Đánh giá chất lượng tinh trùng sau bảo quản lạnh sâu ở những mẫu nhược tinh đã được lọc rửa

B GIO DC V O TO B Y T
TRNG I HC Y H NI
=== ===




PHM TH THU THY







ĐáNH GIá CHấT LƯợNG TINH TRùNG
SAU BảO QUảN LạNH sâu ở NHữNG
MẫU NHƯợC TINH Đã ĐƯợC LọC RửA



LUN VN THC S Y HC

H NI - 2011
B GIO DC V O TO B Y T
TRNG I HC Y H NI





PHM TH THU THY




ĐáNH GIá CHấT LƯợNG TINH TRùNG
SAU BảO QUảN LạNH sâu ở NHữNG
MẫU NHƯợC TINH Đã ĐƯợC LọC RửA

Chuyờn ngnh : Mụ hc - Phụi thai hc
Mó s : 60.72.01



LUN VN THC S Y HC



Ngi hng dn khoa hc:
TS. Nguyn Khang Sn

H NI - 2011

1
ĐẶT VẤN ĐỀ

Bảo quản lạnh mô và tế bào là kỹ thuật bảo quản mô và tế bào sống ở
nhiệt độ cực thấp. Quá trình sống đòi hỏi sự vận động của các phân tử trong
môi trường nước. Bảo quản lạnh làm môi trường nước ở trong và ngoài tế bào
biến đổi thành thể rắn, quá trình đó làm ngừng chuyển động các phân tử và
các quá trình sinh học trong tế bào. Bảo quản lạnh được coi là thành công nếu
tế bào trở lại hoạt động sống bình thường, không bị tổn thương về cấu trúc
cũng như chức năng khi đưa về 37
o
C [6], [23].
Bảo quản lạnh tinh trùng là một kỹ thuật quan trọng thường được sử dụng
trong hỗ trợ sinh sản. Kỹ thuật này được thực hành rộng rãi để lưu trữ tinh trùng
trước khi tiến hành thụ tinh nhân tạo hay thụ tinh trong ống nghiệm [40].
Chất lượng tinh trùng sau bảo quản lạnh phụ thuộc vào nhiều yếu tố:
chất lượng tinh trùng trước bảo quản lạnh, quy trình bảo quản, môi trường bảo
quản, nhiệt độ bảo quản.
Sau bảo quản lạnh các mẫu tinh trùng bình thường, nhiều nghiên cứu
cho thấy các chỉ số về mật độ, độ di động, khả năng sống của tinh trùng đều
giảm rõ rệt so với trước khi bảo quản [13],[27],[67]. Đánh giá ảnh hưởng của
quá trình bảo quản lạnh lên chất lượng tinh trùng ở mẫu tinh dịch bất thường
là vấn đề gần đây đang được quan tâm [19],[24],[50]. Quá trình này góp phần
bảo quản, lưu giữ các tinh trùng được coi là quý hiếm đối với những bệnh

nhân nam bị vô sinh do bất thường tinh trùng. Ngày nay, nhờ sự phát triển của
các kỹ thuật hỗ trợ sinh sản mà hy vọng có con của các bệnh nhân này hoàn
toàn có thể thực hiện được.
Quá trình lọc rửa tinh trùng trước khi bảo quản giúp loại bỏ tinh tương,
các tinh trùng chết, tinh trùng bất thường, các mảnh vỡ, vi khuẩn, bạch cầu,
các gốc oxy hoạt động… Việc lọc rửa tinh trùng còn loại bỏ hầu hết HIV,

2
HCV, CMV, HPV, hạn chế sự lây nhiễm chéo trong quá trình bảo quản lạnh
trong nitơ lỏng [18],[24],[30]. Nguyễn Phương Thảo Tiên (2007) khi tiến
hành nghiên cứu trên những mẫu tinh dịch bình thường, tác giả thấy không có
sự khác biệt về các chỉ số chất lượng tinh trùng sau bảo quản lạnh sâu giữa
các mẫu tinh trùng đã được lọc rửa và những mẫu tinh trùng không được lọc
rửa [13]. Hiệu quả của việc lọc rửa tinh trùng trước khi bảo quản lạnh đối với
các mẫu tinh dịch bất thường như thế nào. Sau quá trình bảo quản lạnh các
mẫu tinh trùng đã được lọc rửa có thể thu hồi được những tinh trùng tốt để
chuẩn bị cho hỗ trợ sinh sản hay không. Hiện chưa có nhiều nghiên cứu về
việc bảo quản lạnh những mẫu tinh trùng bất thường của người nên chúng tôi
tiến hành đề tài:
“Đánh giá chất lƣợng tinh trùng sau bảo quản lạnh sâu ở những mẫu
nhƣợc tinh đã đƣợc lọc rửa” với mục tiêu:

