Ảnh hưởng của chất điều hòa sinh trưởng thực vật lên nuôi cấy đỉnh sinh trưởng và thiết lập cây hoàn chỉnh ở cây cọc rào (Jatropha curcas L.)

TẠP CHÍ SINH HỌC, 2012, 34(3SE): 188-195

ẢNH HƯỞNG CỦA CHẤT ĐIỀU HÒA SINH TRƯỞNG THỰC VẬT
LÊN NUÔI CẤY ĐỈNH SINH TRƯỞNG VÀ THIẾT LẬP CÂY HOÀN CHỈNH
Ở CÂY CỌC RÀO (Jatropha curcas L.)
Đỗ Đăng Giáp1*, Nguyễn Thị Kim Loan1, Trần Trọng Tuấn1, Trương Thị Trúc Hà1, Thái
Xuân Du1, Bùi Văn Thế Vinh2, Nguyễn Đình Lâm3, Dương Tấn Nhựt4
(1)

Viện Sinh học nhiệt đới, Viện Khoa học và Công nghệ Việt Nam, (*)
(2)
Đại học Kỹ thuật công nghệ tp. Hồ Chí Minh
(3)
Viện Khoa học Kỹ thuật Nông nghiệp miền Nam
(4)
Viện Sinh học Tây Nguyên

TÓM TẮT: Cây cọc rào (Jatropha curcas L.) được xem là nguồn năng lượng sinh học tái sinh không
cạnh tranh với các cây lương thực trên thế giới. Phương pháp nuôi cấy đỉnh sinh trưởng sẽ có ích cho việc
nhân giống đồng nhất và tạo cây sạch vi rút. Chồi cây cọc rào có chứa đỉnh sinh trưởng được chọn để khử
trùng và đem nuôi cấy trên môi trường MS có bổ sung riêng rẽ các chất điều hòa sinh trưởng thực vật khác
nhau sau: kinetin (N6-furfuryladenin) (0; 0,1; 0,5; 1,0; 1,5; 2,0 mg.l-1), BA (6-benzylaminopurine) (0; 0,1;
0,5; 1,0; 1,5; 2,0 mg.l-1), TDZ (thidiazuron) (0; 0,01; 0,05; 0,10; 0,50; 1,0 mg.l-1). Sự cảm ứng chồi ban
đầu được thúc đẩy hiệu quả nhất trong môi trường MS có bổ sung 0,1 mg.l-1 TDZ. Ở nồng độ này, hơn
95% đỉnh sinh trưởng phát triển hình thành chồi, ở các chồi được tái sinh không có sự hình thành mô sẹo.
Việc sử dụng TDZ kết hợp với GA3 không có ảnh hưởng tốt lên sự hình thành chồi từ đỉnh sinh trưởng
cây cọc rào mà chỉ có tác dụng kéo dài mẫu cấy. Trạng thái môi trường nuôi cấy có ảnh hưởng lên sự phát
triển của đỉnh sinh trưởng, môi trường MS bán rắn có bổ sung 0,1 mg.l -1 TDZ sẽ thích hợp cho sự hình
thành chồi. Sự hình thành rễ ở những chồi bất định có kết quả tốt trên môi trường MS có bổ sung 1,0
mg.l-1 IBA và 3,0 mg.l-1 thiamin.
Từ khóa: Jatropha curcas, cytokinin, đỉnh sinh trưởng, nhân giống, TDZ

MỞ ĐẦU

Cây cọc rào (Jatropha curcas L.) thuộc họ
Thầu dầu (Euphorbiaceae), hay còn được gọi là
cây dầu mè (tên tiếng Anh: Physic nut). Cây có
nguồn gốc từ Mê-xi-cô, Trung Mỹ, sau đó được
lan truyền sang châu Phi, châu Á. Cây Cọc rào
có tên trong từ điển những cây thuốc và vị thuốc
Việt Nam [8]. Cây có thể sinh trưởng ở những
vùng đất cát khô hạn. Hạt cây cọc rào có hàm
lượng dầu khoảng 30-40%, dầu thô từ hạt được
chế biến thành dầu diesel sinh học (biodiesel)
và nhiều sản phẩm giá trị khác như phân hữu
cơ, thuốc trừ sâu sinh học, dược liệu... Hiện
nay, nhiều nước trên thế giới đang chạy đua
phát triển cây này, nhất là các nước Ấn Độ,
Trung Quốc, Thái Lan, Malaisia, Indonesia,
Philippin, Mianma và nhiều nước châu Phi
nhằm phục vụ nhu cầu năng lượng tại chỗ và
xuất khẩu. Trồng cây cọc rào chống được sa
mạc hóa, mang lại việc làm cho người nghèo, có
ý nghĩa kinh tế-môi trường-xã hội cao.
Trồng cây để khai thác dầu lâu năm thì
phương pháp nhân giống bằng hạt được sử dụng
188

