TẠO DÒNG, BIỂU HIỆN và TINH CHẾ HFGF 2 (FIBROBLAST GROWTH FACTOR 2) tái tổ hợp từ ESCHERICHIA COLI 1

Tổng quan tài liệu

CHƢƠNG I.
TỔNG QUAN TÀI LIỆU

-3-

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

1.1. HỌ NHÂN TỐ TĂNG TRƢỞNG NGUYÊN BÀO SỢI FGF (FIBROBLAST
GROWTH FACTOR)
1.1.1. Giới thiệu chung
Nhân tố tăng trƣởng nguyên bào sợi FGF đƣợc Armelin tìm thấy trong dịch
chiết tuyến yên vào năm 1973. Năm 1974, Gospodarowicz công bố nghiên cứu tìm
thấy nhân tố tăng trƣởng này trong dịch chiết não bò. Nghiên cứu này cũng tiến hành
thử nghiệm hoạt tính sinh học và kết luận protein đƣợc tìm thấy có tác dụng làm tăng
sinh các nguyên bào sợi. Sau đó, Gospodarowicz tinh chế phân đoạn dịch chiết đƣợc
tìm thấy ở pH acid và basic. Thí nghiệm đã cô lập đƣợc hai dạng FGF khác nhau tƣơng
ứng với mỗi phân đoạn pH. Nhân tố tăng trƣởng thu nhận đƣợc ở pH acid đƣợc gọi là
FGF-1 còn nhân tố tăng trƣởng thu nhận ở pH bazơ đƣợc gọi là FGF-2. Hai loại
protein có độ tƣơng đồng cao về trình tự amino acid. Hiện nay, trên 20 thành viên của
họ nhân tố tăng trƣởng FGF đã đƣợc tìm thấy và nghiên cứu về cấu trúc, hoạt tính… để
ứng dụng vào nhiều lĩnh vực khác nhau [5, 8].
Nhân tố tăng trƣởng nguyên bào sợi (FGF) đƣợc tìm thấy ở rất nhiều loài, từ
giun tròn đến con ngƣời. Ở động vật có xƣơng sống, trên 20 thành viên của họ nhân tố
tăng trƣởng FGF đã đƣợc tìm thấy với khối lƣợng phân tử từ 17 đến 34 kDa. Có 18 loại
nhân tố tăng trƣởng nguyên bào sợi (FGF1–FGF10 and FGF16–FGF23) đƣợc phân
vào sáu họ nhỏ dựa vào sự tƣơng đồng trình tự cũng nhƣ sự phát sinh giống loài: FGF1

và FGF2; FGF3, FGF7, FGF10, FGF22; FGF4, FGF5 và FGF6; FGF8, FGF17và
FGF18; FGF9, FGF16 và FGF20; FGF19, FGF21 và FGF23. Những nhân tố FGFs
không đƣợc xếp vào họ nào (FGF11-FGF14) có sự tƣơng đồng trình tự cao với họ FGF
nhƣng không gắn đƣợc lên thụ thể của FGF và vì thế không đƣợc coi là thành viên của
họ FGF (nhƣ FGF15 tìm thấy ở chuột là dạng tƣơng đồng với FGF19 ở ngƣời). FGF
hầu hết là những nhân tố cận tiết (paracrine), có vai trò trong sự hình thành mô và các
cơ quan ở những giai đoạn phát triển của phôi (năm phân họ FGF đầu tiên đều nằm
trong nhóm này). Ngƣợc lại, phân họ cuối cùng gồm FGF19, FGF21, FGF23 có vai trò

-4-

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

nhƣ những nhân tố nội tiết (endocrine), có vai trò điều hòa sự cân bằng acid mật,
cholesterol, glucose, vitamin D và phosphate trong cơ thể [6].
Phần lớn các gen fgf nằm rải rác trên toàn bộ gen. Ở ngƣời, 22 gen fgf và vị trí
của chúng (trừ FGF-16) đã đƣợc xác định. Nhiều gen của protein FGF đƣợc nhóm lại
trên cùng một nhiễm sắc thể, ví dụ nhƣ FGF-3, FGF-4 và FGF-19 có gen nằm ở nhiễm
sắc thể số 11, cánh dài, cách nhau lần lƣợt là 40 và 10kb. Điều này cho thấy các gen
mã hóa cho họ protein FGF đƣợc tạo nên bởi cơ chế nhân đôi, chuyển vị gen và nhiễm
sắc thể trong quá trình tiến hóa [8, 18].
Họ nhân tố tăng trƣởng FGF không những tƣơng đồng cao về trình tự amino
acid (13-71%) mà cấu trúc gen của chúng cũng đƣợc bảo tồn cao giữa các loài động
vật có xƣơng sống. Các protein thuộc họ nhân tố tăng trƣởng này có ái lực cao với
heparan sulfate proteoglycan. Sự tƣơng tác với heparan sulfate giúp hoạt hóa một trong
bốn loại receptor của FGF trên bề mặt tế bào [7, 17].

Hình 1.1. Sơ đồ các thành phần trong chuỗi polypeptide của FGF [8].
Tất cả các FGF đều có những peptide tín hiệu. Tuy nhiên, FGF9, 16 và 20 đƣợc
tiết thông qua mạng lƣới nội chất và bộ máy golgi; còn FGF1 và FGF2 đƣợc tiết theo
những con đƣờng riêng biệt độc lập nhau. Các họ FGFs có một vùng lõi tƣơng đồng
bao gồm 120 – 130 amino acids xếp trật tự tạo thành 12 phiến β không song song (β1β12) nối với nhau bằng những đầu carboxyl và amino. Vị trí gắn của Heparan sulphate
glucosaminoglycan (HSGAG) gọi là các HBS nằm ở bên trong lõi FGF bao gồm một
vòng nối β1-β2 và phần cầu nối giữa β10-β12. Đối với những FGFs cận tiết, những
-5-

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

nhân tố hình thành các HBS là các bề mặt tích điện dƣơng và giáp nhau. Ngƣợc lại, các
HBS của phân họ FGF19, 21 và 23 chứa một trình tự hình thành bởi vòng nối β1-β2 và
phần cầu nối giữa β10-β12 làm hạn chế vùng HSGAG gắn lên lõi FGF, nên những
phân họ này đƣợc tạo ra theo cơ chế nội tiết [6].
Họ nhân tố tăng trƣởng FGF là một họ protein đa chức năng. Trong quá trình
phát triển phôi, FGF có nhiều vai trò trong điều hòa sự tăng sinh tế bào, di chuyển và
biệt hóa. Trong cơ thể trƣởng thành, họ protein FGF là các yếu tố cân bằng nội môi.
Ngoài ra họ protein này còn có chức năng sửa chữa các mô, đáp ứng với các tổn
thƣơng. Một nhóm nhỏ các protein thuộc họ FGF biểu hiện ở các mô trƣởng thành có
vai trò quan trọng trong dẫn truyền tín hiệu thần kinh trong hệ thần kinh trung ƣơng và
ngoại vi. Tuy nhiên, khi biểu hiện bất thƣờng, các nhân tố tăng trƣởng này có thể gây
ung thƣ [5, 8].
Bảng 1.1. Các chức năng cơ bản của họ nhân tố FGF [34].
Chức năng

