Tóm tắt Luận án tiến sĩ Thủy sản: Ảnh hưởng của nhiệt độ, điều kiện oxy thấp, CO2 cao trong môi trường lên hô hấp và sinh lý của cá thát lát còm Chitala Ornata (Gray,1831)

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO
TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ

TÓM TẮT LUẬN ÁN TIẾN SĨ
CHUYÊN NGÀNH: NUÔI TRỒNG THỦY SẢN
MÃ NGÀNH: 9 62 03 01

ĐẶNG DIỄM TƯỜNG

ẢNH HƯỞNG CỦA NHIỆT ĐỘ, ĐIỀU KIỆN OXY THẤP,
CO2 CAO TRONG MÔI TRƯỜNG LÊN HÔ HẤP VÀ
SINH LÝ CỦA CÁ THÁT LÁT CÒM CHITALA ORNATA
(GRAY,1831)

Cần Thơ, 2018


CÔNG TRÌNH ĐƯỢC THỰC HIỆN VÀ HOÀN THÀNH TẠI
TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ

Người hướng dẫn chính: GS.TS. Trần Ngọc Hải
Người hướng dẫn phụ: PGS.TS. Mark Bayley
PGS.TS. Do Thi Thanh Huong

Luận án được bảo vệ trước hội đồng chấm luận án tiến sĩ cấp trường Họp tại:
…………………………………………Vào lúc: ….. giờ ….. ngày ….. tháng …..
năm …..

Phản biện 1: …………………………………………….
Phản biện 2: …………………………………………….

Có thể tìm hiểu luận án tại thư viện:
Trung tâm Học liệu, Trường Đại học Cần Thơ
Thư viện Quốc gia Việt Nam


DANH MỤC CÔNG TRÌNH ĐÃ CÔNG BỐ
1. Tuong, D. D., Borowiec, B., Clifford, A. M., Filogonio, R., Somo, D.,
Phuong, N. T., . . . Milsom, W. K. (2018a). Ventilatory responses of the
clown knifefish, Chitala ornata, to hypercarbia and hypercapnia. Journal of
Comparative Physiology B, 1-9.
2. Tuong, D. D., Ngoc, T. B., Huynh, V. T. N., Phuong, N. T., Hai, T. N.,
Wang, T., & Bayley, M. (2018b). Clown knifefish (Chitala ornata) oxygen
uptake and its partitioning in present and future temperature environments.
Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative
Physiology, 216, 52-59.


CHƯƠNG 1
GIỚI THIỆU
1.1 Giới thiệu chung
Biến đổi khí hậu đang thách thức và đe dọa sự sống của động vật thủy sinh thông qua
việc tăng nhiệt độ của môi trường nước và sự gia tăng nồng độ CO2. Các dự báo gần
đây của hội đồng quốc tế về biến đổi khí hậu (IPCC, 2014) cho rằng vùng đồng bằng
sông Cửu Long nhiệt độ sẽ tăng 2,5-3,5°C trong 100 năm tới; và đồng thời, nồng độ
CO2 trong khí quyển cao sẽ tăng lên với tốc độ 3% mỗi năm.
Các dự báo chỉ ra rằng việc tăng nhiệt độ môi trường nước có thể tác động tiêu cực
đến các chức năng hệ sinh thái biển và nước ngọt (Roessig và ctv., 2004; Brander,
2007; Rijnsdorp và ctv, 2009; PÖrtner & Peck, 2010; Hofmann và Todghram, 2010;
Madeira và ctv, 2012; Crozier & Hutchings, 2014; Lefevre và ctv, 2016) và cả hệ
sinh thái cá thông qua các tác động về sinh lý, hô hấp, trao đổi chất, nguồn thức ăn,

tăng trưởng, hoạt động phản ứng, sinh sản và/hoặc tử vong (Watts và ctv. , 2001;
Cnaani, 2006; Sigh và ctv, 2013; Reid và ctv, 2015). Trong khi nhiệt độ được coi là
một yếu tố quan trọng trong việc kiểm soát yếu tố vật lý để xác định sự phân bố của
động vật, nồng độ CO2 của môi trường tăng (hypercarbia) thì lại liên quan đến sự
mất cân bằng acid-base, giảm pH nước và các tác động lên tim mạch cũng như thay
đổi hô hấp (Gilmour, 2001; Claiborn và ctv, 2002; Ishimatsu và ctv, 2005; Brauner
và Baker, 2009; Talmage & Gobler., 2011; Nowicki và ctv, 2012; Milson, 2012;
Munday và ctv, 2012). Tuy nhiên, thay đổi sinh lý và khả năng thích ứng của động
vật thủy sinh được xem là mục tiêu thú vị để nghiên cứu về tác động của sự tăng
nhiệt độ và tăng nồng độ CO2 trong môi trường nước.
Giả thuyết về sức tải O2 bị giới hạn bởi khả năng chịu đựng nhiệt độ được đề ra
nhằm thể hiện các tác động tiêu cực của sự tăng nhiệt độ lên cá mà cơ chế nằm ở sự
phân phối oxy đến các mô (Portner, 2001; Portner và Farrell, 2008; Munday và ctv.,
2008; Munday và ctv., 2009; Nilsson và ctv, 2009; Portner, 2010; Neuheimer và ctv,
2011). Đó là do nồng độ oxy hòa tan giảm khi nhiệt độ môi trường nước gia tăng
trong khi nhu cầu oxy của cá tăng đáng kể khi nhiệt độ khi nhiệt độ môi trường
tăngcao. Do đó, nhiệt độ tăng kết hợp với tình trạng thiếu oxy (giảm mức độ oxy hòa
tan) đã cho thấy có thể gây ra tác động nghiêm trọng đến sinh vật dưới nước trong
quá trình hô hấp trao đổi chất và dẫn đến kết quả là ảnh hưởng đến các kiểu biểu hiện
của cá (McBryan và ctv, 2013). Ngoài ra, người ta cho rằng cá ở các vùng nhiệt đới
có thể bị ảnh hưởng nghiêm trọng vì chúng đã sống gần giới hạn nhiệt độ trên và có
thể dễ bị tổn thương hơn với các mức nhiệt độ tăng dù là nhỏ (Nelson và ctv, 2016;
Tewksbury và ctv ., 2008). Tuy nhiên, ngày càng có bằng chứng về các nghiên cứu
không phù hợp với giả thuyết đó (Clark và ctv, 2013; Norin và ctv, 2014; Wang và
ctv, 2014; Lefevre, 2016). Thật vậy, người ta cho rằng các loài cá hô hấp khí trời có
khả năng chịu nồng độ oxy thấp có thể đó là kết quả của sự tiến hóa dưới tác động

