chức năng vận chuyển và trải qua sự biệt hóa về giới tính. Ở con đực, chúng phát
triển thành càng bám, trong khi anten của con cái thì bị thoái hóa thành phần phụ
cảm giác. Các chân ngực được biệt hóa thành ba bộ phận chức năng. Các đốt
chính và nhánh chân trong (vận chuyển và lọc thức ăn), nhánh chân ngoài dạng
màng (mang). Artemia trưởng thành có chiều dài khoảng 10mm (tùy loài). Con
đực có đôi gai giao cấu ở phía sau vùng ngực, con cái thì có túi ấp hoặc tử cung ở
ngay sau đôi chân ngực thứ 11. Khi Artemia trưởng thành, chúng sẽ bắt cặp giao
phối và sinh sản.
2.1.4. Đặc điểm dinh dưỡng
Artemia là loài sinh vật ăn lọc không chọn lựa và thức ăn của chúng là vi
tảo, vi khuẩn, sinh vật đơn bào, mùn bã hữu cơ,… chúng có khả năng lọc được

những hạt lơ lửng trong môi trường nước có kích thước từ 1-50 μm (D’Agostino et
al., 1980; Dhont and Sorgeloos, 2002; Van Stappen, 1996). Ở giai đoạn ấu trùng,
chúng có thể sử dụng thức ăn có kích cỡ 25-30 μm và kích thước 40-50 μm khi
trưởng thành (Dobbeleir et al., 1980). Ở ruộng nuôi, thức ăn cho Artemia chủ yếu
dựa vào việc bón phân gây màu tảo trực tiếp trong ao nuôi hoặc gián tiếp trong ao
gây nuôi tảo. Ngoài ra chúng còn sử dụng được các phụ phẩm từ nông sản hoặc từ
ngành công nghiệp chế biến có giá thành thấp như: cám gạo, cám ngũ cốc, bột đậu
nành, là nguồn thức ăn thích hợp cho việc nuôi Artemia ở mật độ cao (Dhont and
Lavens, 1996). Tuy nhiên, các loại thức ăn này có kích thước hạt lớn nên Artemia
không thể lọc được, do đó cần được tiếp tục xử lý để đạt được kích thước của hạt
thức ăn nhỏ hơn 50 μm.
2.1.5. Đặc điểm sinh sản
Theo Sorgeloos (1980) Artemia phát triển thành con trưởng thành sau 2
tuần nuôi và bắt đầu tham gia sinh sản. Khi trưởng hành con đực dùng đôi càng
ôm phần bụng của con cái gọi là “hiện tượng bắt cặp” để thụ tinh cho hoạt động
sinh sản và hiện tượng này kéo dài suốt vòng đời của chúng. Quá trình giao phối
xảy ra trong tư thế bắt cặp, con đực sẽ cong mình và dùng một trong hai gai sinh
dục chuyển sản phẩm sinh dục vào buồng trứng của con cái và trứng sẽ được thụ
tinh. Trứng phát triển trong hai buồng trứng dạng ống ở phần bụng. Trong vòng
đời con cái có thể tham gia sinh sản cả hai phương thức sinh sản là đẻ con và đẻ
trứng và trung bình mỗi con đẻ khoảng 1500-2500 phôi. Artemia cái có thể tham
gia cả hai hình thức sinh sản:
- Sự đẻ con (Ovoviviparity): trứng thụ tinh sẽ phát triển thành ấu trùng
bơi lội tự do và được con cái phóng thích ra ngoài môi trường nước.

7

- Sự đẻ trứng (Oviparity): các phôi chỉ phát triển đến giai đoạn phôi vị
(gastrula) và sẽ được bao bọc bằng một lớp vỏ dày (được tiết ra từ tuyến vỏ trong
tử cung) tạo thành trứng nghỉ (cyst) hay còn gọi là sự “tiềm sinh” (diapause) và

được con cái sinh ra.
Có rất nhiều yếu tố ảnh hưởng đến sự sinh sản của Artemia như: thức ăn,
nhiệt độ, độ mặn,… Khi các yếu tố trên tác động theo chiều hướng bất lợi đối với
Artemia, thì chúng sẽ sinh sản bằng cách đẻ trứng bào xác. Ngược lại, Artemia sẽ
đẻ con khi môi trường sống thuận lợi. Ở độ mặn thấp (dưới 80‰) Artemia đẻ con
và ngược lại, độ mặn cao (trên 80‰) Artemia đẻ trứng (Sorgeloos, 1980; Browne
et al., 1984).
2.2. Một số loại thức ăn dành cho Artemia
Hiện nay, thức ăn cho Artemia thường là tự người nuôi làm ra để cung cấp
cho các hoạt động sản xuất Artemia. Các loại thức ăn phổ biến như: tảo tươi, tảo
khô, phân gà, các phụ phẩm từ nông nghiệp và công nghiệp, các loại thức ăn cho
ấu trùng tôm, cá,…
Trong ao nuôi sinh khối, thức ăn của Artemia là các loài vi tảo được nuôi
gây màu trực tiếp trong ao trước khi thả giống hoặc gián tiếp trong ao bón phân
gây màu. Thành phần tảo không chỉ ảnh hưởng đến sinh trưởng và sinh sản của
Artemia, mà còn ảnh hưởng đến giá trị dinh dưỡng của sinh khối (Nguyễn Văn
Hòa và ctv. 2007). Sinh trưởng của Artemia được cho ăn bằng hỗn hợp nhiều loại
tảo khác nhau thường cao hơn so với một loại tảo riêng biệt vì mỗi loại tảo có thể
có chất dinh dưỡng này nhưng lại thiếu chất dinh dưỡng khác. Lora-Vilchis et al.,
(2004) đã sử dụng hai loài tảo Isochrysis sp. và Chaetoceros muelleri làm thức ăn
trong giai đoạn đầu của Artemia. Kết quả cho thấy rằng sau 7 ngày nuôi tỉ lệ sống
của Artemia không khác biệt có ý nghĩa, ở nghiệm thức Artemia được cho ăn bằng
tảo Isochrysis sp. tỉ lệ sống là 85%, ở nghiệm thức Artemia được cho ăn bằng tảo
Chaetoceros muelleri có tỉ lệ sống là 93%.
Trong thí nghiệm nuôi thu sinh khối Artemia franciscana của Phan Thành
Đông và ctv. (2012) thì 2 nghiệm thức dòng Vĩnh Châu (NT1) và dòng Great Salt
Lake (NT2) có thức ăn là tảo tươi Chaetoceros sp. và bổ sung cám gạo và tảo khô
khi ao mất tảo. Kết quả là chiều dài ngày 13 của dòng GSL có kích thước lớn hơn
và khác biệt có ý nghĩa thống kê (P<0,05) so với dòng VC do ở ngày nuôi thứ 13
dòng VC đã đạt kích thước tối đa. Chiều dài sau 17 ngày nuôi trong điều kiện nuôi