nhiều hơn. Những nghiên cứu đã chỉ ra rằng,
cây tạo thành từ nhân giống bằng giâm cành có
đời sống ngắn hơn, khả năng chống hạn và bệnh
tật kém hơn cây nhân giống bằng hạt [11].

Nhược điểm của phương pháp nhân giống bằng
hạt là chất lượng cây con không đồng nhất, bởi
vì cây cọc rào là cây thụ phấn chéo nên giữa các
hạt có sự khác nhau về mặt di truyền, các cây
tạo ra bằng gieo hạt có hàm lượng dầu trong hạt
không ổn định, dao động từ 4 đến 40% [13]. Vì
vậy, phương pháp nhân giống in vitro vẫn là kỹ
thuật hiệu quả để nhân nhanh những cây đầu
dòng. Vi nhân giống cây J. curcas đã được
nghiên cứu nhiều trên thế giớí, cây con được tái
sinh từ nuôi cấy các bộ phận khác nhau như:
chồi nách, chồi đỉnh, đốt thân, trụ dưới lá mầm,
cuống lá, lá... [31, 27, 32, 6, 14, 30].
Để sản xuất hiệu quả biodiesel từ cây cọc
rào, điều quan trọng là cần có giống tốt và nhân
những cây đầu dòng để phát triển vùng nguyên
liệu [31, 27]. Phương pháp nuôi cấy đỉnh sinh
trưởng đã được sử dụng rộng rãi trong vi nhân
giống thực vật bậc cao trong suốt ba thập kỷ qua.


Do Dang Giap et al.

Ứng dụng quan trọng nhất của nuôi cấy đỉnh sinh
trưởng là tạo ra các cây con sạch bệnh, nhân
nhanh và bảo quản các phôi mầm sạch vi rút
trong thời gian dài thông qua kỹ thuật bảo quản
phôi đông lạnh [26]. Kỹ thuật nuôi cấy đỉnh sinh
trưởng được ghi nhận là có thể dòng hóa những
giống cây trồng từ ex vitro vào điều kiện in vitro

có đặc điểm sạch nhiều bệnh thực vật khác nhau
như: vi rút, vi khuẩn, nấm bệnh [16, 15, 23, 10,
3]. Những hiệu quả của kỹ thuật nuôi cấy đỉnh
sinh trưởng đã được ứng dụng trong dòng hóa
cây giống sạch bệnh ở một số loại cây trồng có
giá trị như: khoai tây [4], tỏi [5], đậu lạc [21], củ
cải đường [2] và cà chua [1]. Trong bài báo này,
chúng tôi sử dụng phương pháp nuôi cấy đỉnh
sinh trưởng cây Cọc rào để tạo nguồn cây giống
cây cọc rào đầu dòng sạch bệnh. Kết quả nghiên
cứu này sẽ giúp ích nhiều trong thiết lập quy
trình nhân giống, giúp sản xuất cây với số lượng
lớn trong thời gian ngắn.

(gibberellic acid) lên sự phát triển của đỉnh sinh
trưởng cây cọc rào in vitro

PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

Các chồi hình thành từ đỉnh sinh trưởng
được nuôi cấy trong môi trường MS có bổ sung
1 mg.l-1 IBA [8] kết hợp với vitamin B1 –
thiamin (0; 1,0; 3,0; 6,0; 9,0 mg.l-1). Sau 3 tuần
nuôi cấy ghi nhận các chỉ tiêu: số lượng rễ và
chiều dài rễ.

