Bài tiểu luận Dịch thuật chuyên đề vi nhân giống quang tự dưỡng

BỘ CÔNG THƯƠNG

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CÔNG NGHIỆP THỰC PHẨM TP. HCM
KHOA CÔNG NGHỆ SINH HỌC VÀ KỸ THUẬT MÔI TRƯỜNG
 oOo 

Đề tài:

DỊCH THUẬT CHUYÊN ĐỀ VI NHÂN
GIỐNG QUANG TỰ DƯỠNG

BÀI TIỂU LUẬN NHÓM
Môn: CÔNG NGHỆ SINH HỌC THỰC VẬT

Giảng viên hướng dẫn: Ths. Lê Thị Thúy

TP. HCM, Tháng 4 năm 2016


BỘ CÔNG THƯƠNG

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CÔNG NGHIỆP THỰC PHẨM TP. HCM
KHOA CÔNG NGHỆ SINH HỌC VÀ KỸ THUẬT MÔI TRƯỜNG
 oOo 

Đề tài:

DỊCH THUẬT CHUYÊN ĐỀ VI NHÂN GIỐNG
QUANG TỰ DƯỠNG
BÀI TIỂU LUẬN NHÓM
Môn: CÔNG NGHỆ SINH HỌC THỰC VẬT

Giảng viên hướng dẫn: Ths. Lê Thị Thúy
Thành viên thực hiện:
1.
2.
3.
4.
5.
6.

Huỳnh Ngọc Quang
Bùi Văn Sự
Mai Thị Cẩm Tiên
Nguyễn Thị Thúy Vi
Nguyễn Hải Đăng
Lê Thị Bích Ngọc

3008140018
3008140170
3008140249
3008140074
3008140205
3008140111

TP. HCM, Tháng 4 năm 2016


MỤC LỤC

LỜI MỞ ĐẦU
Ngày nay, cùng với sự phát triển nhanh chóng của xã hội, nhu cầu về các giống
các loại cây trồng trên thế giới nói chung và ở Việt Nam nói riêng tăng nhanh hơn bao
giờ hết. Khi sản xuất được mở rộng, nhu cầu về giống cũng tăng theo, và phương pháp
nhân giống cũng không ngừng cải tiến. Các loài thực vật được nhân giống chủ yếu
bằng phương pháp vô tính qua phương pháp giâm cành, chiết cành hay gieo hạt truyền
thống. Nhiều năm qua, thực tế cho thấy những phương pháp này không đáp ứng kịp
nhu cầu giống, mặt khác còn mang nguy cơ làm lây lan bệnh hại và làm thoái hóa
giống. Vì vậy trong sản xuất số lượng lớn cây giống sạch bệnh với tốc độ nhanh, chất
lượng đồng đều và đồng nhất về mặt di truyền, phương pháp nhân giống vô tính in
vitro rất hiệu quả. Tuy nhiên các nghiên cứu gần đây cho thấy phương pháp nuôi cấy
mô truyền thống thường không quan tâm nhiều đến các yếu tố môi trường và thường
dựa quá nhiều vào những ứng dụng các chất điều hòa tăng trưởng thực vật ngoại sinh.
Bên cạnh đó, việc bổ sung đường, agar và vitamin vào môi trường nuôi cấy, cùng với
việc sử dụng hệ thống nuôi cấy kín dẫn đến nhu cầu đòi hỏi sự vô trùng tuyệt đối. Điều
này làm tăng chi phí sản xuất; gây ra sự mất mát một số lượng lớn cây con do nhiễm
nấm khuẩn trong quá trình nuôi cấy; cảm ứng sự biến dị về hình thái, sinh lý cây nuôi
cấy; đặc biệt là hiện tượng thủy tinh thể (vitrification) thường xuất hiện. Chính vì vậy
mà tỷ lệ sống của cây in vitro trong giai đoạn thuần hóa sau ống nghiệm thấp. Chí vì
vậy mà Chieri Kubota một giáo sư người Nhật Bản đã tìm ra một phương pháp vi
nhân giống khác mà ở đó ta không cần bỏ sung đường, vitamin,…những thứ làm tăng
giá thành sản xuất gây ra những ảnh hưởng xấu vì thế “Phương pháp vi nhân giống
quang tự dưỡng” ra đời. Công trình nghiên cứu này đã được đăng tải trên nhiều tạp
chí khoa học nổi tiếng trên thế giới. Do đó, những nội dụng được công bố đều là tiếng
Anh đòi hỏi người đọc phải có một trình độ ngoại ngữ nhất định. Chính vì lẽ đó mà
nhóm đã được giao dịch thuật bài nghiên cứu này nhằm trao dồi vốn kiến thức Anh
ngữ cũng như kiến thức tinh hoa của nhân loại trong lĩnh vực Công nghệ sinh học .
Phần dịch thuật của nhóm chia ra làm 4 phần chính và được trình bày cơ
bản như sau:
Phần 1: Nguyên gốc: Trong phần này nhóm sẽ trích dẫn toàn văn bài nghiên cuu7a

của giáo sư Chieri Kubota.
Phần 2: Dịch tổng thể: Ở phần này nhóm sẽ dịch hoàn toàn bài nghiên cứu trên.
Phần 3: Dịch tóm tắt: Nhóm sẽ tóm tắc sơ lược lại “Phương pháp vi nhân giống
quang tự dưỡng” mà bài nghiên cứu đề cập đến.
Phần cuối cùng: Nhận xét