trong ao đất tại Ninh Hòa - Khánh Hòa thì Artemia dòng GSL đạt kích thước lớn
hơn so với dòng VC (9,15 ± 0,07 mm so với 8,27 ± 0,04 mm). Về tỷ lệ sống thì
ngày 14 đạt 71,25 ± 1,29 % và 64,25 ± 1,71% theo thứ tự NT1 và NT2. Ngoài ra,

8

Artemia dòng VC bắt cặp vào ngày 8, ngày 10 đối với dòng GSL và sự khác biệt
này có ý nghĩa thống kê (P<0,05). Sức sinh sản của con cái trung bình dao động
46-58 (phôi nauplius/con cái), NT1 có sức sinh sản trung bình đạt cao hơn (57,39
± 0,52 phôi nauplius/con cái) so với NT2 (46,74 ± 0,47 phôi nauplius/con cái). Sự
khác biệt ở 2 chỉ tiêu sinh sản trên của 2 nghiệm thức có ý nghĩa thống kê
(P<0,05). Và theo tác giả Artemia franciscana dòng GSL có năng suất sinh khối
và đánh giá hiệu quả kinh tế cao hơn hẳn so với dòng Vĩnh Châu. Theo Nguyễn
Văn Hòa và ctv. (2005) khi nuôi bằng tảo tạp và tảo Chaetoceros sp. phân lập cho
thấy Artemia có tỉ lệ sống cao hơn ở nghiệm thức tảo tạp trong 2 ngày đầu, nhưng
sau đó tỉ lệ sống ở nghiệm thức Chaetoceros sp. cao hơn và duy trì đến hết đợt
nuôi (13 ngày). Về sinh sản, sau 40 ngày nuôi thì tổng số phôi được sinh ra từ một
con cái Artemia cho ăn bằng tảo phân lập Chaetoceros sp. là 661±406 phôi/con
cái, trong khi đó ở Artemia cho ăn bằng tảo tạp chỉ đạt được là 284±99 phôi/con
cái, và tuổi thọ của Artemia cho ăn bằng tảo Chaetoceros sp. cũng kéo dài hơn
Artemia cho ăn bằng tảo phân lập. Qua phân tích các thành phần acid béo trong
Artemia khi cho ăn bằng hai loại tảo khác nhau thì thấy tảo có kiểm soát
(Chaetoceros sp. được phân lập từ vùng biển Vĩnh châu) rất tốt để làm thức ăn cho
Artemia, vì đã cải thiện chất lượng sinh khối khá rõ rệt nếu so với việc sử dụng tảo
không có kiểm soát (tảo tạp).
Nguyễn Văn Hòa và ctv. (2006), cho thấy rằng cả hai loài tảo Chaetoceros
sp. và Nitzschia sp. được phân lập từ ao bón phân gây màu tảo ở vùng ruộng muối
ở vùng biển Vĩnh Châu đều có thể sử dụng làm thức ăn cho Artemia mặc dù
Chaetoceros sp. là lựa chọn tốt nhất xét cả về mặt tỷ lệ sống và tăng trưởng. Sau 7
ngày nuôi với thức ăn là tảo Chaetoceros sp. quần thể đã xuất hiện sự bắt cặp và

10 ngày nuôi đã có một số con cái mang trứng non. Trong khi đó, Artemia cho ăn
bằng tảo Nitzschia sp. vẫn còn giai đoạn con non (juveniles) và tiền trưởng thành ở
ngày nuôi thứ 10. Cũng theo tác giả, Chaetoceros sp. tuy giàu EPA nhưng nghèo
DHA nên việc Artemia được cho ăn bằng tảo Chaetoceros sp. có thể nói là thức ăn
tốt cho tôm, cá nhưng để đạt kết quả tốt nhất thì nên được giàu hóa với DHA, hoặc
bổ sung thêm loài tảo giàu DHA làm thức ăn cho chúng trước khi đem cho tôm cá
ăn.
Để cải thiện chất lượng của Artemia thì có thể sử dụng vi tảo làm thức ăn
để tăng hàm lượng HUFA cũng như PUFA của Artemia lên. Lavens and Sorgeloos
(1991), được trích dẫn bởi Nguyễn Tấn Sỹ (2012), chứng tỏ rằng sử dụng vi tảo
thuộc chi Nannochloropsis, Chaetoceross và Chlorella làm thức ăn cho Artemia sẽ
nâng cao hàm lượng PUFA. Nguyễn Văn Hòa và ctv. (2006) cho rằng Artemia
thường được cải thiện chất lượng bằng kỹ thuật giàu hóa (sử dụng sản phẩm giàu