Vật liệu
Sử dụng các chồi có chứa đỉnh sinh trưởng
của cây cọc rào đầu dòng được trồng tại vườn
ươm Viện Sinh học nhiệt đới làm vật liệu nuôi

cấy. Các chồi sau khi thu nhận được khử trùng
sơ bộ bằng cách đặt dưới vòi nước chảy (30
phút), rửa qua bằng xà phòng loãng, sau đó
ngâm trong cồn 70% (30 giây). Mẫu được
chuyển vào tủ cấy và lắc khử trùng với dung
dịch javel ở nồng độ 12,5% với thời gian là 5
phút, sau đó rửa lại bằng nước cất vô trùng (4-5
lần), dùng kính lúp tách lấy đỉnh sinh trưởng để
sử dụng cho các thí nghiệm.
Phương pháp
Khảo sát ảnh hưởng của cytokinin (BA, kinetin)
và TDZ lên sự phát triển của đỉnh sinh trưởng
cây cọc rào in vitro
Các đỉnh sinh trưởng được cấy vào môi
trường cơ bản MS (Murashige & Skoog, 1962)
có bổ sung 30 g.l-1 sucrose; 8 g.l-1 agar và các
chất điều hòa sinh trưởng gồm kinetin (0; 0,1;
0,5; 1,0; 1,5; 2,0 mg.l-1 ); BA 0; 0,1; 0,5; 1,0;
1,5; 2,0 mg.l-1); TDZ (0; 0,01; 0,05; 0,10; 0,50;
1,0 mg.l-1) ở các nồng độ riêng rẽ.
Khảo sát ảnh hưởng sự kết hợp của TDZ và GA3

Các đỉnh sinh trưởng được cấy vào môi
trường MS có bổ sung 30 g.l-1 sucrose; 8 g.l-1
agar; 0,1 mg.l-1 TDZ kết hợp với GA3 ở các
nồng độ khác nhau (0; 1,0; 3,0; 5,0; 7,0 mg.l-1).
Khảo sát ảnh hưởng một số trạng thái môi
trường nuôi cấy lên sự phát triển của đỉnh sinh
trưởng cây cọc rào in vitro
Các đỉnh sinh trưởng được cấy vào môi

trường cơ bản MS có bổ sung 30 g.l-1 sucrose;
0,1 mg.l-1 TDZ và agar lần lượt là 0,0 g.l-1
(lỏng), 4,0 g.l-1 (bán rắn), 8,0 g.l-1 (rắn).
Các thí nghiệm sau 4 tuần nuôi cấy ghi
nhận các chỉ tiêu: tỷ lệ hình thành chồi, số chồi
hình thành và khối lượng tươi mẫu.
Khảo sát ảnh hưởng của thiamin lên sự hình
thành rễ của các chồi từ đỉnh sinh trưởng cây
cọc rào in vitro

Tất cả môi trường được điều chỉnh về pH
5,8-5,9, hấp khử trùng ở 121°C, 1 atm trong 20
phút.
Điều kiện thí nghiệm
Thí nghiệm được tiến hành trong phòng
nuôi cấy có nhiệt độ trung bình 25°C  2, thời
gian chiếu sáng 14 h/ngày, cường độ chiếu sáng
tương đương 50,64  1,00 µmol.m-2s-1, độ ẩm
trung bình 60%  5.
Xử lý thống kê số liệu
Các thí nghiệm đều được bố trí theo kiểu thí
nghiệm hoàn toàn ngẫu nhiên. Số liệu được ghi
nhận và xử lý bằng phần mềm Statgraphics
Centurion XV theo phương pháp DMRT [8] ở
mức ý nghĩa 5%.
KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

Ảnh hưởng của cytokinin (BA, kinetin) và
TDZ lên sự phát triển của đỉnh sinh trưởng
cây cọc rào in vitro

Sự phát triển của đỉnh sinh trưởng trên môi
189


TẠP CHÍ SINH HỌC, 2012, 34(3SE): 188-195

trường có bổ sung BA, kinetin và TDZ được thể
hiện trong bảng 1. Các chất điều hòa sinh
trưởng ở những nồng độ khác nhau có ảnh
hưởng khác nhau đến sự hình thành chồi từ đỉnh
sinh trưởng của cây Cọc rào. Sau 4 tuần nuôi
cấy trên môi trường có bổ sung kinetin, BA,
TDZ, đỉnh sinh trưởng có sự phát triển, các chồi
mới được hình thành với tỷ lệ tái sinh chồi, số
chồi hình thành và khối lượng tươi của chồi cao.

Trên môi trường có bổ sung 1,0 mg.l-1 kinetin
cho tỷ lệ mẫu hình thành chồi cao hơn (86,67%)
so với những công thức còn lại, tuy nhiên, số
chồi hình thành (8,67) lại thấp hơn so với môi
trường có bổ sung 0,5 mg.l-1 kinetin (9,67), sự
khác biệt giữa các công thức không có ý nghĩa
về mặt thống kê. Trên môi trường MS có bổ
sung BA, sự hình thành chồi thấp hơn so với
môi trường có bổ sung kinetin và TDZ.