1

của nhiệt độ cao hơn và áp suất oxy trong khí quyển thấp hơn so với hiện tại. Nghiên
cứu ảnh hưởng của sự tăng nhiệt độ và tình trạng thiếu oxy lên quá trình trao đổi chất
của cá hô hấp khí trời rất quan trọng trong việc đánh giá các tác động của biến đổi
khí hậu.
Một khía cạnh khác của khả năng thích ứng với các yếu tố môi trường, đã cho rằng
một trong những cơ chế thích nghi là khả năng thay đổi hình thái mang (Tuurala và
ctv, 1998, Sollid và ctv, 2003; Sollid và ctv, 2005; Sollid và Nilsson. , 2006; Ong và
ctv, 2007; Matey và ctv, 2008; Mitrovic và Perry, 2009). Các nghiên cứu chuyên sâu
về khả năng này đã được tìm thấy ở các loài cá hô hấp trong nước bao gồm cá chép,
cá vàng và cá hồi mà mang của chúng có thể tăng hoặc giảm khối lượng tế bào
interlamellar (ILCM) để tăng hoặc giảm diện tích bề mặt hô hấp. Khả năng này của
cá rất thú vị với các nhà khoa học rằng sự biến đổi cấu trúc mang là một xu hướng
hiện đại hay một đặc điểm cổ xưa (Nilsson, 2007; Nilsson và ctv, 2012). Các giả
thuyết cũng được đề xuất rằng việc biến đổi cấu trúc mang có thể là một đặc điểm cổ
xưa do quá trình tiến hóa tiến hóa trong quá khứ khi một số loài cá hô hấp khí trời
được tìm thấy cũng có thể biến đổi hình thái mang của chúng để thích nghi với
những thay đổi môi trường (Brauner và ctv ., 2004; Ong và ctv, 2007; Huang và Lin,
2011; Phuong và ctv, 2017, 2018). Vấn đề này rất quan trọng và cần được tìm hiểu
trên C. ornata bởi loài này là một loài cá cổ tồn tại ít nhất 300 triệu năm trước (Near
và ctv, 2012) sẽ giúp đưa ra dự đoán tổng quan cho các loài cá khác.
Mức độ tăng CO2 trong khí quyển được ước tính là đang tăng lên hàng năm do sự
nóng lên toàn cầu. Hàm lượng CO2 được hòa tan trong nước lớn hơn nhiều so với
oxy do đó, với sự gia tăng nhỏ của mức CO2 trong khí quyển, sẽ dẫn tới một sự gia
tăng đáng kể mức độ CO2 hòa tan có thể được tạo ra trong các môi trường nước. Đã
có báo cáo rằng mức độ PCO2 ở ĐBSCL dao động từ 0,02-0,6% (Li và ctv, 2013)
đang ảnh hưởng đến đời sống của cá. Trong các hệ thống nuôi trồng thủy sản, các hệ
thống nuôi thâm canh và siêu thâm canh đang được ứng dụng đã và đang dẫn đến
tình trạng tăng cao CO2 trong môi trường (hypercarbic) khoảng 30 mmHg vào cuối
chu kỳ sinh trưởng (Damsgaard và ctv, 2015). Tiếp xúc hypercarbic thường gây ra
phản ứng khác nhau trên từng loài cá cụ thể. Các phản ứng tim mạch mà được cho là

được điều khiển bởi cơ quan thụ cảm CO2/H+ trung tâm ở các loài cá hô hấp khí trời
không bắt buộc vẫn còn rất mơ hồ và chưa rõ ràng. Tác động của hypercarbia và
hypercapnia lên phản ứng tim mạch, từ số hô hấp khí trời và phản ứng pH, PCO2
cũng như vị trí thụ cảm CO2/H+ là rất quan trọng để điều tra. Clown knifefish
(C.ornata), một loài cá hô hấp khí trời ở vùng nhiệt đới (Deharai, 1962; Tuong và
ctv, 2018b) đã được chọn để thực hiện các nghiên cứu dưới các mức nhiệt độ trung
bình hiện tại (27°C) và nhiệt độ dự đoán tăng cao (33°C), kết hợp với thiếu oxy, điều
kiện hypercarbia trong môi trường nước, hypercapnia bên trong cơ thể cá để xem xét
cá phản ứng hô hấp trao đổi chất, biến đổi cấu trúc mang và các biểu hiện thích nghi
cũng như tăng trưởng, phản ứng tim mạch và định hướng vị trí của thụ cảm CO2/H+.
1.2. Mục tiêu nghiên cứu
2


Mục tiêu chính của luận án này là đánh giá tác động của biến đổi khí hậu (trong
trường hợp nhiệt độ cao, thiếu oxy, tăng CO2) lên C.ornata như là các phản ứng của
quá trình trao đổi chất, phản ứng hô hấp tim mạch,biến đổi cấu trúc mang và tăng
trưởng.
Cụ thể, hô hấp của Clown knifefish ở 27°C và 33°C kết hợp với normoxia và
hypoxia đánh giá thông qua SMR, tỷ lệ hô hấp khí trời, giá trị Q10, tiêu hao oxy khi
tiêu hóa thức ăn (SDA) và tăng trưởng. Do đó, để hiểu và giải thích cách thích ứng
với hô hấp cá với nhiệt độ cao và tình trạng thiếu oxy, hình thái mang được nghiên
cứu thông qua khả năng biến đổi cấu trúc và ước tính diện tích bề mặt hô hấp,
khoảng cách khuyetech tán. Phản ứng của cá đối với hypercarbia và hypercapnia
được tiến hành để đánh giá các thông số phản ứng hô hấp tim mạch cũng như xác
định thụ cảm CO2/H+.
1.3. Nội dung/hoạt động nghiên cứu
Nghiên cứu này bao gồm 4 hoạt động/nghiên cứu chính:
1) Thứ nhất, đánh giá ảnh hưởng của nhiệt độ cao lên áp suất cục bộ quan trọng
(Pcrit), tỷ lệ chuyển hóa tiêu chuẩn (SMR), hoạt động hoặc tiêu hóa cụ thể (SDA) (sử

dụng hô hấp liên tục hai lần); và về sự tăng trưởng của cá (trong hệ thống nuôi trồng
thủy sản tuần hoàn).
2) Thứ hai, điều tra hình thái mang thông qua ước tính diện tích bề mặt nhánh, khối
lượng và độ dày khuếch tán máu nước dưới tác động của nhiệt độ cao và phương
pháp áp dụng phương pháp stereology.
3) Thứ ba, phản ứng hô hấp tim mạch của C. ornata đối hypercarbia (PCO2 cao trong
môi trường nước) và hypercapnia (PCO2 cao trong máu [H +]/PCO2) cũng như xác
định vị trí của thụ cảm CO2/H+ điều khiển phản ứng hô hấp tim mạch ở C. ornata.
4) Cuối cùng, tiếp tục đánh giá ảnh hưởng của hypercarbia và hypercapnia đối với
đáp ứng hô hấp tim mạch của C. ornata trong việc xác định vị trí của thụ cảm
CO2/H+ ở C. ornata.

3


CHƯƠNG 2
PHƯƠNG PHÁP
Nghiên cứu 1: Cá thát lát còm (Chitala ornata) tiêu hao oxy và tiêu hao oxy từng
phần ở môi trường hiện tại và dự đoán môi trường trong tương lai.
Cá: Đối với các thí nghiệm tiêu hao oxy, các cá thể cá có trọng lượng 60-100 g được
chọn, trong khi các thí nghiệm tăng trưởng có trọng lượng bắt đầu từ 35-45 g được
chọn.
Hô hấp: Tiêu hao oxy (ṀO2, mgO2kg-1 h-1) được đo bằng cách sử dụng hệ thống tiêu
hao oxy bán kín từng phần được mô tả trong các nghiên cứu của Lefevre và ctv.
(2011, 2014a, 2014b, 2016).
Các bố trí thí nghiệm: trong thí nghiệm xác định Pcrit và sự lựa chọn nồng độ thiếu
oxy: Trong một thử nghiệm ban đầu, chúng tôi đã xác định một mức độ thiếu oxy
thích hợp để kích thích sự phụ thuộc vào hô hấp khí trời được sử dụng trong các thí
nghiệm còn lại. Cá được đặt trong bể và nhịn ăn ở 27 hoặc 33°C trong 48 giờ trước
khi đo. Tám con cá từ mỗi chế độ nhiệt độ được đặt trong buồng đo hô hấp và ṀO2