4|Page


Trong quá trình dịch vốn kiến thức cũng như trình độ anh ngữ còn hạn chế. Đa
phần dựa vào các công cụ dịch thuật phổ biến nên không tránh khỏi việc dịch ra tiếng
Việt có những chỗ không được chính xác đối với những từ ngữ chuyên nghành. Rất
mong Ths. Lê Thị Thúy và các thầy cô các bạn trong Khoa thông cảm và góp ý nhiều
hơn để những bài dịch thuật sau nảy ngảy càng hoàn thiện hơn.
Cuối cùng, xin chúc Ths. Lê Thị Thúy và quý thầy cô trong Khoa thật dồi dào
sức khỏe và luôn thành công trong công việc cũng như trong cuộc sống.

Xin trân thành cảm ơn !
NHỮNG NGƯỜI THỰC HIỆN

5|Page


I.
1.

Nguyên gốc
PHOTOAUTOTROPHIC MICROPROPAGATION:
IMPORTANCE OF CONTOLLED ENVIROMENT IN
PLANT TISSUE CULTURE.

Chieri Kubota
Department of Plant Sciences, The University of Arizona, Tucson, Arizona 857210036
Micropropagation is a method to produce genetically identical plantlets by
using tissue culture techniques. Photoautotrophic micropropagation refers to
micropropagation with no exogenous organic components (sugar, vitamins,
etc.added to the medium, and it has been developed along with the development
otechniques of in vitro environmental control. CO2 concentration, photosynthetic
photon flux, relative humidity, and air speed in the vessel are some of the
mostimportant environmental factors affecting plantlet growth and
development;controlling these factors requires knowledge and techniques of
greenhouse and horticultural engineering as well as the knowledge of physiology
of in vitro plantlets. Photoautotrophic micropropagation has many advantages
with respect to improvement of plantlet physiology (biological aspect) and
operation/management in the production process (engineering aspect), and it
results in reduction of production costs and improvement in quality of plantlets.
2. INTRODUCTION
Micropropagation, an in vitro vegetative propagation method using pathogen-free
propagules, has been considered signifi cant in agriculture and forestry for producing
pathogen-free stock plants or genetically superior clones that cannot be propagated by
seeds or whose propagation effi ciency is low in conventional vegetative propagation.
However, the widespread use of micropropagated transplants is still limitedby high
production costs, mostly attributed to a low growth rate, a signifi cant lossof plants in
vitro due to microbial contamination, poor rooting, low percent survival at the ex vitro
acclimatization stage and high labor costs. Recent research, however, has revealed that
most chlorophyllous explants/plants in vitro have the ability to grow
photoautotrophically (without sugar in the culture medium), and that the low CO 2
concentration in the air-tight culture vessel during the photoperiod is the main cause of
the low net photosynthetic and growth rates of plants in vitro.
3.

ENVIRONMENTAL CONTROL IN
MICROPROPAGATION

Most of the factors that bring about the high production costs are directly or
indirectly related to the heterotrophic or photomixotrophic characteristics of plant

6|Page


growth in vitro in conventional, heterotrophic or photomixotrophic micropropagation.
In conventional micropropagation, sugar in the culture medium is the main or sole
source of carbon and energy for plant growth in vitro. The supply of sugar to the
culture medium to promote plant growth in vitro has been considered to compensate
for the low or negative net photosynthetic rate of plants in vitro, and the poor
photosynthetic ability of plants in vitro is a main reason for the low or negative net
photosynthetic rate.
For successful photoautotrophic micropropagation, understanding the in vitro
environment and basics of environmental control is critical. For plants growing
photoautotrophically, promotion of photosynthesis is the primary way to enhance the
growth rate of the plantlets. To promote in vitro photosynthetic rates, it is necessary to
know the status of environmental conditions (for example, air temperature and CO 2
concentration) in the vessels and how to maintain them in optimum ranges for
maximizing net photosynthetic rates of the plantlets. Lack of understanding of the in
vitro environment or of the interaction of plantlets and the in vitro and ex vitro
environments, makes it more diffi cult to improve the micropropagation system by
applying the photoautotrophic micropropagation method.

4.

CHARACTERISTICS OF IN VITRO ENVIRONMENTAL
CONDITIONS IN THE CONVENTIONAL
PHOTOMIXOTROPHIC MICROPROPAGATION.