Phân họ

Tế bào đích

Tăng sinh tế bào

FGF-1, FGF-2

Tế bào mỡ tiền thân
Tế bào biểu mô, tế bào nội mô, tế
bào gốc thần kinh

FGF-4

Tế bào gốc lá phôi

FGF-7, FGF-10

Tế bào biểu mô

FGF-18

Tế bào tạo xƣơng, tế bào sụn,
hủy cốt bào

Sự di trú tế bào

Sự biệt hóa tế bào

FGF-2

Tế bào thần kinh đệm, tế bào cơ

FGF-4

Tế bào cơ

FGF7

Tế bào nội mô, tế bào sừng

FGF8

Tế bào mào thần kinh

FGF1, FGF2

Tế bào thần kinh biểu mô

FGF7

Tế bào sừng

-6-

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Sự hình thành mạch

FGF20

Tế bào gốc khỉ

FGF1, FGF2

Tế bào biểu mô

1.1.2. Nhân tố tăng trƣởng FGF-2
1.1.2.1. Cấu trúc của nhân tố tăng trƣởng FGF-2

Hình 1.2. Cấu trúc gene mã hóa protein FGF-2[17]
Gen mã hóa FGF-2 ngƣời nằm trên vùng q26-27 của nhiễm sắc thể số 4. Gen
dài khoảng 71kb gồm một vùng không dịch mã 5’UTR (Untranslated Region), 3 exon,
2 intron và vùng không dịch mã lớn 3’UTR (hình 1.2). Vùng không dịch mã 5’UTR và
3’UTR chứa các yếu tố điều hòa sự biểu hiện nhân tố tăng trƣởng FGF-2, mật độ tế
bào, các chất dẫn truyền thần kinh, con đƣờng truyền tín hiện thứ cấp…[17, 20].

-7-

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Hình 1.3. Cấu trúc ba chiều của FGF-2[6].
FGF-2 có hình dạng gần giống với một hình chóp tam giác. Mỗi mặt bên hợp
thành bởi hai chuỗi β. Ba mặt bên của hình chóp hình thành một khoang trống do sáu
chuỗi β song song ngƣợc chiều nhau tạo thành. Phần đáy của hình chóp gồm thêm sáu

chuỗi β. Nhƣ vậy, toàn bộ phân tử FGF-2 đƣợc cấu tạo bởi 12 chuỗi β xếp song song
ngƣợc chiều nhau (hình 1.3). FGF-2 đƣợc tìm thấy lần đầu tiên là dạng protein có 146
amino acid với trọng lƣợng phân tử khoảng 16,5kDa đƣợc phân lập từ tuyến yên. Khi
cDNA của FGF-2 đƣợc tạo dòng, codon AUG đƣợc xác định nhƣ là codon mở đầu cho
quá trình dịch mã cho protein gồm 155 amino acid. Ngoài ra không còn tìm thấy bất cứ
codon AUG nào khác ở thƣợng nguồn mRNA. Vì vậy, codon AUG đƣợc cho là codon
mở đầu cho quá trình dịch mã. Tuy nhiên, dựa vào trình tự cDNA tìm thấy trong não
lợn, não chuột, gan, phôi ngƣời, tuyến tiền liệt và một số tế bào đƣợc nuôi cấy khác,
ngƣời ta nhận thấy rằng phân tử FGF-2 trên thực tế có dài hơn hoặc ngắn hơn kích
trƣớc đây. Các dạng có ngắn hơn đƣợc cho là kết quả của việc phân giải dạng 155
amino acid. Các dạng dài hơn và có trọng lƣợng phân tử lớn hơn (196, 201, và 210
amino acid) đã đƣợc chứng minh thông quá việc phân tích phiên mã/dịch mã in vitro.
Và kết quả cho thấy codon CUG ở đầu 5’ so với codon AUG (vị trí khởi đầu phiên mã
dạng FGF-2 gồm 155 amino acid) đƣợc sử dụng làm codon mở đầu cho quá trình dịch
mã các dạng FGF-2 có trọng lƣợng phân tử lớn này [4, 5, 11].

-8-

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Kết quả của quá trình dịch mã này sẽ tạo ra 5 dạng protein FGF-2 khác nhau với
các trọng lƣợng phân tử và đặc điểm khác nhau. Khi cDNA FGF-2 đƣợc biểu hiện
trong tế bào, dạng mở đầu bằng codon AUG có trọng lƣợng phân tử thấp (LMW) là
18kDa. Dạng còn lại đƣợc mở đầu bằng codon CUG có trọng lƣợng phân tử cao
(HMW) lần lƣợt là 22; 22,5; 24; và 34kDa [23].

Hình 1.4. Các dạng FGF-2 được tạo thành [23].

Sự khác biệt về cấu trúc giữa FGF-2 có trọng lƣợng phân tử lớn với FGF-2 có
trọng lƣợng 18kDa là sự kéo dài của đầu N. Dạng trọng lƣợng phân tử lớn có chứa chín
trình tự lặp lại Gly-Arg (hình 1.4). Trong đó, ít nhất sáu arginines trong motif Glu-Arg
đã đƣợc methyl hóa. Chƣa có nghiên cứu nào về ảnh hƣởng của những trình tự
arginines đã đƣợc methyl hóa này nhƣng nó có thể ảnh hƣởng đến sự di chuyển hay ở
lại trong nhân của FGF-2 khi vận chuyển qua màng nhân. Điều này lý giải phần nào
nguyên nhân FGF-2 trọng lƣợng phân tử thấp tồn tại chủ yếu trong tế bào chất và có
vai trò tác động theo cơ chế cận tiết (paracrine) và tự tiết (autocrine). Trong khi đó,
FGF-2 trọng lƣợng phân tử cao tồn tại trong nhân, trong các tiểu phần ribosom và có
vai trò tác động theo cơ chế nội tiết (endocrine) [7, 19, 21].
Kết quả sắp gióng cột các trình tự amino acid của FGF-2 và FGF-1 cho thấy có
độ tƣơng đồng cao về trình tự amino acid (53%), do đó, dạng gấp cuộn của hai phân tử

-9-

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

này cũng giống nhau. Ngoài ra, các amino acid bảo tồn của họ protein FGF đƣợc tìm
thấy trong vùng lõi của FGF-2. Điều này củng cố thêm dự đoán rằng các thành viên
khác thuộc họ protein FGF sẽ có cấu trúc tƣơng tự với FGF-2 [6, 21].
Các vị trí tích điện dƣơng (Lys-138, Lys-134, Lys-128, Arg-129, Lys-144) trên
protein FGF-2 đƣợc xác định là vị trí gắn heparin của protein FGF. Vị trí gắn receptor
của protein đƣợc tạo thành nhờ đoạn peptide 115-124 (chứa Tyr-123 and Trp-124) trên
protein FGF-2. Trên cấu trúc không gian 3 chiều, phân tử FGF có hai gốc cysteine
(Cys-78 và Cys-96) đƣợc lộ ra ngoài và hai gốc cysteine khác (Cys-34 và Cys -101)
đƣợc quay vào phía bên trong lõi kị nƣớc. Do đó, bốn cysteine có thể tạo thành hai cầu
nối diusulfide. Tuy nhiên, khi phân tích cấu trúc tinh thể thì khoảng cách giữa hai cặp