được đo trong 19 giờ gồm có đo hô hấp trong nước và không khí. Sau đó, giai đoạn
phần không khí được loại bỏ bằng cách làm ngập buồng, tuần hoàn nước qua buồng
đo hô hấp, và mức độ oxy trong nước được theo dõi cho đến khi cá bị mất cân bằng
vào thời điểm đó cá được trả về bể chứa. Mất cân bằng xảy ra sau 3-4 h. Áp suất oxy
(Pcrit) cho mỗi cá được tính bằng giao điểm của SMR của từng cá thể (SMR được
tính toán bằng cách sử dụng mẫu công thức chạy R của Chabot và ctv. (2016)) khi đo
tiêu hao oxy tổng từ không khí và nước, và phần tiêu hao oxy khi không có hô hấp
không khí (Lefevre và ctv., 2011). Theo đó, mức thiếu oxy sau đó được sử dụng là
4,7 kPa ở 27°C và 6,0 kPa ở 33°C.
Nhiệt độ thích nghi: Trong các thí nghiệm tiếp theo, cá đã thích nghi với nhiệt độ đo
tối thiểu 30 ngày để loại bỏ các phản ứng nhiệt độ có thể xảy ra trong các nghiệm
thức đo tiêu hao oxy.
Sự trao đổi chất và hô hấp từng phần trong quá trình tiêu hóa thức ăn: 12 con
cá (N=6 ở mỗi nhiệt độ) được cho nhịn đói ở nhiệt độ thích hợp trong 48 h và ṀO2
riêng lẻ được đo như mô tả ở trên trong 20 h trong nước normoxic (~ 150 mmHg).
Sau đó, cá được cho ra ngoài và tiến hành đo tiêu thụ oxy của vi khuẩn được đo trong
1 h. Đến cuối giai đoạn này, cá được cân lại và cho cá ăn 2% khối lượng cơ thể sử
dụng thức ăn viên nổi (43% protein, 13,39 kJ kg-1; Stella S3, Nutreco company, Hồ
Chí Minh, Việt Nam). Cá sau đó được cho lại buồng đo và tiêu hao oxy trong 45 giờ
tiếp theo. Tại thời điểm này, tiêu hao oxy của vi khuẩn được đo lại. SMR được tính
toán từ giai đoạn đo đầu tiên như mô tả ở trên và SDA (tiêu hao năng lượng cho tiêu
hóa thức ăn)được tính bằng cách trừ đi SMR này từ ṀO2 đo khi cá tiêu hóa thức ăn.
Diện tích của SDA được tính toán bằng phương pháp trapezoid được mô tả trong

4


Lefevre và ctv. (2012). Thời gian của SDA được tính từ điểm mà cá được cho trở lại
buồng cho đến khi tổng ṀO2 giảm về SMR+2 S.E.M. SDA được ước tính bằng cách
tính diện tích tổng ṀO2 và đường cong SMR bằng phương pháp trapezoid. SDA

được chuyển thành năng lượng tương đương như năng lượng tiêu hao và hệ số SDA
(tiêu hao năng lượng SDA chia cho tổng năng lượng có trong thức ăn) chuyển thành
kJ sử dụng hệ số oxy hóa 13,56 kJ mgO2-1 cho động vật ăn thịt (Elliott và Davison,
1975).
Tăng trưởng: 120 con cá (41,2±0,3 g, trung bình±S.E.M) được chia ngẫu nhiên
thành 4 nhóm. Sau khi gắn vi chip FDX-B (hệ thống Loligo, Đan Mạch) và ghi khối
lượng và chiều dài cơ thể, cá được nuôi trong hệ thống nuôi tuần hoàn ở 27±0,5 hoặc
33±0,5°C kết hợp với điều kiện oxy bão hòa và tình trạng thiếu oxy (5 kPa) trong bể
2000 L. Mức oxy thấp (PO2 mong muốn) được điều chỉnh bằng cách sục khí nitơ vào
bể dưới sự kiểm soát của hệ thống Oxyguard Pacific (Oxyguard, Đan Mạch). Khối
lượng và chiều dài của cá được đo lại sau 1, 2 và 3 tháng.
Xử lý hống kê: Số liệu được phân tích bằng Sigmaplot 12.5. Số liệu được kiểm tra
phân phối chuẩn và đồng nhất phương sai khi sử dụng phép thử Shapiro-Wilks, số
liệu % tiêu hao oxy trong không khí được chuyển hóa arcsine. ANOVA hai chiều
được sử dụng để kiểm tra ảnh hưởng của nhiệt độ, nồng độ oxy và sự tương tác của
nhiệt độ và nồng độ oxy trên SMR, RMR và % không khí hấp thụ và trong các
nghiệm thức thì được kiểm tra bằng cách sử dụng nhiều quy trình so sánh HolmSidak. Student t test được sử dụng để so sánh các giá trị trung bình trong các thí
nghiệm SDA. Tăng trưởng và tốc độ tăng trưởng cụ thể (SGR) đã được kiểm tra
bằng cách sử dụng one way ANOVA lặp lại (RM). Giá trị trung bình của SMR và
RMR được so sánh bằng cách sử dụng Student t-test. Dữ liệu được trình bày bằng giá
trị trung bình±S.E.M. Xác suất (giá trị p) của P <0,05 được cho là có ý nghĩa thống
kê.
Nghiên cứu 2: Biến đổi cấu trúc mang cá thát lát (Chitala ornata) dưới tác động của
nhiệt độ và tình trạng thiếu oxy
Cá: 120 cá thát lát (33,1±1,13 g)
Bố trí thí nghiệm: cá được chọn ngẫu nhiên và thả vào bốn bể (2 m3) của hệ thống
nuôi tuần hoàn (RAS) ở 27°C. Cá được cho ăn thức ăn viên thương phẩm 43%
protein (Stella S3, Công ty Nutreco, thành phố Hồ Chí Minh, Việt Nam) hai lần/
ngày cho đến khi cá thỏa mãn. Sau 3 ngày trong môi trường oxy cao ở 27°C, sáu
mang cá được lấy mẫu và bảo quản trong 10% dung dịch formalin phosphate (10%

formalin PBS) để làm mẫu đối chứng. Sau đó, nhiệt độ và mức oxy được điều chỉnh
để tạo ra bốn nghiệm thức 27°C và normoxia (độ bão hòa oxy 95%), 27°C và thiếu
oxy (độ bão hòa oxy 25%), 33°C và normoxia (độ bão hòa oxy 95%) và 33 °C và
thiếu oxy (độ bão hòa oxy 30%) (Tuong và ctv., 2018). Tiếp theo mang cá được lấy
mẫu sau một và hai tháng (N=6 cho mỗi nghiêm thức). Khối lượng và chiều dài của
thân cá cũng được ghi lại. Xử lý mẫu mang và quy trình stereologyl: Phương pháp
5


được bố trí theo da Costa và ctv. (2007) để xử lý, đúc khối và cắt mẫu mang được
thực hiện trên các mẫu mang C. ornata. Ước lượng theo Cavalieri và lấy mẫu ngẫu
nhiên thống nhất theo chiều dọc –VUR được sử dụng để giảm lượng mẫu (Baddeley
và ctv, 1986). Mang cá được chọn ngẫu nhiên để lấy bên mang bên trái hoặc bên
phải. Có năm cung mang ở mỗi bên mang của C. ornata, trong khi cung mang thứ
năm hoàn toàn tiêu giảm. Do đó, hai cung mang (đầu tiên hoặc cung mang thứ hai và
cung mang thứ ba cung thứ tư) được chọn và cắt bỏ phần sụn cứng cẩn thận. Các mô
mang còn lại được cân khối lượng và sau đó cồn được xử dụng để xử lý loại bỏ nước
trong mang. Sau đó, methyl methacrylate Technovit 7100 (Heraeus Kulzer, Đức)
được sử dụng để đúc khối các mẫu mang. Mỗi khối đúc chứa 4 mô mang từ hai con
cá, khối có mặt phẳng nằm ngang song song với mặt bên của mô động mạch bên và
trục thẳng đứng vuông góc với mặt phẳng nằm ngang này. Mỗi mô mang sau đó
được quay 40°so với mô trước đó. Mỗi khối được chia theo chiều dọc để lấy 8 phần
và mỗi lát cắt có độ dày 3 µm và khoảng cách từ một phần được chọn đến phần khác
là như nhau (da Costa và ctv., 2007). Các dung dịch Hematoxylin và Eosin được sử
dụng để nhuộm sau khi các mẫu này được sấy ở nhiệt độ 55 °C trong 24 giờ. Các
mẫu sau đó được phân tích bằng cách sử dụng phần mềm lập thể mớiCast VIS (Hệ
thống tích hợp Visiopharm, Olympus, Đan Mạch). Khối lượng tham chiếu của các
yếu tố đo lường được trên mang, diện tích bề mặt hô hấp của lá mang và khoảng
cách khuếch tán.
Xử lý thống kê: Số liệu được phân tích bằng SPSS 18.0. Two- way ANOVA được sử