In vitro aerial conditions are affected by physical properties of the vessels,
environmental conditions outside the vessel (inside the culture room) and plantlets
(photosynthesis, transpiration, etc.) and generally characterized as having a:(1) low
CO2 concentration during the photoperiod, (2) high CO2 concentration during the dark
period, (3) low water vapor pressure defi cit (high relative humidity), (4) low air
current speed, and (5) low photosynthetic photon flux (PPF). As shown in Fujiwara et
al. (1987) and other reports, the typical diurnal change in CO 2 concentration in a
conventional culture vessel containing chlorophyllous plantlets is characterized with a
linear increase during dark period followed by a sharp decrease within a few hours
after onset of photoperiod to reach as low as the CO 2 compensation point. This
decrease in CO2 concentration clearly shows that the chlorophyll-containing plantlets
in vitro retain high photosynthetic ability, but the low CO 2 concentration, caused by
the limited ventilation of the vessel, forces the plantlets to grow photomixotrophically
(using sugar as a supplemental source for energy and carbon). Enhancing ventilation is
therefore the fi rst important key to success in photoautotrophic micropropagation.
Increasing the CO2 concentration inside the growth chamber (CO2 enrichment), high
photosynthetic photon fl ux (PPF), and use of porous supporting materials have been
recognized as signifi cant factors, in addition to enhanced ventilation, for success in
photoautotrophic micropropagation.

7|Page


5.

ADVANTAGES AND DISADVANTAGES OF

PHOTOAUTOTROPHIC MICROPROPAGATION

Photoautotrophic micropropagation has many advantages with respect to
improvement of plantlet physiology (biological aspect) and operation/management in
the production process (engineering aspect). Advantages with biological aspects are:
(1) promotion of growth and photosynthesis, (2) high survival percentage / smooth
transition to ex-vitro environment, (3) elimination of morphological and physiological
disorders, and (4) little loss of plantlets due to contamination. Advantages of
engineering aspects include: (1) flexibility in the design of the vessel (larger vessels),
(2) automation, and (3) simplifi cation of the micropropagation system. Disadvantages
of photoautotrophic micropropagation often considered when introducing the
technique in commercial operations are: (1) relative complexity of techniques and
knowledge required for controlling the in vitro environment; (2) expense for lighting,
CO2 enrichment, and cooling; and (3) limitation of application to multiplication
systems using multiple buds/shoots. Kozai (1991) and Kubota (2001) summarize more
details of the advantages/disadvantages of photoautotrophic micropropagation.

Figure 1. Tomato plantlets cultured (left) photoautotrophically under high PPF, vessel
ventilation rate and CO2 concentration without explant (nodal cuttings) leaf removal,
and photomixotrophically under low PPF, vessel ventilation rate and CO 2
concentration with (right, the conventional method) and without (center) explant leaf
removal.

8|Page


6.

APPLICATIONS OF PHOTOAUTOTROPHIC
MICROPROPAGATION

For the past 20 years, photoautotrophic micropropagation was successfully
applied to many plant species including acacia (Acacia mangium), cauliflower
(Brassica oleracea), chrysanthemum ( Chrysanthemum morifolium), citrus (Citrus
macrophylla), coffee (Coffea arabusta), eucalyptus (Eucalyptus camaldulensis),
grapevine (Vitis vinifera), potato (Solanum tuberosum), red raspberry (Rubus idaeus),
sugarcane (Saccharum spp.), sweetpotato (Ipomoea batatass), tobacco (Nicotiana
tabacum), and tomato (Lycopersicon esculentum). Figure 1 shows tomato plantlets
cultured under photoautotrophic conditions, compared with those under
photomixotrophic conditions for the same culture period (Kubota et al., 2001). The
culture conditions were combinations of high ventilation of the vessels with/without
CO2 enrichment and high PPF. Use of porous supporting materials is more signifi cant
for woody plant species that are generally slow and diffi cult to root during in vitro
culture (Kozai and Kubota, 2002). Figure 2 shows a scale-up system for
photoautotrophic micropropagation of eucalyptus (Zobayed et al., 2000).
A relatively new application of the photoautotrophic micropropagation method is
somatic embryogenesis, which is a key technology for mass production of elite clones
and has been introduced commercially, producing transplants for planting in clonal
forestry. One of the challenges preventing wider application of somatic embryos is low
percent germination of somatic embryos and conversion to plantlets. Coffea somatic
embryos were shown to have photosynthesis ability at the cotyledonary stage (Afreen,
2001) and both growth and development (conversion/germination) of somatic embryos
were enhanced under photoautotrophic conditions when CO 2 concentration was
properly controlled (Uno and Kubota, unpublished) (Fig. 3).
7.

CONCLUSION

Photoautotrophic micropropagation is an advanced plant production
techniquethat emerged as an integration of biology and engineering for practical

applications. Such integration will be necessary for the future development of
transplant production systems. The outcomes of research and development in
photoautotrophic micropropagation will contribute to improvement and problemsolving infuture agriculture, forestry and horticultural production systems.