Bảng 1. Ảnh hưởng của BA, kinetin và TDZ lên sự phát triển của đỉnh sinh trưởng cây Cọc rào
Công thức
thí nghiệm

Kinetin

BA

TDZ

Nồng độ
CĐHSTTV
(mg.l-1 )
0,1
0,5
1,0
1,5
2,0
0,1
0,5
1,0
1,5
2,0
0,01
0,05
0,1
0,5
1,0

Tỉ lệ mẫu hình
thành chồi (%)

Số chồi hình
thành/mẫu (chồi)

Khối lượng tươi
(g)

66,67ef
80,00c
86,67bc
83,33bc
66,67ef
60,00f
83,33bc
70,00e
60,00f
30,00g
60,00f
93,33b
96,66a
76,67d
23,30g

9,00e
9,67d
8,67e
7,30f
7,00fg
7,00fg
8,67e
8,67e
10,67cd
5,00g

11,66cd
16,66b
17,66a
16,0b
13,66d

0,0224de
0,0331cd
0,0219de
0,0193ef
0,0148ef
0,0173ef
0,0208e
0,0136f
0,0090g
0,0095g
0,0319d
0,0541c
0,0944a
0,0714b
0,0464cd

a, b, c... thể hiện sự khác biệt có ý nghĩa ở mức tin cậy P = 0,05 theo phương pháp Duncan.

Ảnh hưởng của các nồng độ TDZ đến sự
phát sinh chồi khá rõ rệt, môi trường có bổ sung
TDZ ở các nồng độ từ 0,01 - 0,10 mg.l-1 đều khả
năng cảm ứng tạo chồi in vitro, nồng độ TDZ
tăng dần thì số chồi và khối lượng tươi của chồi
cũng tăng. Ở công thức có bổ sung 0,10

mg.l-1 TDZ, tỷ lệ hình thành chồi đạt gần tối đa
(96,66%), số chồi và khối lượng tươi trung bình
cũng cao nhất (17,66 chồi/mẫu và 0,0944
g/chồi). Tuy nhiên, khi tăng nồng độ từ 0,5 - 1,0
mg.l-1 TDZ thì khả năng tạo chồi và khối lượng
tươi giảm dần có thể do sự ức chế của chất điều
hòa sinh trưởng lên sự phát triển của đỉnh sinh
trưởng. Do đó, có thể thấy môi trường nuôi cấy
có bổ sung 0,1 mg.l-1 TDZ thích hợp cho sự
phát triển của đỉnh sinh trưởng cây cọc rào.

190

TDZ được sử dụng trong vi nhân giống thông
qua con đường phát sinh cơ quan và phát sinh
phôi trên nhiều đối tượng thực vật khác nhau
[18]. Trong các báo cáo gần đây, TDZ là một
phần không thể thiếu trong nuôi cấy mô các cây
thân gỗ cũng như cây thân thảo [12].
Ảnh hưởng kết hợp giữa TDZ với GA3 lên sự
phát triển của đỉnh cọc rào in vitro
TDZ có thể kích thích cảm ứng và nhân
chồi khi được sử dụng riêng rẽ hoặc kết hợp với
các chất điều hòa khác. Trên cở sở đó, chúng tôi
tiến hành thí nghiệm khảo sát ảnh hưởng của
TDZ kết hợp với GA3 lên sự tăng trưởng của
đỉnh sinh trưởng cây Cọc rào. Kết quả thu được
sau 4 tuần được trình bày trong bảng 2.

Do Dang Giap et al.

Bảng 2. Ảnh hưởng của TDZ và GA3 lên sự phát triển của đỉnh sinh trưởng cây cọc rào
Công thức

TDZ (mg.l1
)

GA3 (mg.l-1)

ĐC
G1
G2
G3
G4

0,1
0,1
0,1
0,1
0,1

0,0
1,0
3,0
5,0
7,0

Khi tiến hành cấy mẫu đỉnh sinh trưởng lên
môi trường có bổ sung 0,1 mg.l-1 TDZ với GA3