9

hàm lượng acid béo làm thức ăn cho Artemia) trước khi đem cho tôm, cá ăn.
Luong Van Thinh và ctv. (1999) đã dùng 13 loài tảo biển với thành phần HUFA
khác nhau làm thức ăn cho Artemia, sau 7 ngày nuôi cho thấy thành phần HUFA
trong thức ăn biểu hiện rõ ràng trong thành phần HUFA của Artemia.
Tuy vi tảo là nguồn thức ăn tốt nhất cho Artemia nhưng chi phí nuôi tảo
thuần khá cao, do đó nuôi sinh khối tảo thuần cho Artemia khá tốn kém. Hơn nữa,
không phải tất cả tảo đơn bào là thích hợp cho Artemia. Bên cạnh đó, tảo khô cũng
cho hiệu quả sinh trưởng tốt, đặc biệt là khi các điều kiện chất lượng nước được
giữ ở mức tối ưu. Nhưng, điểm yếu khi sử dụng tảo khô vẫn là chi phí cao, phần
lớn tảo khô tan trong nước nên Artemia không thể ăn được, đồng thời làm suy
giảm chất lượng nước của môi trường nuôi (Dhont and Lavens (1996)). Cũng theo
Dhont and Lavens (1996), vi khuẩn và nấm men có thể thay thế vi tảo là thức ăn
cho Artemia nhờ các đặc điểm: Đường kính tế bào nhỏ hơn 20µm và thành phần
dinh dưỡng khá hoàn chỉnh; Vách tế bào cứng ngăn chặn sự hòa tan chất dinh

dưỡng trong nước của môi trường nuôi; Sản phẩm sẵn có ở qui mô thương mại và
giá thành chấp nhận được (thường được sử dụng làm thức ăn gia súc).
Trong nghề nuôi Artemia, người ta còn sử dụng thức ăn nhân tạo như thức
ăn cho tôm nhằm nâng cao tỷ lệ sống cũng như sức sinh sản của chúng. Naegel
(1999) trong thí nghiệm nuôi sinh khối của mình đã so sánh nuôi Artemia bằng tảo
Chaetoceros và thức ăn thương mại Nestum (thức ăn cho trẻ con), kết quả cho
thấy sau 14 ngày nuôi tỉ lệ sống và tăng trưởng của hai nghiệm thức này là như
nhau nhưng hàm lượng lipid của Artemia được cho ăn bằng thức ăn Nestum cao
hơn Artemia được cho ăn tảo Chaetoceros. Trần Hữu Lễ và Nguyễn Văn Hòa
(2013), bổ sung thức ăn cho tôm sú số 0 vào việc nuôi Artemia cho kết quả sức
sinh sản của Artemia đạt (53±18 phôi/con cái) cao hơn so với nghiệm thức bổ sung
thức ăn cám gạo (42 ± 9 phôi/con cái) và đối chứng – nước tảo và phân gà (43 ±
10 phôi/con cái). Tuy nhiên, sự khác biệt này không có ý nghĩa thống kê (p>0,05).
Năng suất trứng bào xác ở nghiệm thức bổ sung thức ăn tôm số 0 đạt cao nhất
(157,2 ± 15,0 kg/ha/vụ) và khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) so với 2 nghiệm
thức còn lại (tương ứng cám gạo và đối chứng là 96,0 ± 15,8 kg/ha/vụ và 65,4 ±
5,9 kg/ha/vụ). Tỷ suất lợi nhuận khi nuôi Artemia có bổ sung thức ăn tôm số 0 đạt
cao nhất (3,1 ± 0,4 lần) và khác biệt có ý nghĩa thống kê so với mô hình nuôi
truyền thống - đối chứng (1,4 ± 0,2 lần) mặc dù chi phí cho việc nuôi này là đáng
kể.
Nguyễn Thị Kim Phượng và Nguyễn Văn Hòa (2013) thu được các chỉ tiêu
sinh trưởng và sinh sản của nghiệm thức có thức ăn cho tôm cao hơn các nghiệm

10

thức khác, gần tương đương so với nghiệm thức nuôi bằng tảo Chaetoceros – tỷ lệ
sống và tổng phôi của nghiệm thức nuôi bằng tảo là 88,0±2,40

và 1531±16 so với
nghiệm thức nuôi cho ăn 100% thức ăn tôm sú số 0 là 85,3±47,1 và 1707± 286.