9|Page


Figure 2. Scaled-up photoautotrophic culture vessel (picture taken after removal of the
lid). The vessel was 610 mm long, 310 mm wide, and 105 mm high (volume approx.
20 liters) (By courtesy of Zobayed; for descriptions refer to Zobayed et al., 2000). The
CO2 -enriched air is pumped into the vessel through the inlets into the air distribution
chamber beneath the plug tray. A nutrient solution in the reservoir (not shown in the
picture) is sent to the root zone to soak the vermiculite-based supporting material in
the plug tray and returned to the reservoir as scheduled with a timer.

10 | P a g e


Figure 3. Plantlets or cotyledonary embryos obtained from torpedo-shaped (upper
picture)and cotyledonary embryos (lower picture) cultured for 61 days under
photomixotrophic [indicated as “MT” and “MC”; sucrose in an agar-gelled medium,
low CO2 concentration and low photosynthetic photon fl ux (PPF)] and
photoautotrophic (“AT” and “AC”; no sugar in the medium, porous supporting
materials, high CO2 and high PPF) conditions (Uno and Kubota, unpublished).
Numbers in treatment codes indicate the CO2 concentration (400, 1500, or 5000
µmol•mol-1).
8. LITERATURE CITED
Afreen, F., S.M.A. Zobayed, and T. Kozai. 2001. Mass-propagation of coffee from
photoautotrophic somatic embryos. pp.355-364. In: N. Morohoshi and A.
Komamine(eds.). Molecular breeding of woody plants. Elsevier Science B.V.,

Amsterdam, The Netherlands.
Fujiwara, K., T. Kozai, and I. Watanabe. 1987. Measurements of carbon dioxide gas
concentration in closed vessels containing tissue cultured plantlets and estimates of
netphotosynthetic rates of the plantlets. J. Agr. Meteorol. 43:21-30. (in Japanese)
Kozai, T. 1991. Autotrophic micropropagation. pp.313-343. In: Y.P.S. Bajaj (ed..).
Biotechnology in agriculture and forestry 17: High-tech and micropropagation I.
Springer Verlag, New York, New York.
Kozai, T. and C. Kubota.2002. Developing a photoautotrophic (sugar-free medium)
micropropagation system for woody plants. J. Plant Research 114:525-537.

11 | P a g e


Kubota, C. 2001. Concepts and background of photoautotrophic micropropagation,
pp.325334. In: N. Morohoshi and A. Komamine (eds.). Molecular breeding of woody
plants. Elsevier Science B.V., Amsterdam, The Netherlands.
Kubota, C., N. Kakizaki, T. Kozai, K. Kasahara, and J. Nemoto.2001. Growth and
net photosynthetic rate of tomato plantlets during photoautotrophic and
photomixotrophic micropropagation. HortScience 36:49-52.
Zobayed, S.M.A., F. Afreen-Zobayed, C. Kubota, and T. Kozai.2000. Mass
propagation of Eucalyptus camaldulensis in a scaled-up vessel under in vitro
photoautotrophic condition. Annals Bot. 85:587-592.

II.
1.

Dịch tổng thể
Vi nhân giống quang tự dưỡng: Tầm quan trọng của
việc kiểm soát môi trường nuôi cấy mô tế bào thực
vật.

Chieri Kubota
Thuộc khoa thực vật học, trường ĐH Arizona, Tucson, Arizona 85721-0036
Vi nhân giống là một phương pháp dùng để sản xuất các cây non đồng nhất
về mặt di truyền bằng cách sử dụng kỹ thuật nuôi cấy mô.Vi nhân giống quang tự
dưỡng dùng để chỉ việc vi nhân giống không cần thêm các thành phần hữu cơ
ngoại sinh (đường, vitamin,v.v) vào môi trường. Và phương pháp này đã được
phát triển cùng với sự phát triển của kỉ thuật nhân giống in vitro có kiểm soát
môi trường. Nồng độ CO2, cường độ ánh sáng, độ ẩm môi trường, tốc độ luân
chuyển không khí trong bình là những yếu tố môi trường quan trọng ảnh hưởng
đến sự tăng trưởng và phát triển của các cây non; việc điều khiển các yếu tố đó
đòi hỏi phải có kiến thức sử dụng nhà kính, kỉ năng làm vườn tốt như những kiến
thức về sinh lí của thực vật trong nhân giống in vitro. Vi nhân giống quang tự
dưỡng có nhiều ưu điểm trong việc cải thiện chức năng sinh lí của cây non (khía
cạnh sinh học) và việc vận hành / quản lí trong quá trình sản xuất ( khía cạnh kỉ
thuật), và kết quả là phương pháp này sẽ làm giảm chi phí sản xuất và cải thiện
chất lượng của các cây non.
2. Giới thiệu
Vi nhân giống, hay in vitro là một kỉ thuật nhân giống từ các chồi sinh dưỡng
sạch mầm bệnh, có ý nghĩa trong việc sản xuất các loại cây quý hiếm hoặc các thế hệ
vượt trội về mặt di truyền trong nông nghiệp và lâm nghiệp mà không thể thu được từ
hạt hay các phương pháp nhân giống thông thường. Tuy nhiên, việc sử dụng kỉ thuật vi
nhân giống vẫn còn hạn chế bởi chi phí sản xuất cao, chủ yếu do tốc độ tăng trưởng
thấp, một lượng đáng kể cây in vitro bị chết do vi sinh vật, rễ yếu, tỉ lệ sống thấp trong
giai đoạn ex vitro (thử nghiệm bên ngoài) để quen với môi trường bên ngoài và chi phí
nhân công cao. Tuy nhiên, trong những nghiên cứu gần đây đã cho thấy các sắc tố diệp