1- Đánh giá chất lượng tinh trùng sau bảo quản lạnh sâu ở những
mẫu nhược tinh đã được lọc rửa.
2 - Xác định ảnh hưởng của việc lọc rửa đối với các mẫu nhược tinh
được bảo quản lạnh.

3
Chƣơng 1
TỔNG QUAN TÀI LIỆU

1.1. ĐẠI CƢƠNG VỀ VÔ SINH NAM.
Vô sinh là một vấn đề của toàn xã hội. Vô sinh hiện nay có chiều hướng
ngày càng gia tăng. Theo những số liệu điều tra dân số trong những năm gần
đây, có khoảng 7-10% các cặp vợ chồng trong độ tuổi sinh đẻ bị vô sinh
[8],[11]. Trên thế giới vô sinh cũng chiếm một tỷ lệ tương tự, vào khoảng 10-
15% [54].
Có nhiều nguyên nhân gây ra tình trạng vô sinh, trong đó nguyên nhân
do nam và do nữ là ngang nhau [12].
Trong số các nguyên nhân gây vô sinh ở nam giới, có đến 90% nguyên
nhân do bất thường tinh trùng [11]. Những bất thường tinh trùng thường gặp
là: số lượng tinh trùng ít (thiểu tinh), tinh trùng di động kém (nhược tinh),
tinh trùng dị dạng (quái tinh) và không có tinh trùng (vô tinh) [8].
R. Gurevich (2010) cho biết tỉ lệ nam giới bị vô sinh do không có tinh
trùng chiếm 10-15% và tỉ lệ những người không có tinh trùng chiếm khoảng
1% dân số nói chung [54]. Tác giả Nguyễn Xuân Quý (2004) khi nghiên cứu
trên 396 cặp vợ chồng điều trị vô sinh cho kết quả: vô tinh chiếm tỷ lệ 10,1%,
thiểu tinh chiếm 27,3%, tỷ lệ nhược tinh là 71,9 % và quái tinh chiếm tỷ lệ
74,2 % [11].
Tuy nhiên, theo nghiên cứu của Poongothai J. (2009) có đến >50%
các trường hợp vô sinh nam không rõ nguyên nhân [53].

Số lượng và độ di động của tinh trùng là những yếu tố quan trọng giúp
cho tinh trùng có khả năng thụ tinh. Theo WHO 1999, một mẫu tinh dịch bình

4
thường có ít nhất 50% tinh trùng di động tiến tới. Mẫu tinh dịch được coi là
nhược tinh khi tỷ lệ tinh trùng di động trong mẫu ít hơn 50% [68]. Nhược tinh
thường kết hợp với thiểu tinh, chỉ một số ít người có số lượng tinh trùng bình
thường nhưng khả năng di động của tinh trùng kém [46].
Cơ chế sinh bệnh học của bệnh nhược tinh vẫn còn chưa rõ ràng, tuy
nhiên các tác giả nghiên cứu cũng đề cập đến các yếu tố nguy cơ của bệnh
như: nhiễm trùng, phẫu thuật, các chất kích thích, ảnh hưởng của các chất gây
ô nhiễm môi trường, hóa chất, bức xạ…Một trong các cách mà các chất gây ô
nhiễm môi trường ảnh hưởng đến chất lượng tinh trùng là chúng tác động vào
cơ thể, kích thích cơ thể sản xuất các gốc tự do trong quá trình chuyển hóa tế
bào. Trong khi cơ thể con người tạo ra chất chống oxy hóa để bảo vệ tế bào
khỏi các gốc tự do thì các chất gây ô nhiễm môi trường và sự gia tăng các gốc
tự do đã phá vỡ cân bằng mong manh đó và gây ra những bất thường về mật
độ, độ di động và hình dạng của tinh trùng [36]. Zhou QZ và cs (2009) cũng
đã tìm thấy một số gen (tektin-2, DNAI1, DNAH5, ) và các protein (ACTB,
ANXA5, PRM1, ) có liên quan đến bệnh nhược tinh [70].
Vô sinh nam thường được chẩn đoán bằng xét nghiệm phân tích tinh
dịch. Điều trị vô sinh nam hiện nay chủ yếu nhằm nâng cao chất lượng tinh
trùng, do đó làm tăng khả năng chọn lọc được những tinh trùng tốt để chuẩn
bị cho HTSS. Năm 1995, kỹ thuật chọc hút tinh trùng từ mào tinh qua da và
tiêm tinh trùng vào bào tương noãn (Percutanous Epidemal Sperm Aspiration:
PESA, Intracytoplasmic sperm injection: ICSI), kỹ thuật phân lập tinh trùng
từ tinh hoàn những trường hợp giảm sinh tinh tại tinh hoàn và tiêm tinh trùng
vào bào tương noãn (Testicular Sperm Aspiration: TESA/ICSI) được báo cáo
thành công. Sự thành công của các kỹ thuật này đã mở ra một hướng phát
triển mới trong điều trị vô sinh nam [16].