dụng để kiểm tra ảnh hưởng của nhiệt độ, nồng độ oxy và sự tương tác của nhiệt độ
và nồng độ oxy lên diện tích của lamella, thể tích mang và khoảng cách khuếch tán.
Số liệu được trình bày dưới dạng trung bình±S.E.M (sai số chuẩn). Xác suất (giá trị
p) <0,05 được cho là khác biệt có ý nghĩa thống kê.
Nghiên cứu 3: Phản ứng hô hấp tim mạch của cá thát lát còm, Chitala ornata lên
tác động của hypercarbia và hypercapnia
Cá: cá thát lát còm (708±92 g)
Chuẩn bị cá: Cá được gây mê trong dung dịch benzocain (0,35 ml L-1). Trong khi
tiến hành phẩu thuật cá vẫn được duy trì gây mê nhẹ, động mạch chủ lưng được đặt
ống polyethylene để lấy máu (PE 50; ID 0,4 mm, OD 0,8 mm) trong ống có chứa
dung dịch heparin (50 IU/ml) pha trong nước muối 9% (Soivio và ctv., 1975). Một
ống polyethylene thứ hai (PE 100) dùng để đo áp suất khoang miệng cũng được đưa
vào khoang miệng thông qua một lỗ trên da giữa góc của hàm dưới và cũng được cố
định bằng chỉ y tế. Cuối cùng, hai cảm biến rung động điện trở được lắp vào hai bên
nấp mang để ghi nhận hoạt động của mang và cũng được cố định bằng chỉ y tế.
Bố trí thí nghiệm: Sau phẫu thuật, cá được cho hồi phục trong 24 giờ và ngày sau đó,
cá được chuyển vào bể thí nghiệm. Các cảm biến điện trở được kết nối với một bộ
chuyển đổi trở kháng và ống thông khoang miệng được kết nối với một bộ chuyển
đổi áp suất để đo áp suất nước thông qua và tần số hô hấp khí trời (hơi thở min-1).
6


Ống đút ở động mạch chủ được kết nối với bộ chuyển đổi áp suất để ghi lại nhịp tim
(nhịp đập min-1) và huyết áp (cm H2O) và là nơi rút máu để phân tích (PCO2 và pH)
sử dụng máy phân tích VetScan i-STAT (Abaxis) Thành phố Union, CA, Hoa Kỳ).
Ống này cũng được sử dụng để tiêm chất ức chế anhydrase carbonic, acetazolamide.
Các bộ chuyển đổi áp suất được hiệu chuẩn theo phương pháp manometrically, được
kết nối với các bộ khuếch đại và tất cả các đầu ra được theo dõi và ghi lại với một hệ
thống thu thập dữ liệu (Dataq DI-720, DATAQ Instruments, Inc., Akron, OH, USA)
ghi ở 125 Hz cho mỗi kênh.

Cá (N=8) đầu tiên được thí nghiệm với môi trường nước có độ pH là 7,8 (độ pH của
nước trong bể nơi cá được trữ). Sau khi theo dõi phần đối chứng ít nhất trong 30
phút, H2SO4 được bổ sung từ từ để giảm pH nước xuống 6.0 trong khoảng 15-30
phút. Mức pH thấp này sau đó được duy trì trong 1 giờ, trong đó nhiệt độ và pH được
đo liên tục. Cá sau đó được đưa trở lại bể chứa và được phục hồi trong 24 giờ trước
khi tiếp xúc với nghiệm thức CO2 cao.
Ngày hôm sau, cá (N=8) được tiếp xúc với môi trường CO2 cao theo quy trình tương
tự như nghiệm thức pH thấp. Đối chứng được ghi nhận tối thiểu 30 phút. Sau đó tiến
hành sục khí CO2 (99% tinh khiết) vào trong môi trường nước để hạ pH (pH=6,0)
tương đương mức pH thấp trong nghiệm thức bổ sung H2SO4. CO2 được bổ sung từ
từ (khoảng 30 phút) cho đến khi độ pH của nước đạt đến mức pH là 6,0. CO2 được
điều chỉnh để duy trì độ pH của nước ở mức này trong 1 giờ.
Một nhóm cá riêng biệt khác (N=8) được sử dụng để thí nghiệm ảnh hưởng của
PCO2 cao bằng cách tiêm acetazolamide. Cá được giữ trong môi trường oxy> 95%
bão hòa trong suốt thử nghiệm này. Sau khi ghi nhận đối chứng trong 30 phút.
Acetazolamide hòa tan trong DMSO (Dimethyl sulfoxide 30 mg ml-1 kg-1) sau đó
được tiêm qua ống đút trong động mạch chủ lưng thời gian để acetazolamide phát
huy hiệu lực là 15 phút sau đó cá được theo dõi và ghi nhận phản ứng trong 1 h.
Mẫu máu: Máu rút thông qua ống đút động mạch trong mỗi đối chứng và cuối các
nghiệm thức được thu để phân tích pH máu, PCO2 bằng máy phân tích iStat.
Số liệu thống kê: sử dụng phương pháp phân tích phương sai two way (ANOVA),
sau đó sử dụng Holm-Sidak để kiểm tra ảnh hưởng của pH thấp, PCO2 cao và
acetazolamide trên các chỉ tiêu nhịp tim ở đối chứng, 20, 40 và 60 phút thí nghiệm.
Sử dụng one way ANOVA cho các mẫu lặp lại theo sau là kiểm định StudentNewman-Keuls để xác định những thay đổi về nhịp tim và áp suất máu động mạch
trung bình trước và sau khi hô hấp khí trời.
Nghiên cứu 4: Phản ứng hô hấp tim mạch của cá thát lát còm Chitala ornata trong
điều kiện CO2 cao trong môi trường nước, không khí và trong máu của cá được cắt
dây thần kinh
Cá: Thát lát còm (400-900 g)

7


Chuẩn bị cá: cá thát lát còm được chuẩn bị gắn các thiết bị và ống tương tự như
nghiên cứu 3.
Đối với cá được đút ống ở bong bóng khí, một ống polythene khác (PE 100) được
đút vào bong bóng khí của cá thở thông qua đường khoang miệng, thực quản và đi
vào bóng khí.
Đối với nghiệm thức tiêm acetazolamide hypercapnic, dây thần kinh IXth và Xth ở cả
hai bên được cắt hoàn toàn ngắt liên kết
Cá được đưa vào bể để phục hồi trong 24 giờ trước khi tiến hành thí nghiệm.
Các bố trí thí nghiệm:
Một nhóm sáu con cá được sử dụng để nghiên cứu ảnh hưởng của nghiệm thức tăng
PCO2 trong máu cá bằng cách bơm khí CO2 vào cơ quan hô hấp không khí. Sau 15
phút ghi nhận đối chứng, 50% khí CO2 (trộn lẫn với không khí) sau đó được tiêm vào
bóng khí của cá thông qua ống dẫn, ghi nhận phản ứng trong 15 phút. Phần không
khí phía trên bể thí nghiệm cũng được điều chỉnh tương đương với tỷ lệ phần trăm
CO2 tiêm vào bóng cá. Sau đó cá được tiếp tục với các nồng độ CO2 cao hơn 75%,
90% và 100%.
Nhóm cá thát lát (N=5) được tiêm dung dịch nước muối có nồng độ CO2 và H+ cao
(cả hai tiêm pH ~ 2,5) thông qua catheter tại vena cava nơi mà liều tiêm dẫn đến tim
và ngay sau đó đi đến mang để xác định vị trí của các thụ cảm ở mang định hướng
bên thông qua các phản ứng tăng hô hấp khí trời.
Nhóm 6 cá được cắt dây thần kinh (761,67±42,46 g) được tiếp xúc với môi trường
pH=7,8 và oxy cao 95% bão hòa không khí. Đối chứng được ghi nhận trong ít nhất
khoảng 30 phút. Sau đó, khí CO2 (99% tinh khiết) được sục vào bể thí nghiệm để tạo
ra môi trường PCO2 cao, trước khi ghi nhận pH được theo dõi liên tục cho đến khi độ
pH của nước đạt đến mức pH=6,0, tiến hành theo dõi ghi nhận thí nghiệm PCO2 cao
trong 30 phút. Trong quá trình ghi nhận, pH được điều chỉnh ở mức ổn định trong
suốt 30 phút. Cuối cùng, cá được chuyển trở lại bể chứa cho phục hồi trong 24 h