12 | P a g e

lục/ cây in vitro có khả năng sinh trưởng bằng cách quang tự dưỡng ( không cần bổ
sung đường vào môi trường nuôi cấy), nhưng bình nuôi cấy luôn được đậy kín dẫn đến
tình trạng thiếu CO2 khi có ánh sáng chiếu vào sẽ dẫn đến hiệu suất quang hợp thấp và
dẫn đến cây in vitro tăng trưởng chậm.
3. Kiểm soát môi trường trong vi nhân giống.
Hầu hết các yếu tố liên quan đến đặc điểm dị dưỡng hay quang dị dưỡng tác
động trực tiếp hoặc gián tiếp lên năng suất của cây trồng, vi nhân giống dị dưỡng hay
vi nhân giống quang dị dưỡng thường phát triển trong in vitro. Thông thường trong vi
nhân giống, đường là nguồn cacbon chính và duy nhất có trong môi trường nhằm đảm
bảo việc cung cấp năng lượng cho sự phát triển của cây in vitro. Việc cung cấp đường
vào môi trường nuôi cấy để thúc đẩy sự sinh trường của cây in vitro nhẳm bù đắp cho
tỉ lệ quang hợp thấp hoặc không quang hợp của cây in vitro, khả năng quang hợp kém
của các cây trong ống nghiệm là nguyên nhân chính dẫn đến tì lệ quang hợp thấp hoặc
không quang hợp của cây in vitro.
Sự thành công của việc vi nhân giống quang tự dưỡng, là hiểu và điều khiển
được môi trường nuôi cấy là điều cần thiết. Qúa trình quang tự dưỡng ở các cây, là
một cách chủ yếu để tăng tốc độ sinh trưởng của các cây non thông qua việc tăng
cường độ quang hợp. Để tăng cường độ quang hợp trong in vitro, cần biết được sự
thay đổi của môi trường (ví dụ, nhiệt độ của môi trường và nồng độ CO 2) trong ống
nghiệm và biết cách duy trì cây in vitro trong điều kiện tối ưu nhất, đó là điều cần thiết
nhằm tăng cường độ quang hợp của các cây con. Việc thiếu hiểu biết về môi trường
nuôi cấy hay thiếu hiểu biết vể việc thích nghi của các cây non trong điều kiện in vitro
và trong điều kiện ex vitro, đó là những khó khăn trong việc áp dụng kỷ thuật vi nhân
giống quang tự dưỡng nhằm cải thiện phương pháp vi nhân giống truyền thống hiện
tại.
4.

Đặc điểm của môi trường vi nhân giống quang tự dưỡng
trong điều kiện nuôi cấy in vitro.

Trong nuôi cấy in vitro thông thường các điều kiện vật lý trong các ống nghiệm
kể trên không ảnh hưởng đến điều kiện môi trường bên ngoài ống nghiệm (bên trong
các phòng thí nghiệm) và đặc điểm của các cây con nói chung (sự quang hợp, thoát
hơi, v.v.) cụ thể như: (1) Nồng độ CO 2 thấp trong khi chiếu sáng, (2) Nồng độ CO 2 cao
trong bóng tối, (3) Sự chênh lệch áp suất hơi nước thấp ( độ ẩm tương đối cao),(4) Tốc
độ luân chuyển không khí thấp, (5) Cường độ quang tổng hợp thấp (PPF), theo như
Fujiwaraet (1987) và các nghiên cứu khác, trong bình nuôi cấy các cây với diệp lục tố
làm nồng độ CO2 tăng một cách tuyến tính trong bóng tối, sau đó giảm mạnh sau vài
giờ chiếu sáng để nồng độ CO2 đạt ngưỡng như ban đầu. Việc nồng độ CO 2 giảm, cho
thấy rõ ràng các chất diệp lục tố có trong các cây in vitro có khả năng quang hợp cao,
nhưng nồng độ CO2 thấp, nguyên nhân là do thiếu sự thông thoáng trong ống nghiệm,
buộc các cây phải phát triển trong điều kiện quang dị dưỡng (sử dụng đường như một

13 | P a g e


nguồn bổ sung năng lượng và cacbon). Do đó tăng cường thông khí chính là chìa khóa
quan trọng đầu tiên để thành công trong vi nhân giống quang tự dưỡng. Tăng nồng độ
CO2 trong buồng tăng trưởng ( làm phong phú lượng CO 2), cường độ quang tổng hợp
(PPF) cao, sử dụng các màng có các lỗ nhỏ được xem là yếu tố quan trọng để hỗ trợ
tăng cường sự thông khí, tạo ra sự thành công trong vi nhân giống quang tự dưỡng.
5.