Theo tác giả, tuy nuôi bằng tảo Chaetoceros thì Artemia có sức sinh sản tốt hơn
nhưng xét về khả năng ổn định thì dùng thức ăn tôm sú sẽ tiện lợi cho người nuôi
hơn vì thức ăn tôm sú là nguồn thức ăn có sẵn trên thị trường, người nuôi có thể
chủ động được nguồn thức ăn trong khi việc nuôi tảo cần thời gian và trải qua
nhiều công đoạn. Bên cạnh đó, trên ruộng muối nuôi Artemia nông dân thường sử
dụng phối hợp phân chuồng (chủ yếu là phân gà) kết hợp với phân vô cơ (Urea,
DAP ) để gây màu trực tiếp (trong ao nuôi Artemia) hoặc gián tiếp (ngoài ao bón
phân) trước khi cấp nước “màu” (nước tảo) vào trong ao nuôi. Phân gà khi được
bón trực tiếp vào ao nuôi, ngoài việc cung cấp dinh dưỡng kích thích tảo phát
triển, phân còn là nguồn thức ăn trực tiếp cho Artemia. Ngoài ra, khi lượng nước
tảo cung cấp vào ao hàng ngày thiếu hụt, nông dân còn sử dụng cám gạo, bột đậu
nành hoặc các loại phụ phẩm nông nghiệp khác để duy trì quần thể Artemia.
Cám gạo là nguyên liệu sử dụng phổ biến trong chế biến thức ăn thủy sản ở
nước ta bao gồm cả thức ăn tự chế và thức ăn công nghiệp. Người nuôi thủy sản
và các nhà máy chế biến thức ăn thủy sản có thể thu mua cám gạo ở hầu hết các
tỉnh thành trong cả nước. Ưu điểm chính của các sản phẩm là chi phí thấp và có
nguồn cung dồi dào. Điều quan trọng đối với thực phẩm khô này là đảm bảo chất
lượng, nguồn cung cấp và khả năng lưu trữ lâu dài mà không làm giảm chất lượng.
Vì vậy, nếu sản phẩm cần dùng với số lượng lớn thì phải được bảo quản ở nơi khô
ráo và mát mẻ.
Cám gạo thường có dạng bột, mềm và mịn. Cám gạo chiếm khoảng 10-
12% khối lượng lúa chưa xay xát. Cám là hỗn hợp của lớp vỏ ngoài của hạt gạo và
lớp aloron. Những thành phần được thu hồi khi khi xay xát và chế biến gạo và
được gọi chung là cám. Theo www.nutritiondata.com thì cám có lượng dinh
dưỡng rất cao với lượng chất béo chưa bão hòa cao (4g/100g), vitamin nhóm E,
nhóm B, phylate, kẽm, can xi, kali đều rất cao, ngoài ra trong cám còn có chứa
chất béo omega 3 khá cao. Theo www.ricebranoil.info thì 65% chất dinh dưỡng
của gạo tập trung ở cám, thành phần của cám có nhiều loại vitamin và chất béo tốt,
lại cân đối và có nhiều xơ dễ tiêu có thể xem là rất tốt cho cả con người. Tuy nhiên
cám thường được cho các loại gia súc và thủy sản ăn chứ không cho người.

Nguyên nhân là do cám có một số enzym (chất men) nội tại hoạt động rất mạnh sẽ
oxy hóa các nhóm béo chưa no của cám rất nhanh chỉ vài giờ sau khi chế biến tạo
mùi hôi khó chịu. Thêm vào đó do công nghệ xay xát gạo chưa cao lại ít được đầu
tư theo hướng thu cám sạch nên cám thường lẫn rất nhiều loại tạp chất (vỏ trấu,

11

sạn đá…). Do đó mà hầu hết lượng cám thu được thường được nông dân dùng
nuôi các loại gia súc, gia cầm. Thành phần dinh dưỡng của cám gạo:
Thành phần
Khối lượng/100g
- Calori
- Tổng số lipit
- Chất béo bảo hòa
- Chất xơ tiêu hóa được
- Carbohydrat
- Đường
- Protein
- Vitamin E
- Vitamin B6
- Canxi
- Kali
316 KJ
21g
4 g
21g
28 g
0,9 g
13,3 g
4,9 mg

4,1 mg
57 mg

Nguồn: www.Nutritiondata.com
Cám gạo đóng vai trò là chất dinh dưỡng chính cho cá, cung cấp một lượng
lớn vitamin, khoáng, chất béo và protein. Trong nghiên cứu nhằm mục đích xác
định khả năng sử dụng cám ly trích dầu làm thức ăn cho cá của Trần Thị Thanh
Hiền và ctv. (2006) thì kết quả phân tích cám ly trích có hàm lượng protein là
16,3%, lipid 2,76%. Chỉ số Peroxit (PV) của cám ly trích sau 4 tháng bảo quản là
11,2 meq/kg có thể sử dụng tốt làm thức ăn cho cá. Cám ly trích dầu có thể sử
dụng tốt làm thức ăn cho cá Tra, Rô phi với hàm lượng cám phối chế có thể đến
mức 60% trong công thức thức ăn.
Nguyen Thi Ngoc Anh et al., (2009) thí nghiệm nuôi Artemia với các
nghiệm thức thức ăn gồm tảo nước xanh (GW), tảo nước xanh + phân lợn (GW +
PM), tảo nước xanh, phân lợn và cám gạo (GW + PM + RB) và tảo nước xanh,
phân lợn và đậu nành (GW + PM + SB) thì trong 4 tuần nuôi đầu tiên, Artemia có
sự khác biệt về sức sinh sản, mặc dù chiều dài giữa các nghiệm thức tương đương

12

nhau. Sức sinh sản từ tuần 2 – 4 trong nghiệm thức GW thấp hơn đáng kể so với 3
nghiệm thức còn lại (P<0,01). GW có sức sinh sản cao nhất ở tuần 5 sau đó giảm
dần hoặc ổn định cho đến cuối vụ nuôi. Trong 3 nghiệm thức còn lại sức sinh sản
tăng dần từ tuần 2 – 4, với nghiệm thức SB đạt cao nhất. Từ tuần 5 trở đi, sức sinh
sản giảm trong cả 3 nghiệm thức. Nghiệm thức RB có giá trị trung bình giữa
nghiệm thức PM và SB cho đến tuần 8. Từ tuần 9 – 12, sức sinh sản tương đương
cho cả 3 nghiệm thức. Trong lứa đẻ đầu tiên (tuần 2) hình thức sinh sản đẻ con
chiếm tỷ lệ tương đối cao (15,8 – 17,5%), sau đó hầu hết chuyển sang đẻ trứng
trong lứa đẻ thứ 2 (tuần 3: đẻ con trong khoảng 5,8 – 12,5%). Từ tuần 4 trở đi,
phần trăm Artemia đẻ con cho thấy có sự gia tăng ít nhiều ổn định cho tới cuối