trước khi tiêm acetazolamide.
Ngày sau đó, lần lượt các con cá hồi phục từ hypercarbia được di chuyển nhẹ nhàng
đến bể thí nghiệm một lần nữa để tiêm acetazolamide cho thí nghiệm ảnh hưởng của
việc tăng PCO2 trong máu. Đối chứng được thực hiện trong 30 phút. Sau đó cá được
tiêm acetazolamide hòa tan trong DMSO với tỷ lệ (30 mg ml-1kg-1) được tiêm qua
ống thông động mạch chủ lưng. Các thông số được theo dõi và ghi nhận trong tối
thiểu 30 phút.
Mẫu máu: các mẫu máu và sau đối chứng và thí nghiệm được thực hiện tương tự
như nghiên cứu 3
CHƯƠNG 3:
8


KẾT QUẢ
Nghiên cứu 1: Tiêu hao oxy và tiêu hao oxy từng phần của Chitala ornata trong
môi trường hiện tại và dự đoán trong tương lai
Ảnh hưởng của nhiệt độ và tình trạng thiếu oxy lên tiêu hao oxy và tiêu hao oxy
từng phần
Pcrit tăng đáng kể đối với nhiệt độ từ 6,1±0,5 kPa ở 27°C đến 8,7±1,0 kPa ở 33°C,
cho thấy rằng khi trong môi trường thiếu oxy, nhiệt độ tăng sẽ làm cá sớm phụ thuộc
vào hô hấp khí trời. Cần lưu ý rằng ở đây sự giảm ṀO2 trong thí nghiệm này không
chỉ ra rằng loại cá này là loài thích nghi oxy, thay vào đó cá ban đầu bị xáo trộn bởi
sự sụt giảm PO2 trong nước khi dòng tuần hoàn nước trong buồng chứa được tắt khi
tiến hành đo mới. Điều này cũng được phản ánh trong các giá trị đo tiêu hao oxy
trong các thử nghiệm tiếp theo sau đó, nồng độ oxy trong nước có ảnh hưởng đáng
kể đến sự phân chia oxy tiêu thụ cả hai nhiệt độ, trong khi nhiệt độ chỉ ảnh hưởng
phân chia tiêu thụ oxy ở tình trạng thiếu oxy và mà ảnh hưởng đó không có ở điều
kiện oxy đầy đủ (Bảng 1). Nhiệt độ có ảnh hưởng lên cả SMR và RMR (Bảng 1) với
hệ số nhiệt độ (Q10) giá trị nằm khoảng 2,6 và 2,9 cho SMR ở điều kiện oxy đầy đủ
và thiếu oxy, và 2,5 và 2,3 đối với RMR. Nồng độ oxy không có ý nghĩa thống kê

trên RMR, nhưng tình trạng thiếu oxy làm giảm đáng kể SMR ở 33°C từ 112 đến 95
mgO2 kg-1 h-1. Ảnh hưởng này lên SMR này là không rõ ràng ở 27°C. Các xu hướng
này cũng được thể hiện rõ trong biểu đồ tiêu hao oxy tron hình 1. Ở điều kiện oxy
đầy đủ tại 27°C cá có biểu hiện ổn định một cách rõ ràng tuy nhiên giá trị tinh cậy
của SMR rõ hơn sau 12h đo (Hình 1). Trong điều kiện oxy đầy đủ ở 33°C, hô hấp
khí trời đóng vai trò quan trọng hơn . Biểu đồ tiêu thụ oxy trong hình 1 cho thấy rằng
hô hấp khí trời bị ức chế khi bắt đầu đo, nhưng ổn định sau 5 h.

9


HÌnh 1: Tiêu hao oxy từng phần trong điều kiện oxy đầy đủ và thiếu oxy ở 27°C
và 33°C. Mức oxy thiếu là (PO2=4,7 và 6,0 kPa) ở 27°C và 33°C, tương ứng. Trung
bình±S.E.M, N=8.
Table 1: SMR (mgO2 kg-1 h-1), RMR (mgO2 kg-1 h-1) và tiêu hao oxy từng phần tính
theo % oxy tiêu thụ từ không khí và kết hợp giá trị xác suất P cho phân tích thống kê
two-way ANOVA, Trung bình±S.E.M, N=8. Sau đó là test Holm-Sidak post hoc
multiple comparisons: ‡ thể hiện ảnh hưởng ý nghĩa thống kê (P<0,05) của nồng độ
oxy ở từng mức nhiệt độ, * thể hiện ảnh hưởng ý nghĩa thống kê (P<0,05) của nhiệt
độ ở từng mức oxy. n.s. thể hiện không ý nghĩa thống kê.
Experiment &
Stat tests

Treatment

SMR

RMR

Air-uptake

(mgO2kg−1 h−1)

(mgO2 kg−1 h−1)

(%)

Ex 1.2

27°C (Normoxia)

63,2±3.0

76,8±3,9

13,8±3,2‡

27°C (Hypoxia)

49,9±3.6

71,6±2,8

50,4±5,1‡

111,6±7.3‡

133,7±8,1

22,1±4,5‡

95,4±6.5‡

118,1±7,6

87,0±2,0‡

33°C (Normoxia)
33°C (Hypoxia)
2-wayANOVA

Temperature

<0,001

<0,001

<0,001

p values

Oxygen level

0,011

n.s.

<0,001

n.s.

n.s.

0,002

Interaction

Sự trao đổi chất trước và sau khi tiêu hóa thức ăn ở 27 và 33°C
Giá trị SMR được đo trong thí nghiệm SDA được thể hiện trong Bảng 2, không có sự
khác biệt với thí nghiệm ở trên ở cả hai mức nhiệt độ (p> 0,11 và p> 0,54). Sau khi
cho ăn 2% khối lượng cơ thể, lượng oxy tiêu hao trong nước gia tăng đáng kể, sau đó
giảm dần, với giá trị đỉnh là 141,4 mgO2 kg-1 h-1 ở 27°C và cao hơn đáng kể là 225,0
mgO2 kg-1 h -1 ở 33°C (P <0,01). Ở hai mức nhiệt độ này thì thời gian tiêu hóa thức
ăn là tương tự lần lượt 38,2±2,0 và 40,5±1,8 h (p> 0,9). SDA (mgO2 kg-1) ở 33°C
gần như gấp đôi ở nhiệt độ 27°C, cũng tương tự với hệ số SDA. Nhiệt độ có ảnh
hưởng ít hoặc không có ý nghĩa về tầm quan trọng trong việc hô hấp khí trời trong
thí nghiệm SDA này, với khoảng 20% tổng lượng oxy đóng góp từ không khí ở cả
hai nhiệt độ trong SDA. Khoảng rộng hô hấp (AAS) trong quá trình tiêu hóa (ṀO2
đỉnh trừ SMR) gần gấp đôi ở 33 so với 27°C (76,0±6,6 mgO2 kg-1 h-1 ở 27°C và
132,0±14,5 mgO2 kg-1 h-1 ở 33°C; P <0,01) (Bảng 2).
Bảng 2: Các giá trị SDA trước và sau cho ăn 2% khối lượng cơ thể ở 27°C và 33°C
(PO2=19-21kPa), trung bình±S.E.M, N=6.
Parameters /Temperature
Body mass (g)