Ưu điểm và nhược điểm của phương pháp vi nhân giống
quang tự dưỡng.

Vi nhân giống quang tự dưỡng có nhiều ưu điểm trong việc cải thiện chức năng
sinh lí của thực vật (khía cạnh sinh học) và việc vận hành / quản lí trong quá trình sản
xuất (khía cạnh kỹ thuật). Ưu điểm trong khía cạnh sinh học là: (1) Kích thích sự tăng
trưởng và quang hợp, (2) Tăng tỉ lệ sống cao khi chuyển cây sang môi trường ex vitro

(thử nghiệm bên ngoài), (3) Loại bỏ những hình thái và chức năng sinh lí bị biến dị,
(4) Hạn chế sự mất mát cây con do nhiễm khuẩn. Ưu điểm trong khía cạnh kỹ thuật:
(1) Linh hoạt trong việc thiết kế bình nuôi cấy ( những thùng nuôi cấy lớn), (2) Khả
năng tự động hóa, (3) Hệ thống vi nhân giống đơn giản. Về nhược điểm của phương
pháp vi nhân giống quang tự dưỡng thường chỉ quan tâm đến những công nghệ mang
lại lợi nhuận kinh tế: (1) Các kỉ thuật và kiến thức cần thiết tương đối phức tạp, (2) Chi
phí cho việc chiếu sáng, tăng lượng CO 2, làm mát và (3) hạn chế của ứng dụng này là
sử dụng nhiều chồi / cành trong một mẻ nuôi cấy. Theo những tóm tắt chi tiết của
Kozai (1991) và Kubota (2001) về những ưu điểm và nhược điểm của phương pháp vi
nhân giống quang tự dưỡng.

14 | P a g e


Hình 1: Giống cà chua nuôi cấy trong điều kiện quang tự dưỡng (lọ bên trái) dưới
cường độ quang tổng hợp cao (PPF), tỉ lệ nồng độ CO 2, độ thông thoáng cao trong lọ
nuôi cấy ( do bỏ nắp) và loại bỏ các lá và so với những lọ dưới cường độ quang tổng
hợp thấp (PPF), tỉ lệ thông thoáng và nồng độ CO 2 thấp thể hiện ở (lọ bên phải, kỉ
thuật nhân giống thông thường) và không loại bỏ lá (lọ ở giữa).
6.

Ứng dụng của vi nhân giống quang tự dưỡng.

Trong 20 năm qua, ứng dụng thành công vi nhân giống quang tự dưỡng trên
nhiều loài đối tượng cây trồng, bao gồm có cây keo (Acacia mangium), súp lơ
(Brassica oleracea), hoa cúc (Chrysanthemum morifolium), cây có múi (Citrus
macrophylla), cà phê (Coffea arabusta), bạch đàn (Eucalyptus camaldulensis ), nho
(Vitis Vinifera), khoai tây (Solanum tuberosum), mâm xôi đỏ (Rubus idaeus), mía
(Saccharum), khoai lang (Ipomoea batatas), thuốc lá (Nicotiana tabacum) và cà chua
(Lycopersicon esculentum). Hình 1 cho thấy những cây cà chua được nuôi cấy trong

điều kiện quang tự dưỡng, so với những cây nuôi cấy trong điều kiện quang dị dưỡng
trong cùng một thời gian (Kubota et al, 2001). Điều kiện nuôi cấy là sự kết hợp giữa
việc thông khí CO2 có trong và ngoài ống nghiệm cùng với cường độ quang tổng hợp
cao (PPF). Việc sử dụng các cái màng chuyên dụng có các lỗ nhỏ đặc biệt có ý nghĩa
đối với các cây thân gỗ nói chung, những cây tạo rễ rất khó và chậm trong môi trường
nuôi cấy in vitro (Kozai và Kubota, 2002). Hình 2 cho thấy một hệ thống mô hình vi
nhân giống quang tự dưỡng trên cây bạch đàn (Zobayed et al, 2000).
Một ứng dụng tương đối mới của phương pháp vi nhân giống quang tự dưỡng là
tạo phôi soma, việc tạo phôi soma là một kỹ thuật quan trọng trong sản xuất hàng loạt
các dòng vô tính vượt trội và đã được áp dụng vào mục đích thương mại, cũng như
trong việc sản xuất các cây trồng vô tính trong lâm nghiệp. Một trong những thách
thức ngăn các ứng dụng lớn hơn của các phôi soma là tỉ lệ phần trăm nảy chồi và
chuyển thành cây con khá thấp của các phôi soma. Phôi soma của giống Coffea cho
thấy cây có khả năng quang hợp ở giai đoạn lá mầm (Afreen, 2001) và có sự sinh
trưởng và phát triển (chuyển sang giai đoạn nảy chồi) của phôi soma được tăng lên
trong điều kiện quang tự dưỡng, khi nồng độ CO2 đã được kiểm soát hợp lí (Uno và
Kubota, chưa công bố) ( Hình. 3).
7.

Kết luận.