5
1.2. NGHIÊN CỨU BẢO QUẢN LẠNH SÂU TINH TRÙNG NGƢỜI.
1.2.1. Lịch sử phát triển của phƣơng pháp bảo quản lạnh sâu tinh trùng ngƣời.
* Trên thế giới
Ngay từ năm 1776, Spallanzani lần đầu tiên đã dùng nhiệt độ lạnh sâu -
78
o
C và không sử dụng môi trường để bảo quản tinh trùng. Đến năm 1937,
Bernstein và Petropavloski đã tiến hành bảo quản thành công các tinh trùng
của bò, cừu, ngựa, heo rừng và thỏ ở nhiệt độ -21
o
C. Nghiên cứu của Jahnel
(1938) và Parkes (1945) đã công bố phương pháp làm lạnh tinh trùng người
[dẫn từ 67].
Hoagland và Pincus (1942) đã mô tả quá trình làm lạnh nhanh tinh trùng
người và thỏ bằng việc sử dụng vòng làm lạnh đối với các mẫu nhỏ. Các tác
giả thu được kết quả lên đến 40% tinh trùng còn sống sót sau phương pháp
bảo quản này [dẫn từ 67].
Đến năm 1949, Polge và cộng sự đã sử dụng glycerol làm môi trường
bảo quản lạnh. Sử dụng glycerol trong bảo quản lạnh tinh trùng đã đem lại kết
quả khả quan. Nghiên cứu của Polge và cộng sự được coi là dấu mốc quan
trọng của bảo quản lạnh mẫu sinh vật hiện đại.
Năm 1953, đứa trẻ đầu tiên đã ra đời từ tinh trùng bảo quản lạnh. Trong
những năm tiếp theo, phương pháp này được áp dụng rộng rãi cùng với các kỹ
thuật (hạ nhiệt độ, đóng gói, sử dụng môi trường bảo quản) ngày càng tiến bộ.
Smirnov (1949) đã bảo quản lạnh thành công tinh trùng thỏ trong nitơ
lỏng. Đến năm 1963-1964, phương pháp làm lạnh tinh trùng trong nitơ lỏng
chính thức ra đời. Sherman (1962) đã bảo quản tinh trùng ở nhiệt độ -196
o

C
và chỉ 2 năm sau đó 4 đứa trẻ đã ra đời bằng việc sử dụng tinh trùng đông
lạnh -196
o
C [59]. Lizuka và cộng sự (1968) đã sử dụng môi trường có bột