10

27°C

33°C

60,7±1,6

60,3±3,2


Pre-feeding

Meal fed (g)

1,2±0,0

1,2±0,1

SMR (mgO2 kg-1 h-1)

65,3±6,1a

93,1±10,1b

RMR (mgO2 kg-1 h-1)

82,0±6,4a

114,5±10,0b

141,4±11,7a

225,0±20,7b

76,0±6,6a

132,0±14,5b

106,1±9,2a

158,8±13,3b

1531,6±150,8a

2898,9±292,8b

38,2±2,0a

40,5±1,8a

7,8±0,8a

14,7±1,5b

MO2 peak (mgO2 kg-1 h-1)
AAS (mgO2 kg-1 h-1)
Post-feeding

Post-feeding RMR (mgO2 kg-1 h-1)
SDA (mgO2 kg-1)
Duration (h)
SDA coefficient %

Chữ cái la tinh khác nhau chỉ tác động có ý nghĩa thống kê của nhiệt độ lên các giá trị được

đo

Tăng trưởng
Nhiệt độ có ảnh hưởng ý nghĩa lên tăng trưởng của C. ornata, tăng trưởng nhanh hơn
đáng kể ở 33 so với 27°C (P <0,05) trong khi điều kiện thiếu oxy không có ảnh
hưởng ở hai mức nhiệt độ (p> 0,07 và p> 0,73 ở 27 và 33°C, tương ứng ) (Hình 2A).
Tỷ lệ chết của cá tối thiểu trong tháng đầu tiên (6-10%) tương tự nhau giữa các
nghiệm thức. Cá ở cả hai điều kiện oxy đầy đủ và thiếu oxy ở 33°C cho thấy có sự
hoạt động nhiều hơn và ăn nhiều hơn rõ rệt so với cá ở 27°C. Tương tự, tốc độ tăng
trưởng cao hơn ở 33°C (1,7-1,8) so với ở 27°C (1,4-1,5), điều này được thể hiện rõ
trong Hình.2B.

Hình 2: Tăng trưởng thể hiện qua khối lượng tăng (g) (A) và tốc độ tăng trưởng cụ
thể (%) (B) của C. ornata trong 3 tháng ở 27°C ở điều kiện oxy đầu đủ (N27), 27°C
điều kiện thiếu oxy (H27) , 33°C điều kiện oxy đầy đủ (N33) và 33°C điều kiện thiếu
oxy (H33), N=30, trung bình±SEM.
Nghiên cứu 2: Biến đổi cấu trúc mang cá thát lát còm (Chitala ornata) dưới tác
động của nhiệt độ và điều kiện thiếu oxy
Mang cá thát lát tương đối nhỏ với năm đôi cung mang dài, tuy nhiên cung mang thứ
năm bị tiêu giảm không còn thấy được các filament (Hình 4, Hình 5).

11


Diện tích bề mặt mang
Những ảnh hưởng đáng kể của nhiệt độ và nồng độ oxy cao trên diện tích bề mặt
mang của C. ornata (Hình 3; Bảng 3). Diện tích bề mặt Lamellar ban đầu là
51,43±3,1 mm2 g-1 cỡ cá 33,1±1,09 g. Sau một tháng, ở nhiệt độ 27°C diện tích bề lá
mang thứ cấp giảm xuống còn 14,8±1,31 và 26,5±1,81 mm2 g-1 ở các điều kiện oxy
đầy đủ và thiếu oxy, tương ứng. Đối với nhiệt độ 33°C, diện tích bề mặt tương ứng là

38,1±2,24 và 44,1±3,93 mm2 g-1 ở điều kiện oxy đầy đủ và thiếu oxy, tương ứng. Sau
hai tháng, diện tích lá mang thứ cấp bị ảnh hưởng đáng kể bởi nhiệt độ (p=0,000),
nồng độ oxy (p=0,010) và có sự tương tác giữa nhiệt độ và mức oxy (p=0,029) (Hình
3, Bảng 4). Trong suốt hai tháng thí nghiệm, nhiệt độ ảnh hưởng mạnh lên diện tích
lá mang thứ cấp (Bảng 3, 4).

Hình 3: Diện tích bề mặt hô hấp lá mang thứ cấp C. ornata dưới tác động của các
mức nhiệt độ và điều kiện thiếu oxy.
Thể tích các thành phần của mang
Thể tích filament ban đầu là 3,40±0,17 mm3 g-1 và sau 1 tháng nồng độ oxy có tác
động lên thể tích mang filament (Bảng 3 và 4). Tuy nhiên, sau hai tháng cả nhiệt độ
cũng như oxy ảnh hưởng lênn thể tích mang (Bảng 3 và 4). Thể tích lamellar bị ảnh
hưởng bởi cả nhiệt độ và mức độ oxy rõ sau một tháng. Thể tích lamellar ban đầu là
0,54±0,03 mm3 g-1 giảm xuống 0,19±0,01 mm3 g-1 ở 27°C trong điều kiện oxy đầy
đủ sau một tháng và 0,26±0,01 mm3 g-1 sau hai tháng. Thể tích lamellar ở điều kiện
thiếu oxy 27 và 33°C lần lượt là 0,62 và 0,84 mm3 g-1 sau một tháng và chiếm 9,5 và
13% tổng tổng thể tích mang. Không có tác dụng tương tác của nhiệt độ và mức oxy
lên thể tích filament và thể tích lamellar sau một và hai tháng (Bảng 3 và 4).
Khoảng cách khuếch tán của nước và máu
Khoảng cách khuếch tán nước và máu là 3,59±0,15 µm. Mức oxy ảnh hưởng đến
khoảng cách khuếch tán một cách đáng kể sau một tháng (7,31, 7,09 µm cho 27 và
33°C ở điều kiện oxy đầy đủ và 5,22, 5,17 µm ở nhiệt độ 27 và 33°C trong điều kiện
12


thiếu oxy, tương ứng). Khoảng cách khuếch tán không bị ảnh hưởng bởi nhiệt độ và
tương tác giữa nhiệt độ và oxy sau 1 tháng. Tuy nhiên, nhiệt độ, mức oxy, và tương
tác nhiệt độ và oxy có ảnh hưởng đáng kể đến khoảng cách khuếch tán trong khi tình
trạng thiếu oxy ở 33°C làm giảm khoảng cách khuếch tán nhiều nhất (4,11µm) sau
hai tháng (Bảng 3 và 4).

Giá trị ADF
Cả nhiệt độ và mức ôxy ảnh hưởng lên giá trị (ADF). Nhiệt độ ảnh hưởng đến diện
tích của lamelar mạnh hơn ảnh hưởng của mức oxy trong khi mức oxy cho thấy sự
ảnh hưởng lên khoảng cách khuếch tán mạnh hơn. Giá trị ADF thấp nhất được thể
hiện ở nghiệm thức oxy đầy đủ ở 27°C từ 2,07 đến 3,11 mm2 g-1 µm1, và giá trị ADF
cao nhất thì được thể hiện ở nghiệm thức điều kiện thiếu oxy ở 33°C giá trị từ 8,80
đến 11,56 mm2 g-1 µm-1 sau một và hai tháng, tương ứng.

Vth

IVth

IIIth

IIth

Ith

Hình 4: Một bên các cung mang của cá thát lát gồm 5 cung mang được lấy từ mẫu
trữ. Cung mang thứ năm bị tiêu biến không còn nhìn thấy filament.