thời gian nuôi. Tỷ lệ con cái đẻ con từ tuần 3 – 5 cao hơn đáng kể ở nghiệm thức
GW so với 3 nghiệm thức còn lại, và tuần thứ 6 trở đi thì sự đẻ con hay đẻ trứng
tương đối đều nhau trong tất cả các nghiệm thức.
Theo Dobbeleir et al., (1980) phụ phẩm từ cây nông nghiệp hoặc công
nghiệp như cám gạo, cám ngô, bột đậu nành, lactoserum được xem như là một
nguồn thức ăn thích hợp cho việc nuôi Artemia với mật độ cao. Vật chất hòa tan
của loại thức ăn này không được Artemia lọc sẽ phân hủy trong môi trường nước
làm suy giảm chất lượng nước thông qua các chất độc như ammonia và nitrit. Do
đó, thức ăn có hàm lượng protein hòa tan cao (ví dụ bột đậu nành) cần được xử lý
trước để hạn chế ô nhiễm.
2.3. Chế phẩm sinh học
Bệnh do vi khuẩn được coi là nguyên nhân chính gây chết ở các trại nuôi ấu
trùng tôm (Wyban and Sweeney, 1991; Wilkenfeld, 1992) và các trại cá giống
(Grisez and Ollevier, 1995). Không những thế, chúng còn hạn chế việc sản xuất
các loại ấu trùng khác (Daniels, 1993; Nicolas et al., 1996). Theo truyền thống,
việc quản lý các vấn đề về vi khuẩn trong trại giống tôm sú dựa vào các hợp chất
hóa học, kháng sinh, gần đây mới sử dụng các vi sinh vật probiotic và “tiêm
chủng” hoặc các hình thức kích thích miễn dịch khác. Việc sử dụng kháng sinh là
một thực tế phổ biến trong các trại giống tôm ở Mỹ Latin và Đông Nam Á, nơi có
rất ít các biện pháp hạn chế sử dụng chúng. Lạm dụng kháng sinh có thể dẫn đến
sự phát triển của các chủng vi khuẩn kháng thuốc (Weston, 1996). Việc đề kháng
như vậy có thể dễ dàng làm các chủng vi khuẩn chuyển sang dòng khác sau khi
thay đổi bộ gen hiện tại hoặc chuyển đổi vật liệu di truyền giữa các tế bào
(Towner, 1995) thông qua plasmids hoặc một thể thực khuẩn. Dư luận ngày càng
tăng sự quan tâm đến kiểm soát hoặc loại trừ sử dụng kháng sinh. Do đó, phương
pháp thay thế cần phải được phát triển để duy trì một môi trường vi khuẩn hữu ích

13

trong các bể nuôi ấu trùng. Một trong những phương pháp được chấp nhận đó là

sử dụng các chủng vi khuẩn probiotic để kiểm soát mầm bệnh tiềm ẩn.
Theo Fuller (1992) được trích dẫn bởi Bruno Gomez-Gil et al., (2000), Elie
Metchnikoff ở dầu thế kỷ 20 được coi là người đầu tiên ngiên cứu chế phẩm sinh
học, ông mô tả chúng là vi khuẩn tiêu hóa với mục đích cải thiện sức khỏe. Định
nghĩa này tương tự đã được sửa đổi để các sinh vật, các chất có đóng góp cho sự
cân bằng vi khuẩn đường ruột (Parker, 1974), và sau đó Fuller (1989) định nghĩa
là thức ăn bổ sung vi sinh vật sống có lợi tác động đến vật chủ bằng cách cải thiện
sự cân bằng vi khuẩn đường ruột của nó. Những định nghĩa này được áp dụng cho
các loại động vật trên cạn và người. Khi chế phẩm sinh học được áp dụng trong
nuôi trồng thủy sản thì định nghĩa của chúng cũng được thay đổi. Gatesoupe
(1999), Bruno Gomez-Gil et al., (2000) cho rằng chế phẩm sinh học như “các tế
bào vi khuẩn được quản lý theo một cách nào đó mà khi vào đường tiêu hóa có thể
còn sống, với mục đích cải thiện sức khỏe”. Gram et al., (1999) được trích dẫn bởi
Bruno Gomez-Gil et al., (2000), mở rộng định nghĩa bằng cách loại bỏ những hạn
chế để cải thiện ruột: “bổ sung vi sinh vật sống có lợi ảnh hưởng đến vật chủ bằng
cách cải thiện sự cân bằng vi khuẩn của nó”.
Kiểm soát sinh học được mô tả là sử dụng chúng như kẻ thù với các vi sinh
vật có hại để giảm thiệt hại gây ra đến mức chấp nhận được (Debach và Rosen,
1991, được trích dẫn bởi Bruno Gomez-Gil et al., 2000). Nói cách khác, một chế
phẩm sinh học không nên được phân loại như một tác nhân kiểm soát sinh
học, một vi sinh vật probiotic không nhất thiết phải là kẻ thù tấn công các tác
nhân độc hại (mầm bệnh) nhưng nó sẽ ngăn ngừa thiệt hại cho các vật chủ khỏi
các tác nhân gây bệnh, thường là thông qua cạnh tranh, có thể tạo ra các chất ức
chế sự tăng trưởng lên vi sinh vật có hại. Các nhóm vi khuẩn trong đường ruột của
một số sinh vật có khả năng kháng hoặc bảo vệ chống lại bệnh ở một số mức độ
khác nhau (Fox, 1988). Trong quần thể tự nhiên của động vật thủy sản, hệ vi sinh
đường ruột có thể phẩn ảnh được môi trường nước. Tuy nhiên, trong việc ương
nuôi ấu trùng, sự cân bằng này có thể thay đổi khi sử dụng nước khử trùng, vi tảo,
Artemia nauplii, luân trùng và kháng khuẩn. Kết quả là, các nhóm vi khuẩn bảo vệ
có thể không phát triển trong môi trường hoặc trong hệ tiêu hóa của ấu trùng. Các

hậu ấu trùng được nuôi trong môi trường vô trùng sẽ phát triển không tốt bằng
việc nuôi trong các ao nuôi, đặc biệt chúng có thể dễ nhiễm bệnh và bị áp lực về
sinh lý. Do vậy, chế phẩm sinh học ngày nay được coi như một công cụ hữu hiệu
để giải quyết vấn đề ô nhiễm môi trường trong ao nuôi, chúng còn được chấp nhận
rộng rãi để khống chế dịch bệnh, tăng sức đề kháng cho sinh vật. Khác với biện