cysteine này quá xa để có thể hình thành cầu nối bội phân tử nhƣng có khả năng hình
thành cầu nối liên phân tử [7, 19].
Phân tử FGF-2 tích điện dƣơng ở vị trí Lys (vị trí gắn với heparin), sinh ra năng
lƣợng trong phân tử, làm cấu trúc của protein không ổn định. Những phân tử tích điện
âm nhƣ heparin tƣơng tác với những vị trí này, làm cho FGF-2 trở nên ổn định hơn,
bảo vệ FGF-2 chống lại tác động của nhiệt độ, pH cũng nhƣ tác động của protease. Do
đó, có thể kết luận rằng, những gốc sulfate trên heparin giúp ổn định hoạt tính của
FGF-2. Hơn nữa, khi có những ion sulfate tồn tại trong dung dịch, nó cũng gắn vào các
vị trí lysine trên FGF và đóng vai trò giúp ổn định hoạt tính của protein này giống nhƣ
heparin. Tuy nhiên, cả ion sulfate và heparin đều không ngăn đƣợc việc hình thành cầu
nối disulfide nội/ngoại phân tử của các cystein tự do trong protein. Ngoài ra, cũng do
có khả năng tƣơng tác đặc hiệu với heparin nên chất này thƣờng đƣợc sử dụng để tinh
chế FGF-2 bằng phƣơng pháp sắc kí ái lực [25, 32].
Sự tƣơng tác giữa heparin và FGF-2 còn làm các phân tử này gắn lại với nhau
tạo các cấu trúc dimer và tetramer. Cơ chế heparin đóng góp vào việc hoạt hóa các
receptor của FGF-2 vẫn chƣa đƣợc biết rõ. Sự dimer hóa của FGF-2 là điều kiện cần
thiết để FGF-2 gắn và hoạt hóa các receptor của chúng. Heparin là một phân tử
glycoaminoglycan đƣợc sulfate hóa. Một đơn vị heparin disaccharide cơ bản của chuỗi
- 10 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

heparin bao gồm phân tử L-iduronic acid (Idu) và D-glucosamine (GlcN) nối với nhau
bởi cầu nối α(1-4) glycoside (hình 1.5). Một đơn vị heparin disaccharide có 3 nhóm
sulfate, một nhóm sulfate liên kết với gốc 2-hydroxyl của Idu và hai nhóm sulfate còn
lại liên kết với nhóm 2-amino và 6-hydroxyl của GlcN. Heparin có dạng chuỗi xoắn
quay về bên phải trong đó các đơn vị cấu tạo nên chuỗi heparin lệch nhau một góc 180o

[25, 32].

Hình 1.5. Đơn vị heparin saccharide của chuỗi heparin [32].
Các nghiên cứu cho thấy, chuỗi bên của nhóm các amino acid Asn-27, Arg-120,
Lys-125 tạo thành cầu nối hydrogen với nhóm sulfate liên kết với gốc 2-hydroxyl của
chuỗi heparin [25].
Ngoài tác dụng tƣơng tác với FGF-2 để tạo cấu trúc dimer và tetramer giúp
FGF-2 có thể gắn với receptor của nó với ái lực cao hơn, heparin còn bảo vệ nhân tố
tăng trƣởng FGF-2 khỏi sự bất hoạt do nhiệt hoặc acid và sự phân giải protein (hình
1.6) [25].
FGF-2 có điểm đẳng điện pI = 9,6. Nhiều nghiên cứu gần đây cho thấy FGF-2
bền ở pH 7 [25]. Với giá trị pI cực đoan nhƣ vậy nên việc tinh chế FGF-2 bằng sắc kí
trao đổi ion dễ dàng hơn so với các protein có pI gần pH trung tính.

- 11 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Hình 1.6. Cấu trúc dimer dạng cis (a), dimer dạng trans (b) và tetramer (c)
của FGF (hình tròn)và chuỗi heparin [25].
1.1.2.2. Hoạt tính sinh học của FGF-2
FGF-2 là một nhân tố tăng trƣởng đa chức năng, nó có vai trò trong sự tăng
sinh, di chuyển và biệt hóa tế bào. FGF-2 kích thích tăng sinh nguyên bào sợi, nguyên
bào cơ, nguyên bào xƣơng, tế bào thần kinh, tế bào nội mô, tế bào sừng…. Trong phôi
sớm, FGF-2 có vai trò biệt hóa các mô ngoại phôi bì thành các mô trung phôi, duy trì
tính đa năng của tế bào. FGF-2 cũng có vai trò quan trọng trong quá trình hình thành
mạch máu nhờ khả năng tăng sinh các tế bào nội mô mạch máu, chữa lành vết thƣơng

và sửa chữa mô. FGF-2 là một chất kích thích phân bào mạnh trên nhiều loại tế bào có
nguồn gốc từ trung phôi bì và thần kinh ngoại bì. Ở cấp độ hệ cơ quan, FGF-2 cũng
đóng vai trò quan trọng trong sự phát triển các hệ cơ quan khác nhau (bảng 1.2). FGF2 kích thích các nguyên bào sợi tăng sinh tạo mô hạt lấp đầy khoảng trống do vết
thƣơng gây ra trong quá trình làm lành vết thƣơng. FGF-2 tiết ra bởi những tế bào nội
mô lót bên trong thành mạch tác động theo cơ chế autocrine kích thích tế bào nội mô
thành mạch phân bào, tổ chức các tế bào mới tạo thành theo cấu trúc dạng hình ống và
đóng vai trò là chất hóa hƣớng động giúp hình thành mạch máu mới [4, 11, 34].
Gần đây, đã tìm thấy nhiều chất kích thích tế bào nội mô phân bào với khối
lƣợng phân tử 13-18kDa, có ái lực cao với heparin và điểm đẳng điện basic. Những
chất kích thích phân bào đó bao gồm nhân tố tăng trƣởng tế bào hình sao, nhân tố tăng
trƣởng gắn β heparin và các nhân tố tăng trƣởng từ tế bào máu, sụn, võng mạc, đại
thực bào, vùng dƣới đồi… đều là các dạng của FGF-2, chỉ khác nhau ở đầu N. Quá

- 12 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

trình xử lý nhân tố tăng trƣởng FGF-2 ở các mô khác nhau với các dạng protease đặc
trƣng cho từng mô đã tạo nên nhiều dạng FGF-2 nhƣ đã liệt kê ở trên. Tuy chức năng
của FGF-2 trong môi trƣờng invivo vẫn chƣa đƣợc biết rõ nhƣng những tính chất của
FGF-2 trong điều kiện nghiên cứu in vitro cho thấy FGF-2 có vai trò quan trọng trong
hình thành mạch máu mới, làm lành vết thƣơng và có khả năng gây ung thƣ nếu biểu
hiện bất thƣờng [26, 29, 33].
Bảng 1.2. Chức năng của FGF-2 ở các hệ cơ quan khác nhau [4].
Cơ quan

Chức năng

Não

Duy trì và biệt hóa tế bào thần kinh

Mạch máu

Hình thành mạch, tăng sinh tế bào cơ trơn
Hạn chế xơ vựa động mạch và điều hòa huyết áp