13


Bảng 3: Diện tích Lamelae (mm2 g-1), thể tích filament (mm3 g-1), thể tích lamelae (mm3 g-1), khoảng cách khuếch tán (µm) và giá trị
ADF (mm2 g-1 µm-1) của cá thát lát C. ornata thí nghiệm trong điều kiện nhiệt độ tăng và thiếu oxy. Số liệu được trình bày dạng trung
bình±S.E.M.
Time

Treatment

Mass (g)

(month)

Lamellar surface
area per mass
mm2g-1

Gill filament
volume per mass
mm3g-1

Lamellar volume
per mass mm3g-1

Harmonic mean
water blood
thickness µm

Anatomic
diffusion factor
mm2 g-1 µm-1

0

N27(n=24)

33,12±1,09

51,43±3,10

3,40±0,17

0,54±0,03

3,59±0,15

9,49±0,50

1st

N27 (n=5)

55,64±1,50

14,77±1,31

3,95±0,47

0,19±0,01

7,31±0,50

2,07±0,31

H27 (n=5)

53,74±1,63

26,53±1,81

6,57±0,55

0,62±0,05

5,22±0,12

5,07±0,38

N33 (n=5)

59,08±1,37

38,07±2,24

4,51±0,19

0,44±0,04

7,09±0,32

5,40±0,37

H33 (n=4)

58,38±3,81

44,13±3,83

6,46±0,12

0,84±0,04

5,17±0,43

8,80±1,41

N27 (n=4)

71,68±6,57

22,38±1,06

3,72±0,19

0,26±0,01

7,20±0,08

3,11±0,17

H27 (n=4)

80,10±8,91

23,66±1,00

4,74±0,49

0,34±0,06

6,18±0,50

3,85±0,10

N33 (n=4)

90,60±4,92

34,27±2,00

4,17±0,13

0,38±0,01

7,42±0,45

4,72±0,63

H33 (n=5)

82,40±3,15

47,02±2,44

5,07±0,39

0,45±0,02

4,11±0,24

11,56±0,87

2nd

14


Bảng 4: So sánh ảnh hưởng ý nghĩa thống kê của nhiệt độ và các mức oxy lên các thông
số trên mang cá thát lát C. ornata.
Time

2-way
ANOVA

Lamellar
Gill
surface
filament
area per volume per
mass
mass
mm2g-1
mm2g-1
0,000
0,656
0,008
0,000
0,342

0,515
0,000
0,392
0,010
0,046
0,029
0,900

1st month Temperature
Oxygen
Temp*O2
nd
2 month Temperature
Oxygen
Temp*O2

Lamellar
volume per
mass
mm2g-1
0,000
0,000
0,778
0,014
0,090
0,954

HM water
blood
thickness

µm
0,718
0,000
0,817
0,020
0,000
0,006

Anatomic
diffusion
factor
mm2g-1
µm-1
0,000
0,000
0,765
0,000
0,000
0,000

Hình 5: Filament của cá thát lát còm được chụp dưới kính hiển vi quanh học ở các điều
kiện oxy đầy đủ tại 27°C, điều kiện thiếu oxy 33°C, trước thí nghiệm, 1 và 2 tháng. Hình
thái mang cá tương tự các loài cá hô hấp trong nước lúc thu mẫu 0 tháng, và sau đó bắt
đầu tăng ILCM khi cá được thí nghiệm ở cá điều kiện oxy đầy đủ 27°C sau 1 và 2 tháng.
Không có ILCM phát triển ở điều kiện thiếu oxy ở 33°C sau 2 tháng được tìm thấy.

Lamellae

ILCM

Lamellae

Lamellae

ILCM

15


Nghiên cứu 3: Phản ứng hô hấp tim mạch của cá thát lát còm Chitala ornata dưới tác
dụng của điều kiện CO2 cao trong môi trường nước và môi trường máu (hypercarbia và
hypercapnia)
Hô hấp khí trời
Tiếp xúc với môi trường nước có pH thấp: Thí nghiệm cá với môi trường CO2 bình
thường và mức pH 6,0 trong 1 giờ không gây ra những thay đổi đáng kể về tần số hô hấp
khí trời (Hình 6).
Tiếp xúc với môi trường nước CO2 cao hypercarbia: Tiếp xúc với cá với nước
hypercarbic có pH tương tự (6,0) ở nghiệm thức axit, thí nghiệm cho thấy sự tăng tần số
hô hấp khí trời đáng kể (Hình 6). Khi tần số hô hấp khí trời tăng lên trong môi trường
hypercarbia, hầu hết các hô hấp khí trời đều là hô hấp loại 2 (> 80%); tức là hô hấp qua
mang tiếp tục ngay sau khi hô hấp khí trời được thực hiện.

Hình 6: Tần số hô hấp khí trời ở đối chứng và sau 20, 40 và 60 phút ở các nghiệm thức
axit (chấm đỏ), hypercarbia (chấm xanh lá) và nghiệm thức tiêm acetazolamide (chấm
xanh dương). Kí hiệu chỉ sự khác biệt giữa đối chứng và các điều kiện thí nghiệm (twoway ANOVA for repeated measures theo sau là Holm-Sidak post hoc test; P<0,05). số
liệu được trình bày giá trị trung bình±S.E.M.
Tiêm acetazolamide tiêm acetazolamide cũng tạo ra sự gia tăng đáng kể tần số hô hấp
khí trời (Hình 6) được duy trì ghi nhận trong khoảng 1 giờ. Cũng giống như nghiệm thức
hypercarbia, hầu hết hô hấp khí trời đều là hô hấp loại 2.
16

Kiểm tra ảnh hưởng của các nghiệm thức khác nhau đối với tần số hô hấp của mang
trong suốt quá trình hô hấp mang liên tục giữa cá lần hô hấp khí trời. Điều này là có thể
vì uy thế thể hiện của hô hấp loại 2 trong cả ba nghiệm thức. Ảnh hưởng không có ý
nghĩa thống kê của bất cứ nghiệm thức ( axit, hypercarbia và acetazolamide) lên tần số
hô hấp qua (Hình 7), nhưng có biểu hiện của nhịp tim chậm và huyết áp trung bình giảm
có ý nghĩa ở động mạch (Hình 7) khi thí nghiệm với hypercarbia và tương tự mặc dù
không có sự thay đổi đáng kể về nhịp tim sau khi tiêm acetazolamide.

Fig. 7: Tần số thông nước (N=8), tần số hô hấp qua mang (N=8), nhịp tim (N=4) và áp
suất máu động mạch (N=4) trong điều kiện đối chứng và sau 20, 40 và 60 phút ở các
nghiệm thức axit (chấm đỏ) hoặc hypercarbia (chấm xanh) và sau đó là nghiệm thức
tiêm acetazolamide (chấm xanh dương). Kí hiệu * chỉ sự khác biệt giữa đối chứng và
các điều kiện thí nghiệm (two-way ANOVA for repeated measures theo sau Holm-Sidak
post hoc test; P<0.05). số liệu được trình bày giá trị trung bình±S.E.M.
PCO2/pH máu
Khi vẽ đồ thị thể hiện liên hệ giữa tần số hô hấp khí trời và PCO 2 hoặc pH thu được mối
tương quan hợp lý cho từng biểu đồ (r2=0,62 và 0,59, tương ứng) (Hình 8).

17


Hình 8: Tần số hô hấp khí trời thể hiện dưới dạng chức năng của pH máu (biểu đồ hình
bên trái) hoặc PCO2 (biểu đồ hình bên phả). Hình phía trên thể hiện giá trị trung bình
trong khi bên dưới thể hiện tất cả số liệu với đường hồi quy vừa với từng số liệu.

Nghiên cứu 4: Phản ứng hô hấp tim mạch của cá thát lát còm Chitala ornata dưới tác
động của môi trường CO2 cao trong nước, trong không khí và CO2 cao trong môi
trường máu ở cá cắt dây thần kinh

Hô hấp khí trời
Tiêm khí CO2 vào cơ quan hô hấp khí trời: tiêm CO2 vào cơ quan hô hấp khí trời kích
thích hô hấp khí trời ở cá thát lát. Tần số hô hấp khí trời được biểu thị tương quan với
phần trăm khí CO2 tiêm vào bóng khí của cá, đồ thị biểu diễn đường hồi quy tương thích
(y=e ^ (0,0364 * x), R2=0,93) (Hình 9).