14

pháp hóa học và kháng sinh, chế phẩm sinh học cung cấp một phương thức an
toàn bền vững đối với người nuôi và tiêu dùng.
Thành phần của chế phẩm probiotic thường là một tập hợp các chủng vi
sinh vật sống, được tuyển chọn, tối ưu hóa, làm khô bằng phun sấy, đóng khô hoặc
bọc trong alginat. Mỗi nhà sản xuất có thể chọn các loài khác nhau, tuy nhiên phổ
biến nhất vẫn là các loài Bacillus, vi khuẩn lactic Lactobacillus, Bifidobacterium
sp., nấm men Saccharomyces cerevisiae và Phaffia rhodozyma. Một thành phần
khác cũng được thấy trong chế phẩm probiotic đó là tập hợp các enzym có nguồn
gốc vi sinh vật như amylase, proteose, lipase, cellulase, chitinase, một số vitamin
thiết yếu hoặc axit amin và chất khoáng nhằm kích thích hoạt tính ban đầu của vi
sinh vật của chế phẩm và xúc tác cho sự hoạt động của enzym trong môi trường.
Theo Nguyễn Văn Nam và Phạm Văn Tỵ (2007), các vi sinh vật được lựa chọn
làm probiotic phải có đặc điểm sau đây:
- Không sinh độc tố, không gây bệnh cho vật chủ và không ảnh hưởng
xấu tới hệ sinh thái môi trường.
- Có khả năng bám dính niêm mạc đường tiêu hóa và các mô khác của
vật chủ, cạnh tranh vị trí bám với các vi sinh vật gây bệnh, không cho chúng tiếp
xúc trực tiếp với các cơ quan của cơ thể.
- Có khả năng sinh các chất ức chế, ngăn cản sự sinh trưởng mạnh mẽ
của các vi sinh vật gây bệnh. Các chất này gồm nhiều loại có thể tác động đơn lẻ
phối hợp với nhau, bao gồm các chất kháng sinh, bacteriocin, siderophore,
lysozym, protease, hydroperoxit

- Có khả năng sinh trưởng nhanh, cạnh tranh thức ăn, hóa chất, năng
lượng với các vi sinh vật có hại. Ví dụ vi khuẩn probiotic có khả năng sinh
siderphore, liên kết với ion sắt, làm cho vi sinh vật gây hại không sinh trưởng
được vì thiếu sắt.
- Tăng cường khả năng miễn dịch, tăng cường đáp ứng miễn dịch tự
nhiên ở tôm và khả năng tạo thành kháng thể ở cá.
- Có khả năng cải thiện chất lượng nước ao nuôi do sự hình thành hàng
loạt enzym phân giải các chất hữu cơ, làm giảm hàm lượng BOD, giảm các khí
độc như: amoniac, H
2
S, Không những thế, sản phẩm trao đổi chất của vi sinh vật
probiotic còn cung cấp enzyem, các nguyên tố đa, vi lượng cho vật chủ, giúp
chúng sử dụng thức ăn hiệu quả hơn và do đó tăng trưởng tốt hơn.
Chế phẩm sinh học probiotic có khả năng chống nhiễm trùng do vi khuẩn
và virút (như virút rota gây tiêu chảy), chống ung thư, kích thích hoạt động của hệ

15

miễn dịch, làm giảm cholesterol Vì probiotic tác động làm ổn định khu hệ vi
sinh vật đường ruột, làm tăng các vi khuẩn có ích (các vi khuẩn sinh vitamin, sinh
chất kháng khuẩn, vi khuẩn phân giải đường bột ), làm giảm các vi khuẩn có hại
(các vi khuẩn cạnh tranh thức ăn, sinh chất độc ). Trong nuôi trồng thủy sản,
probiotic còn là chế phẩm xử lý môi trường. Thay cho mục đích chủ yếu là tiêu
diệt các bào tử vi khuẩn, chế phẩm sinh học được sản xuất với mục đích chủ yếu là
kích thích sự gia tăng của các vi sinh vật có lợi trong ao nuôi. Vi khuẩn Vibrio
spp. là nguyên nhân gây bệnh trong nuôi sò điệp P. maximus (Nicolas et al., 1996,
Bruno Gomez-Gil et al., 2000), A. purpuratus (Riquelme et al., 1990, Bruno
Gomez-Gil et al., 2000) và ấu trùng hàu (Elston et al., 1981, Bruno Gomez-Gil et
al., 2000) và probionts đã được sử dụng để kiểm soát chúng. Một loại vi khuẩn
(CA2), có thể là Alteromonas spp. (Douillet and Langdon, 1993, 1994) được sử