Phổi

Phân nhánh hình thái, ngăn ngừa xơ hóa

Chi

Phát triển chi

Cơ

Hình thành cơ

Xƣơng

Chữa lành xƣơng tổn thƣơng, hình thành sụn

Quá trình tạo máu

Kích thích tạo bạch cầu hạt, tăng tế bào nhân khổng lồ,
duy trì tế bào gốc

Chống lại quá trình apoptosis

Hệ sinh sản

Tạo tinh trùng

Mắt

Duy trì tế bào tiếp nhận ánh sáng và truyền tín hiệu

Da

Hình thành hắc tố da
Hình thành tế bào sừng
Sửa chữa mô

1.1.2.3. Các hƣớng ứng dụng của FGF-2
a) Trong nghiên cứu
- Vai trò của FGF-2 trong việc nuôi tế bào gốc phôi người

- 13 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Khi nuôi tế bào gốc phôi ngƣời, cần bổ sung các nhân tố tăng trƣởng nhƣ FGF-2,
activin A, TGFβ1, Wnt1, Wnt3… vào môi trƣờng nuôi để ức chế sự biệt hóa tế bào.
Trong tất cả các cách nuôi tế bào gốc phôi, FGF-2 là thành phần không thể thiếu trong

môi trƣờng.
Ngoài ra, FGF-2 còn đƣợc tạo ra bởi chính tế bào gốc phôi ngƣời. FGF-2 tạo
thành tác động trở lại lên tế bào bằng hai cách. Nếu FGF-2 có trình tự tín hiệu giúp
điều hòa sự biểu hiện của các gen liên quan đến kiểu hình sơ khai của tế bào. Cơ chế
tác động của dạng FGF-2 này đang đƣợc tiếp tục nghiên cứu. Đối với các FGF-2 không
gắn thêm các trình tự tín hiệu sẽ đƣợc tiết ra ngoài tế bào và tƣơng tác với các thụ thể
giúp tế bào gốc phôi ngƣời tăng sinh trong tình trạng không biệt hóa.
Hiện nay, cách nuôi tế bào gốc phôi trên môi trƣờng xác định trong đó có bổ sung
các nhân tố tăng trƣởng đƣợc ƣu tiên sử dụng hơn khi nuôi tế bào dùng cho các ứng
dụng trong y học vì tránh đƣợc nguy cơ nhiễm chéo mầm bệnh từ lớp tế bào đồng nuôi
cấy. Các nghiên cứu cho thấy việc kết hợp giữa FGF-2 với các nhân tố tăng trƣởng
khác noggin, activin A… giúp duy trì trạng thái không biệt hóa của tế bào gốc phôi khi
nuôi cấy tế bào gốc phôi trong khoảng thời gian dài [4, 34].
Nhƣ vậy, trạng thái không biệt hóa của tế bào gốc ngƣời đƣợc duy trì nhờ nhân tố
tăng trƣởng FGF-2. Cơ chế duy trì trạng thái không biệt hóa của FGF-2 trên tế bào gốc
phôi ngƣời cần đƣợc nghiên cứu cụ thể để có thể tối ƣu hóa quy trình nuôi loại tế bào
gốc này [4, 34].
b) Trong y học
- Ngăn ngừa hình thành sẹo lồi
Sự hình thành sẹo lồi đƣợc cho là do tình trạng tăng sinh quá mức của nguyên
bào sợi cơ và mô đàn hồi của da tại lớp trung bì trong quá trình làm lành các tổn
thƣơng trên da hoặc do đƣờng khâu của vết mổ. Những nghiên cứu gần đây cho thấy
việc sử dụng FGF-2 có khả năng ngăn ngừa sẹo hiệu quả do tác dụng ức chế quá trình
chuyển nguyên bào sợi thành tế bào cơ trơn. Ngoài ra, FGF-2 còn thúc đẩy quá trình
lành vết thƣơng, giảm khả năng tạo sẹo bằng cách điều chỉnh sự cân bằng chất nền
- 14 -

Luận văn thạc sĩ sinh học

Tổng quan tài liệu

ngoại bào. Do đó, FGF-2 đƣợc ứng dụng trong xử lý, ngăn ngừa sự hình thành sẹo lồi
trên da do phẫu thuật [33, 34].
- Điều trị bỏng
Việc điều trị những tổn thƣơng do bỏng gây ra gặp rất nhiều khó khăn so với
những tổn thƣơng khác. Những vết thƣơng do bỏng thƣờng bị nhiễm trùng do vi khuẩn
gây nên những biến chứng không mong muốn, nhất là ở trẻ em. Để khắc phục những
khó khăn này, việc điều trị những tổn thƣơng do bỏng phải đƣợc tiến hành trong thời
gian nhanh nhất để tránh nhiễm trùng gây ra những biến chứng khác. Với mục đích đó,
ngày nay FGF-2 đƣợc sử dụng để điều trị những tổn thƣơng do bỏng gây ra. FGF-2
đóng vai trò làm cho quá trình lành hóa vết thƣơng ở da nhanh hơn bằng cách hoạt hóa
các đại thực bào (macrophage), kích thích tăng sinh tế bào gốc trung mô giúp đẩy
nhanh quá trình co rút đóng kín vết thƣơng [33, 34].
- Điều trị bệnh nhân thiếu máu cục bộ
Trong y học, bệnh thiếu máu cục bộ đƣợc định nghĩa là hiện tƣợng hạn chế sự
cung cấp máu đến các mô, gây ra tình trạng thiếu oxy và các chất dinh dƣỡng cần thiết
cho việc trao đổi chất của tế bào dẫn đến tế bào bị chết và hoại tử mô. Thiếu máu cục
bộ thƣờng xuất hiện trong các bệnh thiếu máu cục bộ cơ tim, thiếu máu cục bộ não,
thiếu máu cục bộ chi. Tuy nhiên, bệnh thiếu máu cục bộ cơ tim và chi dƣới thƣờng là
phổ biển nhất và có tỷ lệ tử vọng cao nhất. Nguyên nhân gây ra bệnh thiếu máu cục bộ
thƣờng là do gặp các vấn đề về mạch máu nhƣ xơ vữa động mạch, hạ huyết áp, chèn ép
từ bên ngoài bởi khối u… Bệnh thiếu máu cục bộ thƣờng đƣợc điều trị bằng cách phẫu
thuật. Ví dụ nhƣ bệnh nhân thiếu máu cục bộ tim thƣờng đƣợc điều trị bằng cách khai
thông động mạch bị tắc nghẽn bằng một ống stent hoặc phẫu thuật mở đƣờng lƣu thông
máu đến mô bị thiếu máu. Tuy nhiên, cả hai cách đều có mặt hạn chế là gây nên những
tổn thƣơng, cho nên đó không phải là biện pháp điều trị phát huy hiệu quả lâu dài. Để
khắc phục hạn chế của những phƣơng pháp trƣớc đó, hiện nay ngƣời ta sử dụng nhân
tố tăng trƣởng nguyên bào sợi FGF-2 để điều trị chứng thiếu máu cục bộ tim. Một khi