18


Hình 9: Tần số hô hấp khí trời của cá thát lát còm Chitala ornata được tiêm lượng hỗn
hợp CO2 và không khí tăng dần. Số liệu được trình bày trung bình±S.E.M.
Liều tiêm CO2 và H+ vào vena cava của cá thát lát còm không kích thích phản ứng hô
hấp khí trời
Thí nghiệm vào môi trường CO2 cao: Cá cắt dây thần kinh được thí nghiệm trong môi
trường CO2 có pH=6 cho thấy sự tăng tần số hô hấp khí trời có ý nghĩa sô với đối chứng
(Hình. 12).

Hình 12: Tần số hô hấp khí trời ở các nghiệm thức đối chứng và nghiệm thức CO2 cao
trong môi trường nước và nghiệm thức tiêm acetazolamide. Các kí tự chữ la tinh thể
hiện khác biệt có ý nghĩa thống kê. Số liệu được trình bày giá trị trung bình±S.E.M.
Tiêm acetazolamide: Cá được tiêm acetazolamide vào động mạch cũng phản ứng tăng
tần số hô hấp khí trời (Hình 12). Tần số hô hấp khí trời cao hơn so vói nghiệm thức CO2
cao trong môi trường nước sau 30 phút thí nghiệm
19


Hô hấp qua mang và nhịp tim
Tần số hô hấp qua mang được đánh giá dưới tác động của CO2 tiêm vào cơ quan hô hấp
khí trời, môi trường CO2 cao trong nước và tiêm acetazolamide. Kết quả cho thấy ảnh
hưởng của tiêm CO2 vào bóng khí lên tần số hô hấp qua mang, CO2 cao trong môi

trường nước và tiêm acetazolamide và động mạch lên tần số hô hấp qua mang của cá cắt
dây thần kinh và khác biệt không có ý nghĩa thống kê (Hình 10). Phân tích ảnh hưởng
của CO2 cao và tiêm acetazolamide trước và sau khi cá hô hấp khí trời cho thấy không
có sự khác biệt của nhịp tim trước và sau khi hô hấp khí trời. Hầu hết hô hấp khí trời là
loại 2 (Tuong và ctv., 2018a) có thể ổn định nhịp hô hấp qua mang. Không có sự khác
biệt ở nhịp tim khi tiêm CO2 vào bóng khí (Hình 11). Nhịp tim chậm cũng được ghi
nhận trong cả hai nghiệm thức CO2 cao trong môi trường nước và acetazolamide, nhưng
độ giảm không có ý nghĩa ở nghiệm thức acetazolamide.

-1

Opercular ventilation (h )

35
30
25
20
15
10
5
0
Control

50%

75%

90%

100%

% CO2 injection

Hình 10: Hô hấp qua mang của cá thát lát còm được tiêm hỗn hợp không khí và CO2
tăng dần vào bóng khí. Không có khác biệt ý nghĩa thống kê giữa đối chứng và các nồng
độ tiêm (one way ANOVA for repeated measurement, P<0,05). Số liệu được trình bày
giá trị trung bình±S.E.M.

20


30

-1

Heart rate (h )

25
20
15
10
5
0
Control

50%

75%

90%

100%

% CO2 injection

Hình 11: Nhịp tim của cá thát lát được tiêm tiêm hỗn hợp không khí và CO2 tăng dần
vào bóng khí. Nhịp tim không có sự khác biệt ý nghĩa thống kê trước giữa đối chứng và
các nồng độ tiêm (one way ANOVA for repeated measurement, P<0,05). Số liệu được
trình bày giá trị trung bình±S.E.M.
PCO2/pH máu
CO2 tiêm vào bóng khí làm tăng PCO2 và H+ tương ứng với phần trăm CO2 tiêm vào
bóng khí. Biểu đồ tương quan pH và PCO2 của nghiệm thức CO2 cao trong môi trường
và acetazolamide tương ứng với tần số hô hấp khí trời cho thấy độ tăng của PCO2 và độ
giảm của pH ở AZ ít hơn nhưng lại kích thích sự tăng tần số hô hấp khí trời cao hơn ở
nghiêm thức CO2 cao trong môi trường (Hình 12).

21


Hình 12: Tương quan tần số hô hấp khí trời và pH, PCO2 máu. Hai biểu đồ phía trên thể
hiện giá trị trung bình (trung bình±S.E.M). Hai biểu đồ bên dưới thể hiện tất cả số liệu
của từng cá thể.
CHƯƠNG 8:
KẾT LUẬN
Trong nghiên cứu đầu tiên về tiêu hao oxy, C. ornata không cho thấy bất kỳ ảnh hưởng
nào từ 6°C cao hơn mức trung bình 27°C trong khi tăng trưởng tốt hơn ở nhiệt độ cao
hơn. C. ornata hoạt động tốt dưới nhiệt độ cao và điều kiện thiếu oxy là do khả năng hô
hấp khí trời mà cá có thể đáp ứng nhu cầu oxy tăng khi nhiệt độ tăng. Do đó, kết quả này
có thể được sử dụng để khuyến cáo cho nông dân khi nuôi cá thát lát còm khi nhiệt độ
môi trường cao bằng cách duy trì sục khí tốt sẽ mang lại năng suất và hiệu quả tốt hơn.

Khả năng biến đổi cấu trúc mang của cá thát lát còm C. ornata cho phép cá thích ứng
với môi trường O2 thấp và sự thay đổi nhiệt độ, thí nghiệm được thực hiện trong nghiên
cứu thứ hai. Nhiệt độ tăng cao làm tăng SA nhanh hơn so với tình trạng thiếu oxy trong
khi khoảng cách khuếch tán máu và nước bị giảm đi do thiếu oxy nhanh hơn. Phát hiện
này trên cá thát lát (C. ornata) cho thấy rằng sự biến đổi cấu trúc mang rất có thể là một
đặc điểm di truyền cổ xưa và từng tồn tại ít nhất 300 triệu năm trước. Kết quả của
nghiên cứu này được coi là có đóng góp quan trọng đáng kể góp phần ảnh hưởng đến
nhiều loài cá hiện nay có thể cũng kế thừa khả năng biến đổi cấu trúc mang để đối phó
với những thay đổi môi trường.
Trong nghiên cứu thứ ba và thứ thứ, phản ứng hô hấp tim mạch của C. ornata được điều
khiển bởi ít nhất là các thụ cảm CO2/H+ định hướng bên trong, đây được xem là một
phát hiện mới ở loài cá hô hấp khí trời. Các thụ cảm CO2/H+ định hướng bên trong có
nhiệm vụ phản ứng lại tình trạng axit-base của máu và dịch não tủy trong khi các thụ
cảm CO2/H+ định hướng bên ngoài định hướng bên ngoài chỉ phản ứng lại những thay
đổi CO2/H+ trong môi trường xung quanh. Do đó, các thụ cảm định hướng bên trong cho
thấy mức độ tiến hóa của các loài cá, trên thực tế, vẫn tồn tại của thụ cảm CO2/H+ trung
ương tìm thấy ở loài phổi và tetrapods đã được chỉ ra trong các nghiên cứu trước đó.
Điều quan trọng ở đây là phải thực hiện thêm các nghiên cứu để xác định trực tiếp thụ
cảm CO2/H+ trung tâm trên C. ornata.
Do đó, các tác động của biến đổi khí hậu lên loài thát lát còm có thể được giảm nhẹ và
các loài cá chưa được nghiên cứu khác do có thể thừa hưởng các yếu tố tiến hóa trong
giai đoạn môi trường khắc nghiệt hơn hiện nay mà các yếu tố tiến hóa vẫn được thừa
hưởng bởi các loài cá hiện nay. Tuy nhiên, cần phải nghiên cứu về tác động kết hợp của
các yếu tố môi trường phức tạp này đến sinh trưởng của cá cũng như các chỉ tiêu khác
của sinh vật như thế nào.
22