6
lòng đỏ trứng gà để bảo quản tinh trùng ở nhiệt độ -196
o
C và đã có nhiều trẻ
em ra đời bằng phương pháp này.
Trong những năm gần đây, đã có nhiều nghiên cứu mới về kỹ thuật bảo
quản tinh trùng người như: phương pháp đông tinh nhanh sử dụng cọng rạ tự
kéo [31],[41], bảo quản tinh trùng bằng phương pháp thủy tinh hóa không cần
chất bảo quản [67]… bước đầu đem lại các kết quả khả quan.
Ngày nay, nhờ sự phát triển vượt bậc của khoa học công nghệ, nhiều
phương pháp hỗ trợ sinh sản phát triển như: thụ tinh nhân tạo sử dụng tinh
trùng của người cho (artificial inseminatiom of donor semen: AID) hoặc của
chồng (artificial inseminatiom of husband semen: AIH), thụ tinh trong ống
nghiệm và chuyển phôi (IVF/ET), tiêm tinh trùng vào bào tương của noãn
(ICSI) nên việc bảo quản tinh trùng phục vụ cho các phương pháp hỗ trợ sinh
sản càng cần được mở rộng. Sự ra đời của các ngân hàng tinh trùng từ những
năm 1970 ở hầu khắp các nước trên thế giới đã góp phần đáp ứng được nhu
cầu này.
* Tại Việt Nam
Bệnh viện phụ sản Từ Dũ đã thực hiện thành công bảo quản lạnh tinh
trùng người vào năm 1995, đặt tiền đề cho kỹ thuật thụ tinh trong ống nghiệm
được thực hiện thành công lần đầu tiên vào năm 1997 [9]. Cho đến nay, nhiều
cơ sở như: Bệnh viện Từ Dũ, Học viện Quân y, Bộ môn Mô Phôi học -
Trường Đại học Y Hà Nội,… đã có những nghiên cứu được công bố về lĩnh

vực này. Gần đây, kỹ thuật bảo quản tinh trùng phát triển khá nhanh cùng với
sự ra đời của các ngân hàng tinh trùng trong nước đã đáp ứng được nhu cầu
điều trị của số lượng lớn bệnh nhân.
Phương pháp bảo quản tinh trùng được áp dụng phổ biến ở Việt Nam
hiện nay là bảo quản tinh trùng ở nhiệt độ lạnh sâu -196
o
C, trong nitơ lỏng,
quy trình hạ nhiệt độ từ từ, có sử dụng môi trường bảo quản [14].

7
1.2.2. Những nghiên cứu về quy trình bảo quản lạnh sâu tinh trùng ngƣời.
Nghiên cứu về quy trình bảo quản lạnh sâu tinh trùng người đã được
nhiều tác giả đề cập và đưa ra những quy trình bảo quản khác nhau. Nhìn
chung, quy trình bảo quản tinh trùng người gồm các bước sau:
- Chọn mẫu và xét nghiệm tinh dịch.
- Cân bằng với môi trường bảo quản lạnh.
- Đóng gói.
- Hạ nhiệt độ.
- Lưu trữ trong nitơ lỏng.
- Tan đông.
1.2.2.1. Chọn mẫu và xét nghiệm tinh dịch
Tùy theo mục tiêu nghiên cứu mà mẫu tinh dịch được chọn để xét
nghiệm sẽ có các tiêu chuẩn khác nhau. Cách đánh giá mẫu tinh dịch đa số
các tác giả áp dụng theo tiêu chuẩn của WHO 1999. Hiện nay, Bộ môn Mô-
Phôi, Đại học Y Hà Nội và nhiều cơ sở khác cũng đã áp dụng tiêu chuẩn này
trong xét nghiệm tinh dịch đồ.
1.2.2.2. Cân bằng với môi trường bảo quản lạnh
Nhiều tác giả đã sử dụng nhiều loại môi trường khác nhau để bảo quản
tinh trùng người. Công bố về hiệu quả của các môi trường trong bảo quản
lạnh tinh trùng cũng rất khác nhau.

Ban đầu, các tác giả sử dụng glycerol đơn thuần để làm môi trường bảo
quản lạnh. Từ năm 1937, Bernstein và Petropavlovski đã sử dụng glycerol
0,5-3M để bảo quản lạnh các tinh trùng của động vật. Các tác giả đã thu được
những kết quả tốt nhất ở nồng độ glycerol 0,5-2M. Về sau, nhiều tác giả đã bổ
sung thêm các chất khác cùng với glycerol để tăng hiệu quả bảo quản lạnh
như: bột lòng đỏ trứng gà, các acid amin…[31],[59].