- 15 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

vào mô bị thiếu máu, FGF-2 kích thích sự tăng trƣởng tế bào và thúc đẩy sự phát triển
mạch máu mới từ mạch máu đã tồn tại trƣớc đó [13, 18].
c) Trong mỹ phẩm
Các tính chất cơ học, bảo vệ, phục hồi của da suy giảm dần theo thời gian và tuổi
tác. Ngoài ra, các yếu tố gây stress của môi trƣờng bên ngoài nhƣ ô nhiễm, tia tử
ngoại… làm đẩy nhanh quá trình lão hóa của da. Sự tác động của tuổi tác và môi
trƣờng dẫn đến làn da bị khô ráp, nhăn nheo cũng nhƣ thay đổi sắc tố. Về mặt mô học,
theo thời gian lƣợng collagen trong da sẽ suy giảm, da sẽ mất dần các nguyên bào sợi
và mạng lƣới mạch máu. Để ngăn ngừa ngừa hiện tƣợng đó, FGF-2 đã đƣợc chứng
minh là có khả năng thúc đẩy sự phát triển của các nguyên bào sợi, hỗ trợ quá trình
tổng hợp collagen, hình thành mạch máu giúp ngăn ngừa và đẩy lùi tiến trình lão hóa
của da [4, 34].
Nhờ có khả năng ngăn ngừa sự lão hóa da mà hiện nay FGF-2 đƣợc ứng dụng rất
nhiều trong công nghệ mỹ phẩm. Một số sản phẩm đã đƣợc thƣơng mại chứa FGF-2 đã
đƣợc đƣa ra thị trƣờng chăm sóc sắc đẹp và nhận đƣợc những phản hồi tích cực.
1.2. BIỂU HIỆN PROTEIN TÁI TỔ HỢP Ở Escherichia coli
1.2.1. Giới thiệu chung
Vào những năm 1970, các thí nghiệm sản xuất protein tái tổ hợp đầu tiên đã thành
công ở vi khuẩn nhƣ hormon somatostatin, sau đó là insulin đều có giá trị cao ứng
dụng trong công nghiệp dƣợc phẩm và công nghệ sinh học. Hiện nay, Escherichia coli
là chủng chủ đang đƣợc sử dụng phổ biến nhất trong sản xuất protein tái tổ hợp do có
những ƣu thế nổi bật về tốc độ tăng trƣởng nhanh chóng, đạt đƣợc mật độ tế bào cao,
phát triển trên môi trƣờng đơn giản, rẻ tiền, các đặc tính di truyền đƣợc hiểu biết rõ,

sản lƣợng protein sản xuất cao (có thể lên đến 50%), có nhiều chủng đột biến, nhiều
vector tạo dòng thích hợp và thao tác di truyền dễ dàng [22, 30].
Bảng 1.3. Các chủng E. coli thường được dùng để biểu hiện protein tái tổ hợp[9].
Chủng

Đặc điểm

- 16 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

AD494

Đột biến trxB hỗ trợ tạo cầu disulfide tại vùng tế bào chất

BL21(DE3)

Bất hoạt protease lon và ompT

BL21 trxB

Đột biến trxB hỗ trợ tạo cầu disulfide tại vùng tế bào chất
Bất hoạt protease lon và ompT

BL21 CodonPlus-

Hỗ trợ biểu hiện protein eukaryote với các codon hiếm nhƣ

RP

AGG, AGA, CCC. Bất hoạt protease lon và ompT
Đột biến recA làm ổn định các vùng lặp

BLR

Bất hoạt protease lon và ompT

C41/ C43

Đột biến dành cho biểu hiện protein màng

JM 83

Tiết protein tái tổ hợp ra vùng ngoại vi tế bào chất

Origami B

Đột biến trxB/gor hỗ trợ tốt cho việc tạo thành liên kết
disulfide ở tế bào chất. Bất hoạt protease lon và ompT
Hỗ trợ biểu hiện protein của eukaryote với các codon hiếm

Rosetta-gami

nhƣ AUA, AGG, AGA, CGG, CUA, CCC và GGA
Bất hoạt protease lon và ompT. Đột biến trxB/gor hỗ trợ tốt
cho việc tạo liên kết disulfide ở tế bào chất

Protein tái tổ hợp đƣợc sản xuất ở E. coli có thể thực hiện theo ba hƣớng: sản
xuất nội bào, trong chu chất, và sản xuất ngoại bào. Trong đó, sản xuất protein tái tổ
hợp trong nội bào là chiến lƣợc đƣợc sử dụng phổ biến nhất. Protein tái tổ hợp tạo ra
có thể ở dạng tan hay không tan (thể vùi), do đó khuyết điểm chủ yếu của chiến lƣợc
này là hình thành protein ở dạng thể vùi không có hoạt tính, đặc biệt là khi biểu hiện
vƣợt mức. Protein mục tiêu sau khi thu nhận phải đƣợc tái gấp cuộn để có hoạt tính.
Nhiều cải tiến đã đƣợc tiến hành nhƣ nuôi cấy vi sinh vật ở nhiệt độ thấp, thay thế các
acid amin, sử dụng các chủng E. coli khác nhau(bảng 1.3), đồng biểu hiện với
chaperone gấp cuộn, thay đổi pH, nuôi cấy và cảm ứng biểu hiện ở điều kiện
stress…[9].

- 17 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Một khía cạnh khác cần đƣợc quan tâm là sản xuất các protein có cầu nối
disulfide trong tế bào chất của E. coli. Do tế bào chất của E. coli là môi trƣờng có tính
oxy hoá khử thấp, thiếu hệ thống protein DsbA và DsbB để hình thành cầu nối
disulfide hay có cơ chế ngăn chặn sự hình thành cầu nối này nên protein mục tiêu có
thể không có cầu nối disulfide hay có nhƣng cấu hình sai. Hƣớng giải quyết là đồng
biểu hiện DsbA và DsbB giúp tăng khả năng hình thành cầu nối disulfide [9, 30].
1.2.2. Các vị trí biểu hiện protein tái tổ hợp
1.2.2.1. Biểu hiện ở tế bào chất
Hầu hết protein đƣợc biểu hiện ở E. coli đều đƣợc thiết kế biểu hiện ở tế bào chất
của tế bào. Việc biểu hiện protein tái tổ hợp trong tế bào chất của E. coli gặp nhiều khó
khăn nhƣ protein thƣờng đƣợc tạo ra ở dạng không tan, không có hoạt tính sinh học gọi
là thể vùi (inclusion body), tế bào chất của E. coli không có cơ chế thúc đẩy sự hình