ở các nồng độ khác nhau, chúng tôi nhận thấy,
trên môi trường đối chứng 0,1 mg.l-1 TDZ
không có bổ sung GA3 có tỷ lệ hình thành chồi,
số lượng chồi hình thành và khối lượng tươi
trung bình của chồi đạt cao nhất. Các công thức
còn lại số mẫu được cảm ứng để hình thành
chồi tương đối thấp.
Trong nuôi cấy in vitro, GA3 có tác dụng
kéo dài thân, kích thích các chồi, mầm ngủ trên
cây. Gibberellin có tác động đối với nhiều đỉnh
sinh trưởng, nếu thiếu gibberellin đỉnh sinh
trưởng thể hiện một dạng hình cầu, tạo nên các
mắt cây. GA3 đã được xác định là rất có hiệu

Tỉ lệ mẫu hình
thành chồi
(%)
100,00a
83,00a
73,33ab
60,00c
56,67c

Số chồi hình
thành/mẫu
(chồi)
15,67a
10,67b
7,67b
6,00ab

5,00c

Khối lượng
tươi (g)
0,0818a
0,0284ab
0,0242ab
0,0242ab
0,0178b

quả trong việc ngăn chặn những sự phân chia vô
tổ chức có thể dẫn tới sự hình thành mô sẹo,
đồng thời nó kích thích và đẩy mạnh sự biệt hóa
của đỉnh sinh trưởng [23]. Theo kết quả nhận
được, chúng tôi thấy rằng, GA3 kết hợp với
TDZ không có ảnh hưởng tốt lên sự hình thành
chồi từ đỉnh sinh trưởng cây cọc rào mà chỉ có
tác dụng kéo dài mẫu cấy.
Ảnh hưởng một số trạng thái môi trường
nuôi cấy đến sự phát triển của đỉnh sinh
trưởng cây cọc rào in vitro
Sự phát triển của đỉnh sinh trưởng trên các
môi trường rắn, bán rắn và lỏng được thể hiện
trong bảng 3.

Bảng 3. Ảnh hưởng của một số trạng thái môi trường nuôi cấy lên sự phát triển của đỉnh sinh
trưởng cây cọc rào
Trạng thái môi
trường
Rắn

Bán rắn
Lỏng

Tỉ lệ mẫu hình thành
chồi (%)
92,3b
100a
51,6c

Trong nuôi cấy mô tế bào thực vật, sự thay
đổi về trạng thái vật lý của môi trường nuôi cấy
cũng có tác động lên sự thay đổi của mẫu cấy.
Kết quả ở bảng 3 cho thấy, ảnh hưởng của điều
kiện nuôi cấy (môi trường lỏng, bán rắn, rắn)
khá rõ nét lên sự tăng trưởng của đỉnh sinh
trưởng. Trên môi trường MS ở điều kiện bán
rắn, các đỉnh sinh trưởng phát triển hoàn chỉnh
nhất, tỷ lệ hình thành chồi, số chồi hình thành
và khối lượng tươi là cao nhất sau 4 tuần nuôi
cấy. Trên môi trường lỏng, đỉnh sinh trưởng bị
chết hoặc chồi hình thành yếu ớt, thân và lá bị
mọng nước. Các chồi hình thành trên môi

Số chồi hình
thành/mẫu (chồi)
7,00b
8,67a
5,33c

Khối lượng tươi (g)

0,0939 b
0,1729 a
0,0315 c

trường rắn tuy có tỷ lệ hình thành chồi, số lượng
chồi và khối lượng tươi tương đối cao, nhưng
khó áp dụng việc nhân giống trên môi trường
rắn vào nhân giống thương mại, bởi vì tốn nhiều
chi phí mua agar sẽ làm tăng giá thành của cây
giống.
Hiện nay, hầu hết các loài thực vật được
nhân giống thương mại trên môi trường bán rắn
đều thông qua con đường phát sinh cơ quan.
Khi nuôi cấy mô hoặc tế bào thực vật trong môi
trường lỏng ở trạng thái tĩnh và không thoáng
khí, các mẫu không sinh trưởng, phát triển hoặc
có hiện tượng thủy tinh thể ở chồi và lá, cây con

191


TẠP CHÍ SINH HỌC, 2012, 34(3SE): 188-195

sẽ dễ bị chết khi đưa ra ngoài vườn ươm [24].
Như vậy, môi trường MS bổ sung 0,1 mg.l-1
TDZ ở điều kiện bán rắn là thích hợp cho nuôi
cấy đỉnh sinh trưởng cây cọc rào (hình 1a, 1b,
1c, 1d).
Ảnh hưởng của thiamin lên sự hình thành rễ
của các chồi từ đỉnh sinh trưởng cây cọc rào