dụng cho nuôi ấu trùng hàu Thái Bình Dương (C. gigas). Ấu trùng hàu được nuôi
bằng tảo và vi khuẩn này có tỷ lệ sống là 21-22% cao hơn so với nuôi bằng tảo
thường (16-21%). Bằng chứng thực nghiệm của tác giả cho thấy vi khuẩn có thể
cung cấp chất dinh dưỡng cần thiết không có trong tảo, hoặc cải thiện các enzyme
hỗ trợ tiêu hóa cho ấu trùng (Douillet and Langdon, 1994). Mặc dù nhiều loại
probiotic đã được đưa vào sử dụng trong nuôi trồng thủy sản trong vài thập niên
qua, nhưng việc sử dụng các chế phẩm này chủ yếu theo kinh nghiệm. Tuy nhiên
người ta cho rằng, bất kỳ một chế phẩm sinh học nào cũng phải đạt được 3 quá
trình sau:
- Khống chế sinh học: những dòng vi khuẩn có ích trong chế phẩm có
khả năng sinh các chất kháng khuẩn ví dụ bacteriocin để tiêu diệt các vi khuẩn gây
bệnh trong ao.
- Tạo sức sống mới: các vi khuẩn trong chế phẩm khi đưa vào ao sẽ phát
triển mạnh mẽ cả về số lượng và hoạt tính, có khả năng tồn tại cả trong môi trường
và trong đường ruột, ảnh hưởng có lợi đối với vật nuôi.
- Xử lý sinh học: khả năng phân giải các chất hữu cơ trong nước giải
phóng axít amin, glucose, cung cấp thức ăn có vi sinh vật có ích, giảm thiểu thành
phần nitơ vô cơ như amôni, nitrit, nitrat, giảm mùi hôi thối, cải thiện chất lượng
nước.
Việc sử dụng các vi sinh vật hữu ích nhằm cạnh tranh với các vi khuẩn gây
bệnh đã được ứng dụng rộng rãi trong chăn nuôi, thay thế cho việc sử dụng hóa
chất, kháng sinh là một giải pháp quan trọng kiểm soát bệnh trong nuôi trồng thủy
sản. Tuy nhiên, chế phẩm sinh học chỉ có hiệu quả khi chúng được áp dụng đúng
cách cùng với một chế độ quản lý phù hợp (Moriarty et al., 2005). Cũng theo tác

16

giả, mục đích chính của sản phẩm probiotic cho các trại giống là để kiểm soát vi
khuẩn gây bệnh, nhưng kết quả không phải lúc nào cũng tốt, bởi vì vibrio phát
triển rất nhanh chóng và nhiều chủng có khả năng đề kháng có mặt trong một số

khu vực, một phần là để phản ứng lại với việc sử dụng kháng sinh. Một số trong số
này cũng có khả năng kháng lại các chế phẩm sinh học, vì vậy một chủng vi khuẩn
probiotic nào đó cần phải được lựa chọn cho một khu vực nhất định. V.
alginolyticus là chủng vibrio gây bệnh đỏ dọc thân ấu trùng tôm sú (Penaeus
monodon). Tuy nhiên, Austin et al., (1995) và Garriques and Arevalo (1995) được
trích dẫn bởi Bruno Gomez-Gil et al., (2000) cho rằng V. alginolyticus có thể có
những đặc điểm có khả năng chống lại bệnh trên ấu trùng tôm thẻ chân trắng
(Litopenaeus vannamei). Gatesoupe, (1990) được trích dẫn bởi Bruno Gomez-Gil
et al., (2000) cũng phát hiện V. alginolyticus trong luân trùng khỏe mạnh và tác
giả đã thiết lập một mối tương quan giữa tỷ lệ sống của ấu trùng cá bơn và tỷ lệ V.
alginolyticus trong môi trường nuôi. Các giả thuyết này cho thấy V. alginolyticus
có thể là một ứng cử viên probiotic cho việc nuôi ấu trùng tôm. Tuy nhiên, sử
dụng chúng phải thật sự thận trọng vì một số chủng có thể gây bệnh (Ligtner, 1993
được trích dẫn bởi Bruno Gomez-Gil et al., 2000).
Bacillus là một chi gồm các vi khuẩn hình que, nói chung là Gram dương,
nhiều dòng có khả năng chuyển động, sinh trưởng hiếu khí hoặc kỵ khí tùy ý, hầu
hết có phản ứng catalase dương tính, tất cả đều hình thành nội bào tử. Đây là
những vi khuẩn phân bố rất rộng trong tự nhiên, nhất là trong đất, nơi chúng tham
gia tích cực vào sự phân hủy chất hữu cơ nhờ vào khả năng sinh nhiều loại enzym
ngoại bào. Chính vì Bacillus thường xuyên có mặt trong đất mà Winogradsky đã
gọi chúng là các vi khuẩn của đất. Bacillus có khoảng hơn 266 loài nhưng phần
lớn trong chúng là vô hại, ví dụ như: B. amyloliquefaciens, B. thuringiensis, B.
subtilis, B. aterrimus. B. niger, B. pumilis, B. panis, B. vulgarus, B. nigrificans, B.
natto, B. licheniformis, B. megaterium, B. mesentericus, B. cereus, … đã được ứng
dụng trong nuôi trồng thủy sản với vai trò cải thiện sức khỏe, tăng cường các phản
ứng miễn dịch và cải thiện môi trường.
Kết quả thí nghiệm trên Cua biển (Scylla paramanosain) được cho ăn có
bổ sung đơn lẻ và kết hợp probiotics, Bacillus subtilis E20 và Lactobacillus
plantarum 7-40 cho thấy cua ăn thức ăn có bổ sung B. subtilis E20 (D20) biểu
hiện hoạt động enzyme phenoloxidase (PO), tỷ lệ thực bào (PA), và khả năng

kháng bệnh cao hơn so với cua cho ăn thức ăn đối chứng và cả cua cho ăn thức ăn
bổ sung cả hai loại probiotics (MD). Tỉ lệ chết của cua cho ăn ở nghiệm thức
(D20) thấp hơn một cách có ý nghĩa so với nghiệm thức cho ăn thức ăn có bổ
sung L. plantarum 7-40 do L. plantarum 7-40 ngăn cản sự phát triển của B.