thành cầu nối disulfide… Tuy nhiên, hiện nay việc biểu hiện protein tái tổ hợp trong tế
bào chất của E. coli vẫn là phƣơng án đƣợc sử dụng phổ biến nhất do mức độ biểu
hiện cao hơn so với các vị trí khác trong tế bào, việc thiết kế plasmid cũng đơn giản
hơn. Ngoài ra, hiện nay ngƣời ta cũng phát triển nhiều phƣơng pháp nhằm cải thiện
tính tan của protein trong tể bào chất nhƣ đồng biểu hiện các phân tử chapreron; sử
dụng các chủng E.coli đột biến gen trx…[9, 30, 31].
1.2.2.2. Biểu hiện ở chu chất
Khoang chu chất của tế bào E. coli là nơi có tính oxi hóa cao do có chứa các
enzyme xúc tác cho việc hình thành liên kết disulfide. Tuy nhiên trong khoang chu chất
lƣợng protein thƣờng đƣợc biểu hiện với hiệu suất thấp. Mặt khác, để protein có thể
chuyển từ màng trong ra ngoài khoang chu chất là đoạn peptide tín hiệu. Không phải
peptid tín hiệu nào cũng hoạt động tốt trong tế bào E. coli. Khi tăng sự tổng hợp
peptide tín hiệu sẽ làm giảm mức độ biểu hiện của protein để tránh tình trạng ùn tắc hệ
thống vận chuyển qua màng, làm tăng sự tổng hợp protein đóng vai trò chuyển màng.
Bên cạnh đó khi biểu hiện ở chu chất, protein cũng có thể tồn tại ở dạng thể vùi [9, 30,
31].
- 18 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Hình 1.7. Sự hình thành cầu nối disuldide trong chu chất ở E. coli [9].
1.2.2.3. Tiết ra môi trƣờng
E. coli tiết rất ít (hầu nhƣ không có) protein ra ngoài môi trƣờng nuôi cấy.
Protein đƣợc định hƣớng tiết ra ngoài môi trƣờng sẽ phải qua hai màng: màng trong và
màng ngoài của E. coli. Cơ chế chuyển qua màng là rất đặc hiệu. Ngƣời ta cho rằng có
hai cách để định hƣớng protein đƣợc tiết ra ngoài môi trƣờng đó là sử dụng con đƣờng
tiết sẵn thông qua việc sử dụng các đoạn peptide tín hiệu; cách thứ hai là sử dụng các

yếu tố thẩm thấu ảnh hƣởng tới việc tiết protein có lựa chọn nhƣng lại hạn chế đƣợc
tính thấm của màng ngoài. Nhìn chung protein tạo ra bằng những phƣơng pháp này là
rất hiếm gặp [9, 30, 31].
1.2.3. Một số hệ thống cảm ứng biểu hiện ở E. coli
1.2.3.1. Hệ thống cảm ứng bởi IPTG
a. Giới thiệu
Hệ thống cảm ứng operon lac bởi lactose đã đƣợc phát triển từ lâu nhƣng lại có
một khuyết điểm lớn, lactose vừa là chất cảm ứng vừa là cơ chất cho -galactosidase
nên lƣợng lactose sẽ bị hao hụt dẫn đến phải bổ sung trong quá trình cảm ứng. Ngƣời
ta đã sử dụng các đồng đẳng của lactose để thay thế là IPTG (Isopropyl-β-D-thiogalactoside). Do không phải là cơ chất của -galactosidase, nên IPTG vẫn đƣợc duy trì
- 19 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

trong quá trình điều hoà. Nhƣ vậy, IPTG là phân tử có khả năng thay thế lactose trong
sự điều hoà operon lac.
Hệ thống cảm ứng bằng IPTG hiện nay rất phổ biến trong sản xuất protein tái tổ
hợp do chất cảm ứng IPTG ổn định, có nhiều loại chủng chủ cũng nhƣ hệ thống vector
đƣợc thiết kế thích hợp cho cảm ứng IPTG. Chủng chủ E. coli BL21(DE3) và hệ thống
vector pET là hệ thống biểu hiện đƣợc sử dụng phổ biến trong biểu hiện protein tái tổ
hợp [3, 24, 31].
b. Hệ thống vector pET
Các vector pET đƣợc xây dựng đầu tiên bởi Studier và cộng sự. Những vector
pET hiện nay đƣợc bổ sung thêm nhiều đặc tính mới giúp việc tạo dòng, phát hiện và
tinh chế protein mục tiêu trở nên dễ dàng hơn. Việc lựa chọn một loại vector pET phù
hợp để biểu hiện protein mục tiêu phụ thuộc vào nhiều yếu tố. Trong đó, ba yếu tố
quan trọng cần xét đến là mục tiêu ứng dụng của protein đích, các đặc tính sinh học về

protein này và chiến lƣợc tạo dòng.
Hệ thống vector pET thƣờng đƣợc sử dụng để tạo dòng và biểu hiện protein tái
tổ hợp trong E. coli. Vector có vùng MCS chứa các enzyme cắt giới hạn giúp tạo dòng
gen mục tiêu vào vector. Vùng MCS đƣợc thiết kế nằm ở vùng hạ lƣu của T7 promoter.
Khi tế bào chủ tạo ra enzyme T7 RNA polymerase và gắn vào T7 promoter gen mục
tiêu nằm ở vùng hạ lƣu của promoter sẽ đƣợc phiên mã, dịch mã và tạo protein tái tổ
hợp tƣơng ứng.
Vì T7 promoter chỉ gắn đặc hiệu với enzyme T7 RNA polymerase có nguồn gốc
từ thực khuẩn thể nên protein mục tiêu đƣợc điều hòa biểu hiện một cách hiệu quả. Mặt
khác, T7 promoter là một promoter mạnh, T7 RNA polymerase có hoạt tính cao nên
protein mục tiêu đƣợc sản xuất rất hiệu quả. Vài giờ sau cảm ứng, protein tái tổ hợp có
thể chiếm đến hơn 50% tổng protein của tế bào sản xuất ra. Hệ thống vector pET còn
có khả năng duy trì gen mục tiêu ở trạng thái không biểu hiện khi đƣợc tạo dòng vào tế
bào chủ không có gen mã hóa cho T7 RNA polymerase. Điều này giúp plasmid tồn tại
ổn định trong tế bào chủ do protein tái tổ hợp khi tạo ra có thể gây độc cho tế bào.
- 20 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Tuy nhiên, việc điều hòa biểu hiện T7 polymerase dựa vào promoter lac có hạn
chế là trong một số trƣờng hợp không cảm ứng mà vẫn có sự biểu hiện rò rỉ. Nếu gen
cần biểu hiện có khả năng gây độc thì việc biểu hiện rò rỉ làm ảnh hƣởng đến sức sống
của tế bào. Để giải quyết vấn đề này, có thể đồng biểu hiện T7 lysozyme để phân hủy
các T7 RNA polymerase đƣợc sản xuất với số lƣợng nhỏ khi chƣa đƣợc cảm ứng. Nhờ
vậy protein có khả năng gây độc đối với tế bào sẽ không đƣợc biểu hiện cho đến khi có
chất cảm ứng trong môi trƣờng. Hƣớng giải quyết này sẽ tạo ra có một khoảng thời
gian ức chế giữa thời điểm cảm ứng và biểu hiện cực đại của protein mục tiêu vì nồng

độ của polymerase phải tăng lên đủ lớn để vƣợt qua đƣợc sự ức chế của lysozyme [3,
24, 31].
c. Cơ chế cảm ứng biểu hiện bằng IPTG
Ở hệ thống biểu hiện đƣợc cảm ứng bằng IPTG, chủng chủ đƣợc biến đổi di
truyền để có gen mã hóa cho T7 polymerase trong bộ gen. Gen này đƣợc đặt dƣới sự
kiểm soát của lac promoter. Ngoài ra, gen lacI cũng đƣợc chèn vào bộ gen để tạo lac
repressor. Khi không có sự hiện diện của IPTG trong môi trƣờng, lac repressor tạo
thành gắn với lac operator làm promoter lac bị bất hoạt, gen mã hóa cho T7
polymerase không đƣợc biểu hiện.

Hình 1.8. Cơ chế điều hòa của T7 promotor [24].