Tất cả các tế bào được nuôi cấy đều có khả
năng tổng hợp tất cả các loại vitamin cơ bản
nhưng thường là với số lượng dưới mức yêu

cầu. Để mô có sức sinh trưởng tốt phải bổ sung
thêm vào môi trường một hay nhiều loại
vitamin. Các vitamin là rất cần thiết cho các
phản ứng sinh hoá. Thực vật cần vitamin để xúc
tác các quá trình biến dưỡng khác nhau.
Thiamin là một vitamin căn bản cần thiết cho sự
tăng trưởng của tất cả các tế bào. Các chồi non
được nuôi cấy trên môi trường có bổ sung IBA
kết hợp với thiamin đều bắt đầu cảm ứng hình
thành rễ bất định sau 3 tuần nuôi cấy. Kết quả
nghiên cứu được ghi nhận ở bảng 4.

Bảng 4. Ảnh hưởng của kết hợp 1,0 mg.l-1 IBA và thiamin lên sự hình thành rễ của chồi tái sinh sau
3 tuần nuôi cấy
Công thức
IT0
IT1
IT2
IT3
IT4

Nồng độ thiamin (mg.l-1)
0,0
1,0
3,0
6,0

9,0

Việc bổ sung thiamin vào môi trường nuôi
cấy có ảnh hưởng rõ rệt lên sự hình thành và
phát triển rễ của chồi cây Cọc rào in vitro. Khi
tăng nồng độ thiamin thì số lượng rễ và chiều
dài rễ trung bình cũng tăng lên. Theo nghiên
cứu của Thái Xuân Du và nnk. (2010) [8] đã ghi
nhận môi trường MS kết hợp với 1,0 mg.l-1 IBA
thích hợp cho sự hình thành rễ từ chồi tái sinh
thông qua nuôi cấy lớp mỏng tế bào lá của cấy
cọc rào. Kết quả thí nghiệm của chúng tôi cho
thấy, trên môi trường có bổ sung 1,0 mg.l-1 IBA
.

Số rễ
0,758c
1,342a
1,517a
1,568a
1,034b

Chiều dài rễ (cm)
2,351c
3,528b
3,987a
3,859ab
3,196b

kết hợp với 3,0 mg.l-1 hoặc 6,0 mg.l-1 thiamin,

số lượng rễ và chiều dài rễ trung bình đạt cao
hơn so với công thức đối chứng không có bổ
sung thiamin (hình 1e). Dhillon et al. (2009) [7]
đã công bố những ảnh hưởng tích cực của
thiamin lên sự hình thành rễ từ cành giâm cây
Cọc rào. Linsmaier & Skoog (1965) [17] đã
khẳng định thiamin cần thiết cho cho sự sinh
trưởng của cây sau khi nghiên cứu kỹ lưỡng về
sự có mặt của nó trong môi trường MS.

Hình 1. Hình thái nuôi cấy đỉnh sinh trưởng theo thời gian
trên môi trường bán lỏng có bổ sung 0,1 mg.l-1 TDZ
a. 3 ngày tuổi; b. 7 ngày tuổi; c. 14 ngày tuổi; d. 21 ngày tuổi; e. Cây hoàn chỉnh sau 60 ngày.
192


Do Dang Giap et al.
KẾT LUẬN

Các đỉnh sinh trưởng của cây cọc rào được
nuôi cấy trên môi trường MS có bổ sung 0,1
mg.l-1 TDZ ở điều kiện bán rắn, có sự tăng
trưởng tốt nhất sau 4 tuần nuôi cấy. Sử dụng
môi trường MS có bổ sung 0,1 mg.l-1 TDZ kết
hợp với GA3, không cho kết quả tốt hơn cho sự
tăng trưởng của đỉnh sinh trưởng. Sự hình thành
rễ ở những chồi bất định có kết quả tốt trên môi
trường MS có bổ sung 1,0 mg.l-1 IBA kết hợp
với 3,0 mg.l-1 thiamin.
Lời cảm ơn: Nhóm tác giả xin chân thành cảm

ơn Phòng thí nghiệm trọng điểm Quốc gia về
Công nghệ tế bào thực vật (Viện Sinh học nhiệt
đới) đã hỗ trợ kinh phí cho nghiên cứu này.
TÀI LIỆU THAM KHẢO

1.

2.

3.

4.