Vi nhân giống quang tự dưỡng là một phương pháp sản xuất cây trồng tiên tiến
xuất hiện dựa trên sự kết hợp giữa sinh học và những kỹ thuật ứng dụng trong thực tế.
Sự kết hợp như vậy là cần thiết cho việc phát triển những hệ thống sản xuất những cây
trồng cấy ghép trong tương lai. Những kết quả nghiên cứu và phát triển của kỹ thuật vi
nhân giống quang tự dưỡng sẽ góp phần cải thiện và giải quyết những vấn đề trong
lĩnh vực nông nghiệp, lâm nghiệp và các hệ thống sản xuất nông nghiệp sạch trong
tương lai.

15 | P a g e

Hình 2: Thùng nuôi cấy quy mô lớn trong điều kiện quang tự dưỡng (hình ảnh chụp
lại sau khi loại bỏ nắp), thùng dài 610 mm, rộng 310 mm và cao 105 mm (thể tích
khoảng. 20 lít) ( nghiên cứu bởi Zobayed; được Zobayed và các cộng sự đề cập đến
năm 2000). Không khí giàu CO2 được bơm vào thùng nuôi cấy thông qua các cửa hút
gió và được phân bố khắp buồng nuôi cấy dưới những cái khay. Một dung dịch có
trong các bể ( không hiển thị trong hình) được đưa đến các rễ cây để rể hút các chất
khoáng cần thiết và sau đó dòng chất khoáng sẽ trở lại các bể sau một khoảng thời
gian nhất định.

16 | P a g e


Hình 3: Cây con hay phôi mới có lá mầm thu được khỏi bể sau khi nuôi cấy ( ảnh ở
trên) và cây con đã xuất lá mầm ( ảnh ở dưới) đã nuôi cấy dưới 61 ngày trong điều
kiện vi nhân giống ["MT" và "MC" chỉ môi trường có bổ sung đường, agar, nồng độ
CO2 thấp và cường độ ánh sáng thấp (PPF)] và trong điều kiện quang tự dưỡng ("AT"
và "AC" chỉ trong môi trường không có đường , bổ sung khoáng, nồng độ CO 2 cao và
cường độ ánh sáng cao) (theo Uno và Kubota, chưa công bố). Các số liệu cho thấy
nồng độ CO2 sử dụng (400,1500 hay 5000 mmol • mol-1).
8. Tài liệu tham khảo.
Afreen, F., S.M.A. Zobayed và T. Kozai. 2001. Nhân giống hàng loạt các giống cà
phê từ phôi soma bằng phương pháp quang tự dưỡng. Trang 355- 364. Morohoshi and
A. Komamine (biên tập). Sự sản sinh các đại phân tử trong các cây thân gỗ. Theo tạp
chí khoa học Elsevier, Amsterdam, Hà Lan.
Fujiwara, K., T. Kozai và I. Watanabe. 1987. Các phương pháp đo nồng độ CO2 có
các mô thực vật trong mạch kín và ước tính tỉ lệ quang hợp của các mô thực vật. Theo
J. Agr. Meteorol. 43:21-30. (trên nước Nhật Bản).
Kozai, T. 1991.Vi nhân giống tự dưỡng. Trang 313- 343. Y.P.S. Bajaj (biên tập). Công

nghệ sinh học trong nông nghiệp vầ lâm nghiệp Chương 17: Kỹ thuật vi nhân giống
công nghệ cao, NXB. SpringerVerlag, New York, New York.
Kozai, T. và C. Kubota. 2002. Hệ thống vi nhân giống quang tự dưỡng (môi trường
không đường) cho các cây thân gỗ. Nghiên cứu của J. Plant 114: 525-537.
Kubota, C. 2001. Khái niệm và nền tảng của vi nhân quang tự dưỡng. Trang 325- 334.
N. Morohoshi and A. Komamine (biên tập). Sự sản sinh các đại phân tử trong các cây
thân gỗ. Theo tạp chí khoa học Elsevier, Amsterdam, Hà Lan.
Kubota, C., N. Kakizaki, T. Kozai, K. Kasahara và J. Nemoto. 2001. Sự sinh
trưởng và tỷ lệ quang tổng hợp của cây cà chua non trong suốt quá trình vi nhân giống
quang tự dưỡng và quang dị dưỡng hỗn hợp. Tạp chí Hortscience, 36:49-52.
Zobayed, S.M.A., F. Afreen-Zobayed, C. Kubota và T. Kozai. 2000. Nhân giống
hàng loạt cây bạch đàn trắng trong bình nuôi cấy trong điều kiện in vitro quang tự
dưỡng. Tạp chí Annals Bot. 85:587-592.

III.

Dịch tóm tắt.