- 21 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

Vector pET đƣợc thiết kế có T7 promoter và vùng MCS nằm sau T7 promoter.
Gen mục tiêu sẽ đƣợc thiết kế chèn vào vector ở vùng MCS để đƣợc kiểm soát biểu
hiện bởi T7 promoter. Ngoài ra, trên vector pET cũng có vị trí lac operator và gen lacI
mã hóa cho lac repressor để kiểm soát sự biểu hiện của T7 promoter.
Khi có sự hiện diện của IPTG, IPTG sẽ gắn vào lac repressor ở vị trí allosteric,
làm protein này thay đổi cấu hình và không thể gắn vào lac operator. Nhờ đó lac
promoter đƣợc hoạt hóa, gen mã hóa cho T7 polymerase đƣợc biểu hiện tạo T7
polymerase. IPTG cũng giải phóng T7 promoter trên vector pET khỏi sự kiểm soát của
lac repressor. Enzyme T7 polymerase tạo thành sẽ gắn vào T7 promoter đã đƣợc hoạt
hóa giúp biểu hiện gen mục tiêu đã đƣợc tạo dòng vào vector (hình 1.8) [3, 16, 24, 31].
1.2.3.2. Hệ thống cảm ứng bởi L - arabinose

Promoter đƣợc sử dụng là pBAD với nhân tố kích hoạt AraC. Khi môi trƣờng có
arabinose thì có sự điều hoà dƣơng, ngƣợc lại khi chỉ có glucose thì sự biểu hiện của
operon bị ức chế. Protein AraC hoạt động ở dạng dimer gắn vào 3 vị trí của operon
arabinose là O1, O2, và I. Khi vắng mặt arabinose thì dimer AraC sẽ tiếp xúc với vị trí
O2 nằm trong vùng gen araC, cách promoter araBAD khoảng 210 cặp base. Phần kia
của dimer sẽ tiếp xúc với vị trí O1 trong vùng promoter, do đó hình thành DNA dạng
vòng. Sự phiên mã của promoter AraBAD và araC sẽ bị ức chế bởi cấu hình vòng này.
Khi có mặt arabinose thì chính arabinose sẽ gắn vào dimer araC làm dimer này thay
đổi cấu hình, lúc đó dimer không gắn vào vị trí O2 nữa mà gắn vào vị trí I, nhờ đó
RNA polymerase bắt đầu hoạt động phiên mã.
Đây là một hệ thống điều hoà mạnh, với chất cảm ứng không đắt tiền, trong quá
trình lên men với hàm lƣợng cảm ứng 1% có thể đạt đƣợc sự biểu hiện tối ƣu [31].
1.2.3.3. Hệ thống cảm ứng bởi muối
Cảm ứng bởi muối là phƣơng pháp mới đơn giản, hiệu quả có thể áp dụng cho
sản xuất vƣợt mức protein tái tổ hợp. Hệ thống sử dụng chủng chủ E. coli GJ1158 đƣợc
thiết kế có promoter proU đƣợc cảm ứng bởi NaCl. Để tăng cƣờng biểu hiện, hệ thống

- 22 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

cảm ứng muối có nhân tố phiên mã T7 RNA polymerase, do đó protein đƣợc biểu hiện
vƣợt mức với lƣợng lớn [31].
1.3. TINH CHẾ PROTEIN TÁI TỔ HỢP
Protein đƣợc tinh sạch dựa trên những đặc tính căn bản nhƣ độ hòa tan, kích
thƣớc, điện tích và liên kết ái lực. Thông thƣờng, một hỗn hợp protein sẽ trải qua nhiều
giai đoạn phân tách, mỗi giai đoạn dựa trên một đặc tính nhất định, để cuối cùng thu

nhận đƣợc protein tinh sạch. Các kỹ thuật tinh sạch thƣờng dùng: tủa bằng muối, màng
bán dẫn, sắc ký [15].
1.3.1. Tủa bằng muối
Ở nồng độ muối cao, phần lớn protein sẽ giảm tính tan, hiện tƣợng này gọi là tủa
bằng muối (salting out). Mỗi loại protein sẽ kết tủa ở một nồng độ muối nhất định. Vì
vậy, hiện tƣợng tủa bởi muối có thể đƣợc dùng để phân đoạn protein [15].
1.3.2. Sự thẩm tích
Protein có thể đƣợc phân tách bằng sự thẩm tách thông qua màng bán dẫn, chẳng
hạn màng cellulose với nhiều lỗ. Những phân tử có cấu trúc không gian nhất định lớn
hơn đƣờng kính của lỗ sẽ bị giữ lại bên trong túi thẩm tách, trong khi đó, những phân
tử nhỏ hơn và các ion sẽ đi qua các lỗ đó ra ngoài túi. Kỹ thuật này dùng để loại bỏ
muối hay tách những phân tử nhỏ, nhƣng với kỹ thuật này không phân biệt đƣợc các
loại protein với nhau [15].
1.3.3. Sắc ký
Sắc ký là một phƣơng pháp phân tách quan trọng nhất trong sinh học phân tử vì
thích hợp với nhiều loại hợp chất và sản phẩm tinh sạch có thể đƣợc sử dụng ngay cho
việc định lƣợng và định danh.
Một hệ sắc ký gồm pha tĩnh, pha động và mẫu cần phân tách. Trong đó, tùy vào
loại mẫu cần phân tách ta có thể lựa chọn loại sắc ký cũng nhƣ nguyên liệu cho pha cố
định và pha di động.
Trong tinh sạch protein, có bốn phƣơng pháp đƣợc ứng dụng nhiều nhất là sắc ký
lọc gel dựa vào kích thƣớc của phân tử (Size Exclusion Chromagraphy), sắc ký trao đổi
- 23 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

ion dựa vào điện tích của phân tử (Ion Exchange Chromagraphy), sắc ký ái lực dựa vào

ái lực của phân tử với một loại phân tử khác (Affinity Chromagraphy) và sắc ký tƣơng
tác kỵ nƣớc (Hydrophobic Interaction chromatography, HIC) dựa vào mức độ kị nƣớc
của protein ở các nồng độ muối khác nhau.
Xây dựng một quy trình tinh chế hiệu quả là một trong những yếu tố quyết định
thành công của việc sản xuất protein. Tùy theo yêu cầu về độ tinh sạch, sự cần thiết
phải duy trì hoạt tính protein cũng nhƣ mức độ tạp trong nguồn mẫu ban đầu, các
phƣơng pháp đƣợc sử dụng để tinh chế và sự phối hợp giữa các phƣơng pháp này sẽ
khác nhau. Thông thƣờng, đối với một protein đƣợc sử dụng làm thuốc, quá trình tinh
chế đầy đủ gồm 3 giai đoạn:
- Giai đoạn bắt giữ: Đây là bƣớc cô lập nhanh protein mục tiêu khỏi vật liệu thô
ban đầu. Đồng thời, protein đƣợc cô đặc và chuyển qua dung dịch giúp duy trì hoạt
tính protein. Ở bƣớc này, protein thƣờng đƣợc phân tách theo nhóm bằng cách sử dụng
sắc ký ái lực hoặc sắc ký trao đổi ion.
- Giai đoạn tinh chế trung gian: giai đoạn này tập trung vào mục đích phân tách
protein mục tiêu khỏi các thành phần tạp lớn nhƣ nucleic acid, endotoxin, virus và các
protein khác. Giai đoạn này không cần phải tiến hành nhanh do các thành phần tạp gây
ra sự phân hủy và thủy giải protein đã bị loại đi trong giai đoạn trƣớc đó. Tuy nhiên,
các kỹ thuật tinh chế đƣợc sử dụng trong giai đoạn này cần phải có khả năng phân tách
cao. Do vậy, cần phải lựa chọn biện pháp dung ly protein hiệu quả, nhƣ sử dụng
gradient nồng độ hoặc dung ly nhiều bƣớc.
- Giai đoạn tinh chế cuối: Mục đích của giai đoạn này là loại những thành phần
tạp nồng độ thấp và điều chỉnh pH, nồng độ muối cũng nhƣ bổ sung các chất hỗ trợ để
bảo quản protein. Trong giai đoạn này cần phải sử dụng những kỹ thuật tinh chế có độ
phân tách cao để đạt đến độ tinh sạch cần thiết.
Đây là quy trình tinh chế protein đầy đủ, điều đó không có nghĩa là bất cứ
protein nào cũng cần tinh chế theo quy trình ba bƣớc này. Ví dụ, giai đoạn bắt giữ và
tinh chế trung gian có thể nhập lại thành một bƣớc duy nhất, tƣơng tự có thể nhập giai
- 24 -