Alam M. F., Banu M. L. A., Swaraz A. M.,
Parvez S., Hossain M., Khalekuzzaman M.
and Ahsan N., 2004. Production of virus
free seeds using meristem culture in
tomato plant under tropical conditions. J.
Plant Biotechnol., 6: 221-227.
Balamuralikrishnan M., Doraisamy S.,
Ganapathy T. and Viswanathan R., 2002.
Combined effect of chemotherapy and
meristem culture on sugarcane mosaic
virus elimination in sugarcane. Sugar
Tech., 4: 19-25.
Bhojwani S. S. and Razdan M. K., 1996.
Plant Tissue Culture: Theory and Practice.
A Revised Edition, Elsevier Press, New
York, 510.
Bittner H., Schenk G., Schuster G. and

Kluge S., 1989. Elimination by
chemotherapy of potato virus S from
potato plants grown in vitro. Potato Res.,
32: 175-179.

5.

Conci V. C. and Nome S. F., 1991. Virus
free garlic (Allium sativum L.) plants
obtained by thermotherapy and meristem
tip culture. J. Phytopathol., 132: 186-192.

6.

Datta M. M., Mukherjee P., Ghosh B. and
Jha T. B., 2007. In vitro clonal propagation
of biodiesel plant. Curr. Sci., 93: 14381442.

7.

Dhillon R. S., Hooda M. S., Pundeer J. S.,
Ahlawat K. S. and Kumari S., 2009.
Development of efficient techniques for
clonal multiplication of Jatropha curcas
L., a potential biodiesel plant. Curr. Sci.,
96(6): 823-826.

8.

Thái Xuân Du, Đỗ Đăng Giáp, Nguyễn Thị

Ngọc Hân, Bùi Văn Thế Vinh, Nguyễn Du
Sanh, Dương Tấn Nhựt, 2010. Vi nhân
giống cây cọc rào (Jatropha curcas L.)
bằng kỹ thuật nuôi cấy lớp mỏng tế bào.
Tạp chí Công nghệ Sinh học, 8(3B): 1287-

1291.
9.

Duncan D. B., 1955. Multiple range and
multiple F tests. Biometrics, 11(1): 1-5.

10. Grout B. W., 1999. Meristem tip culture
for propagation and virus elimination.
Methods in Molecular Biology, 111: 115125.
11. Heller J. 1996. Physic nut, Jatropha curcas
L. International Plant Genetic Resource
Institute: 1-66.
12. Huetteman C. A. and Preece J. E., 1993.
Thidiazuron: a potent cytokinin for woody
plant tissue culture. Plant Cell Tiss. Org.,
33: 105-119.
13. Jha T. B., Mukherjee P. and Datta M. M.,
2007. Somatic embryogenesis in Jatropha
curcas L., an important biofuel plant. Plant
Biotech. Rep., 1: 135-140.
14. Kalimuthu K., Paulsamy S., Senthilkumar
R. and Sathya M., 2007. In vitro
propagation of the biodiesel plant Jatropha
curcas L. Plant Tis. Cult. Biotech., 17(2):

137-147.
15. Kartha K. K., 1984. Elimination of viruses.
In: Vasil, IK (eds.). Cell culture and
somatic cell genetics of plants. V-I,
Laboratory
procedure
and
their
applications, Academic Press Inc, Orlando,
577-585.
16. La Motte C. E. and Lersten N. R., 1972.
Attempts to obtain bacteria-free plants of
Psychotria punctata (Rubiaceae): growth
and root formation in callus cultures. Am.
J. Bot., 59: 89-96.
193


TẠP CHÍ SINH HỌC, 2012, 34(3SE): 188-195

17. Linsmaier F. M. and Skoog F., 1965.
Organic growth factor requirements of
tobacco tissue culture. Physiol. Plant, l8:
100-127.
18. Đỗ Tất Lợi, 1997. Những cây thuốc và vị
thuốc Việt Nam. Nxb. Khoa học và Kỹ
thuật, Hà Nội.
19. Malik K. A. and Saxena P. K., 1992.
Regeneration in Phaseolus vulgaris L.:
High frequency induction of direct shoot

formation in intact seedlings by N6
benzylaminopurine
and
thidiazuron.
Planta, 186: 384-389.
20. Morel G., 1964. A new means of clonal
propagation of orchids. Am. Orchid Soc.
Bull., 33: 473-478.
21. Morris J. B., Dunn S., Pinnow D. L.,
Hopkins M. S. and Pittman R. N., 1997.
Meristem culture for virus elimination and
peanut interspecific hybrid preservation.
Crop Sci., 37: 591-594.
22. Murashige T. and Skoog F., 1962. A
revised medium for a rapid growth and
biossay with tobacco tissue culture.
Physiol. Plant, 15: 473-497.
23. Dương Tấn Nhựt, 2007. Công nghệ sinh
học thực vật, Tập 1. Nxb. Nông Nghiệp,
Hà Nội.
24. Dương Tấn Nhựt, 2010. Một số phương
pháp, hệ thống mới trong nghiên cứu công
nghệ sinh học thực vật. Nxb. Nông
Nghiệp, Hà Nội.