8
Năm 1999, J.K Sherman khi đánh giá hiệu quả của hai môi trường bảo
quản lạnh đã đưa ra kết luận: tỷ lệ tinh trùng sống sau bảo quản không có sự
khác biệt khi sử dụng môi trường bảo quản là glycerol-egg yolk hay glycerol
đơn thuần [59].
Năm 2000, tác giả Hallak J và cộng sự đã nghiên cứu so sánh khi sử dụng
môi trường bảo quản là TEST-Yolk và glycerol ở các khoảng thời gian bảo quản
khác nhau. Kết quả cho thấy: tỷ lệ tinh trùng di động và tỷ lệ tinh trùng hình thái
bình thường ở nhóm TEST-Yolk cao hơn so với nhóm glycerol (p<0,05).
Từ các nghiên cứu trên, các tác giả đều khuyến cáo TEST-Yolk là môi
trường được lựa chọn đầu tiên để bảo quản lạnh tinh trùng người.
Ở Việt Nam, theo Trịnh Sinh Tiên (2002): quy trình bảo quản tinh trùng
người dùng môi trường GEYC và môi trường Sperm Freeze có hiệu quả với chỉ
số sống sót sau bảo quản lạnh (Cryosurvival Factor: CSF) ≥ 50%, cao hơn có ý
nghĩa thống kê so với bảo quản ở môi trường glycerol đơn thuần [14].
1.2.2.3. Đóng gói
Các mẫu tinh dịch sau khi được làm cân bằng với môi trường bảo
quản lạnh được nạp vào các dụng cụ đóng gói chuyên dụng. Có hai hình thức
đóng gói hay được sử dụng là cọng rạ (straw) bằng nhựa 0,25 ml, 0,5 ml hoặc
tuýp chịu lạnh (cryovial) 2ml.
Hiện chưa có nhiều nghiên cứu về hiệu quả của hai hình thức đóng
gói này. Theo Marcelo Borges Cavalcante (2006): sử dụng tuýp chịu lạnh
mang lại kết quả tốt hơn so với sử dụng cọng rạ [47]. Ghasem Saki và cộng sự

còn đề xuất sử dụng cọng rạ tự kéo để bảo quản một lượng nhỏ tinh trùng
người cho kết quả khả quan hơn việc sử dụng cọng rạ thông thường [31].

9




Hình 1.1. Sơ đồ minh họa các bước đóng gói trong bảo quản tinh trùng người [59].
1,2 : Cho môi trường bảo quản (glycerol) vào mẫu tinh dịch.
3,4 : Nạp mẫu tinh dịch đã có chất bảo quản vào cọng rạ.
5,6 : Hàn kín cọng rạ chứa tinh dịch bằng máy ép nhiệt.
7,8 : Cọng rạ được đưa vào giá đông lạnh.

10
Sau khi nạp tinh dịch vào dụng cụ đóng gói, đầu của dụng cụ sẽ được bịt
kín bằng máy ép nhiệt hoặc cement chuyên dụng hoặc bằng vặn chặt nút. Sau
đó, cọng rạ hoặc tuýp chịu lạnh chứa mẫu được đưa vào giá hoặc khung đông
lạnh (hình 1.1).
1.2.2.4. Hạ nhiệt độ
Có nhiều phương pháp hạ nhiệt độ khác nhau. Ngay từ năm 1776,
Spallanzani lần đầu tiên đã dùng nhiệt độ lạnh sâu -78
o
C để bảo quản tinh
trùng. Đến năm 1937, Bernstein và Petropavloski đã tiến hành bảo quản thành
công các tinh trùng của động vật có vú ở nhiệt độ -21
o
C. Theo Kuleshova Lilia
và cộng sự (2002) tinh trùng người có thể được bảo quản thành công bằng kỹ
thuật thủy tinh hóa với tốc độ làm lạnh cực nhanh (lên đến 7,2x10

5
o
C/ phút)
[41]. Tác giả Vladimir Isachenco [67] lại đề cập đến tốc độ làm lạnh chậm
hơn (khoảng 150-250
o
C/ phút) khi bảo quản tinh trùng bằng các vòng bảo
quản lạnh.
Theo nhiều tác giả, nếu dùng máy lạnh sinh học chạy theo chương
trình máy tính hạ nhiệt độ chậm với tốc độ 1- 25
o
C/ phút là tốt nhất [33],
[34],[59].
Hiện nay, phương pháp hạ nhiệt độ được các ngân hàng tinh trùng trên
thế giới thường dùng là hạ nhiệt độ bán tự động hoặc tự động theo chương
trình hoặc không theo chương trình. Một số nơi còn sử dụng phương pháp hạ
nhiệt độ bằng hơi nitơ lỏng (ở cổ bình trữ nitơ lỏng).
Ở Việt Nam, Bộ môn Mô-Phôi, Trường Đại học Y Hà Nội và một số
cơ sở HTSS lớn sử dụng máy hạ nhiệt độ bán tự động Nicool 10 chạy theo 3
giai đoạn:
- Giai đoạn 1: hạ nhiệt từ 25
o
C → -10
o
C, trong 6 phút, tốc độ hạ
nhiệt: 5,8
o
C/ phút.