Luận văn thạc sĩ sinh học

Tổng quan tài liệu

đoạn trung gian và giai đoạn cuối lại với nhau. Trong một số trƣờng hợp, nếu nguồn
mẫu ban đầu đã tinh sạch thì chỉ cần một tinh chế qua một bƣớc cuối cùng. Ngƣợc lại,
một số protein dùng làm thuốc cần bốn, năm bƣớc tinh chế để đạt đƣợc yêu cần về độ
tinh sạch và tính an toàn [15, 28].
1.3.3.1. Sắc ký trao đổi ion (Ion exchange chromatography – IEC)
Ra đời từ những năm 1960, IEC với khả năng phân tách và khả năng nạp mẫu
cao là một trong những kỹ thuật đƣợc sử dụng phổ biến nhất để tinh sạch protein,
peptid, nucleic acid và các phân tử sinh học tích điện khác. Kỹ thuật này giúp phân
tách những phân tử sinh học dựa vào sự khác nhau về đặc tính tích điện giữa chúng.
IEC phân tách các phân tử dựa vào điện tích bề mặt của nó. Chất nền IEC là
những hạt nhỏ chứa những nhóm tích điện dƣơng (cation) và tích điện âm (anion).
Phân tử protein đƣợc tạo thành từ những amino acid chứa nhóm acid và base yếu, do
vậy điện tích của protein thay đổi theo sự thay đổi pH của dung dịch chứa chúng. Giá
trị pH mà tại đó protein không tích điện gọi là điểm đẳng điện (pI). Ở pH cao hơn điểm
đẳng điện, protein tích điện âm và gắn vào chất nền của cột trao đổi anion. Ở pH thấp
hơn điểm đẳng điện, protein tích điện dƣơng và gắn với chất nền của cột trao đổi
cation. Để bắt đầu quá trình tinh chế, cột trao đổi ion cần đƣợc cân bằng với buffer có
lực ion và pH thích hợp cho phép protein mục tiêu có thể gắn vào chất nền sắc ký trong
khi các phần tử tạp đi ra khỏi cột nhiều nhất có thể. Trong phƣơng pháp này, pha tĩnh
là những hạt mang sẵn một điện tích nhất định, những hạt này sẽ tƣơng tác với các
phân tử (protein) mang điện tích trái dấu với chúng. Vì thế, những protein cùng dấu với
cột sẽ chạy ra khỏi cột trong khi những protein trái dấu bị giữ lại cột. Để phóng thích
những protein này, tăng nồng độ ion của pha động, những ion này sẽ thế phân tử
protein tƣơng tác với các hạt mang điện tích. Ví dụ, trong sắc ký trao đổi ion dƣơng,
thêm muối natri clorua hay muối khác trong dung dịch dung ly bởi vì ion natri sẽ tranh
bám vào cột với các protein có điện tích dƣơng, do đó, những protein mang điện tích

dƣơng đƣợc phóng thích ra ngoài cột lần lƣợt theo độ lớn về điện tích. Trong một số

- 25 -

Luận văn thạc sĩ sinh học


Tổng quan tài liệu

trƣờng hợp đặc biệt, protein đƣợc dung ly bằng cách thay đổi pH của dung dịch [15,
28].

Hình 1.9. Minh họa sắc ký trao đổi ion [15].
1.3.3.2. Sắc ký ái lực (Affinitive chromatography, AC)
Sắc ký ái lực là phƣơng pháp rất hiệu quả, đƣợc ứng dụng rộng rãi trong việc tinh
sạch protein. Kỹ thuật này dựa trên ái lực của protein với một số nhóm hóa học chuyên
biệt. Khi nạp hỗn hợp protein vào cột, protein có khả năng nhận biết một nhóm X hay
dẫn xuất của nó đƣợc gắn trên cột bằng nối cộng hóa trị. Sau đó cột đƣợc rửa để loại bỏ
những protein không tạo đƣợc nối hoặc nối không đặc hiệu, cuối cùng là dung ly
protein mục tiêu bằng dung dịch X với nồng độ cao hoặc thay đổi điều kiện để làm
giảm lực liên kết (hình 1.10). Kỹ thuật này có thể đƣợc sử dụng trong pha bắt giữ hoặc
tinh chế trung gian. AC có tính đặc hiệu protein nên đây là kỹ thuật tinh chế có độ phân
tách và hiệu suất cao.
Trong kỹ thuật này, protein mục tiêu đƣợc gắn đặc hiệu và thuận nghịch với
ligand tƣơng ứng. Ban đầu, mẫu đƣợc nạp vào dƣới điều kiện cho phép sự gắn đặc hiệu
xảy ra. Những protein không gắn đƣợc với ligand thì bị rửa đi sau đó. Cuối cùng,
- 26 -

Luận văn thạc sĩ sinh học

Tổng quan tài liệu

protein mục tiêu đƣợc tách ra dƣới điều kiện chuyên biệt bằng cách sử dụng chất gắn
cạnh tranh, hoặc đƣợc tách ra dƣới điều kiện không chuyên biệt bằng cách thay đổi pH
hoặc lực ion. Sau quá trình tinh chế bằng AC, protein thu đƣợc có độ tinh sạch cao và
đƣợc cô đặc [15, 28].

Hình 1.10. Hình minh họa sắc ký ái lực [17].
Nhằm mục đích ứng dụng trong nuôi cấy tế bào, y học và mỹ phẩm, FGF-2 tái tổ
hợp cần phải có độ tinh sạch tối thiểu là 95%. Dựa vào đặc điểm của FGF-2 có pI=9,6,
có ái lực cao với heparin, bền ở pH 7 và dựa vào các tính chất của các phƣơng pháp sắc
ký đã đƣợc nêu ở trên, trong luận văn này, chúng tôi sử dụng phƣơng pháp sắc ký trao
đổi cation và sắc ký ái lực heparin nhằm thu nhận FGF-2 có độ tinh sạch đạt yêu cầu từ
pha tan của dịch đồng nhất tế bào E. coli.

- 27 -

Luận văn thạc sĩ sinh học