17

subtilis E20, điều này có thể làm giảm tác dụng của probiotics ở nghiệm thức MD
(Shinn-Ping Yeh, Chiu-Hsia Chiu, Ya-Li Shiu, Chiu-Hung Liu, 2012).
Theo Balcázar and Rojas-Luna (2007) các dòng vi khuẩn Bacillus subtilis
UTM 126 tạo ra các hoạt chất chống lại những loài vi khuẩn gây bệnh Vibrio như
V. alginolyticus, V. parahaemolyticus và V. harveyi. Tác dụng sinh học của B.
subtilis đã được thử nghiệm trên tôm thẻ chân trắng giai đoạn con giống
(Litopenaeus vannamei) với loại thức ăn có bổ sung B. subtilis (10
5
CFU/g) trong
28 ngày trước khi ngâm tôm với V. harveyi ở 10
5
CFU/mL trong 24 giờ. Phương
pháp điều trị bằng B. subtilis UTM 126 giảm tỷ lệ tử vong xuống còn 18,25% so
với 51,75% ở nhóm đối chứng. Bacillus subtilis UTM 126 thực sự có khả năng
ứng dụng trong việc kiểm soát bệnh do V. harveyi lây nhiễm trong nuôi tôm.
Phạm Thị Tuyết Ngân và ctv., (2011) thí nghiệm dùng các loại vi khuẩn
hữu ích để kiểm tra các yếu tố môi trường và tôm sú (Penaeus monodon) nuôi
trong bể cho kết quả là các chỉ tiêu môi trường như COD, TAN, TKN, TN trong
bùn, TP trong nước và trong bùn ở các nghiệm thức có bổ sung vi khuẩn được cải
thiện tốt hơn lô đối chứng. Mật độ Bacillus ở nghiệm thức B37 và CNSH cao hơn
nghiệm thức còn lại. Vi khuẩn Vibrio sp. bị lấn át ở các nghiệm thức bổ sung vi
khuẩn. Tỉ lệ sống và tốc độ tăng trưởng của tôm ở các nghiệm thức có bổ sung vi
khuẩn cao hơn có ý nghĩa thống kê so với các nghiệm thức còn lại. Trong các

dòng vi khuẩn có lợi, B37 cho kết quả xử lý tốt nhất, khác biệt có ý nghĩa so với
các nghiệm thức khác (P<0,05).
Trong nghiên cứu của Mã Linh Tâm và Ngô Thị Thu Thảo (2013) đã bổ
sung glucose và chế phẩm sinh học vào nuôi Artemia thì bổ sung trực tiếp chế
phẩm sinh học chứa vi khuẩn Bacillus subtilis và đường glucose 100 µg/L vào môi
trường nuôi có tác động tích cực đến sự sinh trưởng, sinh sản của Artemia. Về sinh
sản thì vào ngày nuôi thứ 9, Artemia bắt đầu có hiện tượng bắt cặp. Các nghiệm
thức bổ sung glucose, Bacillus hoặc kết hợp glucose + Bacillus có Artemia bắt cặp
sớm nhất. Sau 15 ngày thí nghiệm, Artemia có tỉ lệ bắt cặp cao ở nghiệm thức ở
các nghiệm thức này, đặc biệt kết hợp glucose + Bacillus cho tỷ lệ bắt cặp cao
nhất (43%). Các yếu tố môi trường gây bất lợi như: ammonia, nitrite đều giảm
đáng kể trong các nghiệm thức có bổ sung chế phẩm sinh học chứa vi khuẩn
Bacillus subtilis và Lactobacillus acidophilus.




18

CHƯƠNG III
VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
3.1. Địa điểm và thời gian thực hiện
Đề tài được thực hiện từ tháng 10/2013 – 12/2013 tại trại thực nghiệm
Động vật thân mềm, khoa Thủy sản, trường Đại học Cần Thơ.
3.2. Vật liệu nghiên cứu
3.2.1. Dụng cụ thí nghiệm và hóa chất
 Keo thủy tinh (8L), hệ thống đèn chiếu sáng.
 Nhiệt kế, kính lúp có trắc vi kính, cân điện tử, máy đo pH cầm tay.
 Hệ thống sục khí: máy thổi khí, ống PVC, dây sục khí, đá bọt, pipet, van
chỉnh.

 Cốc thủy tinh, đĩa Petri, ống hút pipet, xô, vợt, khau lau.
 Hóa chất: Chlorine, EDTA, NaCl, dung dịch kiểm tra dư lượng
Chlorine, các bộ test SERA kiểm tra các yếu môi trường, lugol.
3.2.2. Nguồn nước
 Nước ngọt: sử dụng nguồn nước máy.
 Nước mặn: sử dụng nước ót (80‰) đã qua xử lý clorine.
3.2.3. Nguồn trứng giống Artemia
Sử dụng Artemia franciscana dòng Vĩnh Châu.
3.2.4. Thức ăn cho Artemia
 Thức ăn dành cho tôm Sú giống (Frippak 2).
 Cám thường
 Cám ủ với vi khuẩn Bacillus subtilis.
3.3. Phương pháp nghiên cứu
3.3.1. Cách ủ cám với Bacillus subtilis
Cân 1kg cám mịn, thêm vào 500g đường mật (rỉ đường), cho thêm 5g chế
phẩm sinh học thương mại chứa vi khuẩn Bacillus subtilis. Tiếp theo cho vào một
lượng nước vừa đủ. Ủ hỗn hợp cám trong 3 ngày sau đó phơi ngoài nắng hoặc sấy
ở nhiệt độ 50
o
C (1 – 3 ngày). Khi cám ủ đã khô thì xay cám bằng máy xay sinh tố