194

25. Pierik R. L. M., 1989. In vitro culture of
higher plants. Dordrecht, The Netherlands:
Martinus Nijhoff Publishers: 1-344.

26. Quak F., 1977. Meristem culture and virusfree plants. In: J. Reinert and Y.P.S. Bajaj
(eds.). Applied and fundamental aspects of
plant cells, tissue, and organ culture.
Springer, Berlin, 598-615.
27. Rajore S. and Batra A., 2005. Efficient
plant regeneration via shoot tip explant in
Jatropha curcas L. J. Plant Biochem.
Biotech., 14: 73-75.
28. Sardana J., Batra A. and Ali D. J., 1998. In
vitro
plantlet
formation
and
micropropagation of Jatropha curcas L.
Adv. Plant Sci., 11(2): 167-169.
29. Sarika S. and Meenakshi B., 2008. In vitro
clonal propagation of physic nut (Jatropha
curcas L.): Influence of additives. Int. J.
Integr. Biol., 3(1): 73-75.
30. Singh A., Reddy M. P., Chikara J. and
Singh S., 2010. A simple regeneration
protocol from stem explants of Jatropha
curcas. Ind. Crop Prod., 31: 209-213.
31. Sujatha M. and Mukta N., 1996.
Morphogenesis and plant regeneration
from tissue cultures of Jatropha curcas.
Plant Cell Tiss. Org., 44: 135-141.
32. Sujatha M., Makkar H. P. S. and Becker
K., 2005. Shoot bud proliferation from
axillary nodes and leaf sections of nontoxic Jatropha curcas L. Plant Growth

Regul., 47: 83-90.


Do Dang Giap et al.

EFFECTS OF GROWTH REGULATORS ON PLANT
TO MERISTEM CULTURE AND SET UP TO COMPLETE PLANT
IN PHYSIC NUT PLANT (Jatropha curcas L.)
Do Dang Giap1*, Nguyen Thi Kim Loan1, Tran Trong Tuan1, Truong Thi Truc Ha1,
Thai Xuan Du1, Bui Van The Vinh2, Nguyen Đinh Lam3, Duong Tan Nhut4
1

Institute of Tropical Biology, VAST
2
HCMC University of Technology
3
Insitute of Agricultural Science for Southern VietNam, VAST
4
Tay Nguyen Institute of Biology, VAST

SUMMARY
Physic nut plant (Jatropha curcas L.) is considered as a potential source for a non-edible biofuelproducing energy crop throughout the world. This optimized meristem culture technique would be useful for
developing uniform and virus-free clones of physic nut plant. Physic nut plant shoot apical meristems with 2
leaf primordia were aseptically isolated to sterilize and culture on Murashige and Skoog (MS) medium
supplemented with kinetin (0; 0.1; 0.5; 1.0; 1.5; 2.0 mg.l-1), BA (0; 0.1; 0.5; 1.0; 1.5; 2.0 mg.l -1), TDZ (0;
0.01; 0.05; 0.10; 0.50; 1.0 mg.l -1) individually. Primary shoot induction was most effectively promoted by MS
medium supplemented with 0.1 mg.l-1 TDZ. In this concentration, more than 95% of the shoots were
regenerated without intervening any callus formation. The use of TDZ in combination with GA3 did not have
good effects on the formation of shoots from meristem, in that only long meristems resulted. Also, when
surveying the state of culture medium, that semi-liquid MS medium supplemented with 0.1 mg.l-1 TDZ will

be suitable for the development of meristems. Rooting of adventitious shoots was achieved on MS medium
supplemented with 1.0 mg.l-1 IBA and 3.0 mg.l-1 thiamin.
Keywords: Jatropha curcas, cytokinin, micropropagation, meristem, TDZ.

Ngày nhận bài: 21-6-2012

195