Vi nhân giống quang tự dưỡng là phương pháp nuôi cấy mô dựa vào khả năng
quang tự dưỡng của mô thực vật. Trong phương pháp này, cây sẽ thu nhận CO 2 trong
không khí làm nguồn carbon thông qua quá trình quang hợp như cây sống ngoài tự
nhiên mà không cần dùng đường, vitamin, đồng thời hạn chế dùng các chất kích thích
sinh trưởng thực vật trong môi trường nuôi cấy. Điều này làm giảm sự nhiễm khuẩn và

17 | P a g e


nấm ở cây cấy mô; cây sẽ quang hợp và hô hấp tốt hơn; hệ thống rễ phát triển tốt hơn,
hấp thu muối khoáng dễ dàng hơn.
Phương pháp nhân giống này dựa vào khả năng quang tự dưỡng của cây cấy mô.

Tất cả các mô và cơ quan thực vật dùng trong nuôi cấy mô có diệp lục tố đều có khả
năng quang hợp. Cây được tạo điều kiện để thu nhận CO 2 trong không khí làm nguồn
carbon thông qua quá trình quang hợp như cây sống ngoài tự nhiên mà không cần
dùng đường, vitamin và hạn chế dùng các chất kích thích sinh trưởng thực vật trong
môi trường nuôi cấy.
Trong vi nhân giống quang tự dưỡng, sự cung cấp CO 2 cho cơ quan quang hợp
có thể được tăng cường bằng cách sử dụng màng lọc – loại màng với các lỗ nhỏ li ticó
khả năng ngăn bụi và lọc vi khuẩn, nhưng cho các khí lưu thông qua lại dễ dàng. Khi
cây quang hợp,khi nồng độ CO 2 trong bình nuôi cấy giảm xuống thấp CO 2 bên ngoài
sẽ tràn vào thông qua màng lọc, đảm bảo lượng CO 2 cần thiết cho quá trình quang hợp.
Hạn chế việc bổ sung các đường nguồn cung cấp cacbon chủ yếu của các cây in vitro.
Việc loại bỏ đường và vitamin - cơ chất dinh dưỡng của đa số vi sinh vật gây
nhiễm - trong môi trường nuôi cấy giúp tỷ lệ nhiễm khuẩn và vi nấm trong quá trình
nuôi cấy giảm hẳn. Điều này rất có ý nghĩa kinh tế vì chi phí công lao động và chi phí
nguyên vật liệu giảm.
Theo như khái niệm của phương pháp vi nhân giống quang tự dưỡng thì nhữ bể,
bình nuôi cấy như là những nhà kính thu nhỏ vì thế cây nuôi cấy theo phương thức này
sẽ chịu ảnh hưởng của các yếu tố vật lí từ môi trường như ánh sáng, CO2,…

IV.

Nhận xét.

Có thể thấy được tính ưu việt mà phương pháp này mang lại như hạn chế việc
cây in vitro bị nhiễm khuẩn do việc bổ sung các loại đường, vitamin,… gây ra, hạn chế
giá thành các sản phẩm. Các thí nghiệm đã chứng minh các cây in vitro phát triễn tốt
trong môi trường không có đường, vitamin, agar,.. và độ thoát khí của bình nuôi cấy
cao. Tỉ lệ nhiễm khuẩn giảm đáng kể (2%- 0%) , ngược lại với phương pháp nuôi cấy
truyền thống tỉ lệ nhiễm khuẩn lên tới 10% trên tổng các cây nuôi cấy ban đầu.Cây có
diện tích lá lớn hơn và việc đóng mở khí khổng ở mặt dưới lá tuân theo quy luật tự

nhiên khi gặp điều kiện thay đổi của môi trường. Trong khi đó cây nuôi cấy truyền
thống (có bổ sung đường và vitamin) có diện tích lá nhỏ, khí khổng mở liền tục trong
nhiều giờ khi đưa cây từ môi trường in vitr sang môi trường ex vitro. Tỷ lệ cây sống từ
95- 100% sau một tháng ở vườn ươm đối với môi trường không đường, trái lại đối với
môi trường có đường tỷ lệ sống chỉ từ 70- 80%. Tuy nhiên phương pháp này cũng còn
một số hạn chế trong quá trình sản xuất.
Các kết quả ứng dụng của công nghệ vi nhân giống quang tự dưỡng có thể được
xem là tiền đề hướng đến việc ứng dụng các hệ thống nuôi trồng kín với các điều kiện

18 | P a g e


nuôi trồng hoàn toàn được kiểm soát để sản xuất các hợp chất thứ cấp từ cây thảo dược
trong điều kiện hoàn toàn sạch, không gây ô nhiễm môi trường do việc sử dụng thuốc
trừ sâu, đồng thời có thể sản xuất quanh năm do không bị ảnh hưởng bởi thời tiết như
Nhật Bản đang làm hiện nay.
Việc áp dụng phương pháp này ở Việt Nam còn khá mới mẽ tuy vậy cũng đạt
được nhiều bước tiến trong lĩnh vực này. Trong đó phải kể đến việc Viện sinh học
nhiệt đới đã nhân giống thành công mô hình vi nhân giống quang tự dưỡng trên nhiều
đối tượng như cà phê, nho, bạch đàn,… làm tiền đề để phương pháp này ngày càng
phát triển trong tương lai.

-HẾT-

19 | P a g e