11

- Giai đoạn 2: hạ nhiệt từ -10
o
C → -120
o
C, trong 20 phút, tốc độ hạ
nhiệt: 5,5
o
C/ phút.
- Giai đoạn 3: hạ nhiệt từ -120
o
C → -196
o
C, trong 5 phút, tốc độ hạ
nhiệt: 15,2
o
C/ phút.
Hiện nay, Bộ môn Mô-Phôi, Trường Đại học Y Hà Nội đang sử dụng
quy trình hạ nhiệt độ chậm bằng hơi nitơ lỏng (hạ nhiệt độ ở cổ bình nitơ lỏng
theo kinh nghiệm), kết quả cũng tương đương với hạ nhiệt độ bán tự động
bằng máy Nicool 10.
1.2.2.5. Lưu trữ trong nitơ lỏng
Lưu trữ tinh trùng trong nitơ lỏng là phương pháp đang được dùng phổ
biến hiện nay. Theo nhiều tác giả: bảo quản tinh trùng ở nhiệt độ -196
o
C chất
lượng tinh trùng ít bị ảnh hưởng vì ở nhiệt độ rất thấp như vậy môi trường
nước trong và ngoài tế bào biến thành thể rắn, tế bào ở trạng thái ngừng hoạt
động tạm thời.
Tinh trùng được bảo quản trong nitơ lỏng trong thời gian dài liệu có bị
ảnh hưởng nhiều đến chất lượng không? Theo Yogev L và cộng sự (2010) khi

nghiên cứu trên 2525 mẫu tinh dịch được bảo quản lạnh trong thời gian từ 6
tháng đến 15 năm đã cho kết quả: thời gian bảo quản lạnh kéo dài trong nitơ
lỏng không ảnh hưởng đáng kể lên mật độ tinh trùng di động tiến tới (10,8 ±
3,3 triệu TT/ml so với 12,3 ± 2,9 triệu TT/ml ) và do vậy không làm thay đổi
khả năng thụ tinh của các tinh trùng này [69]. Tác giả Aranda Gallegos (1997)
đã nghiên cứu hiệu quả làm IUI với các tinh trùng được bảo quản lạnh của
người cho. Nghiên cứu được tiến hành trên 26 phụ nữ trải qua 86 chu kỳ IUI
cho kết quả: tỷ lệ có thai ở mỗi chu kỳ là 16,6 % và tỷ lệ có thai tổng cộng là
58,3 % [21]. Theo Joseph Feldschuh (2005), đã có 2 đứa trẻ ra đời từ tinh
trùng bảo quản lạnh sâu sau 21 và 28 năm của cùng một mẫu tinh dịch [37].

12
1.2.2.6. Tan đông
Tan đông là đưa nhiệt độ của mẫu trữ lạnh lên 37
o
C. Có thể làm tan
đông trong không khí (để mẫu ở nhiệt độ phòng hoặc để trong tủ ấm) hoặc
trong nước ấm.
Đến nay đã có nhiều phương pháp tan đông. Theo Vladimir I. (2004)
tốc độ tan đông chậm có thể ảnh hưởng lên chất lượng tinh trùng. Quá trình
này làm tăng thêm các tế bào tổn thương [67]. Tác giả Isachenco E. (2003)
cũng cho rằng quá trình tan đông với tốc độ rất nhanh sẽ giúp ngăn chặn sự
kết tinh trở lại của các tinh thể đá, do đó sẽ ít gây hại với tế bào [35].
Theo Sherman J.K, tốc độ tan đông tốt nhất từ 1- 60
o
C/ phút. Tốc độ
này phù hợp với nghiên cứu của nhiều tác giả [59].
1.2.3. Nghiên cứu áp dụng bảo quản lạnh sâu tinh trùng ngƣời.
Kỹ thuật bảo quản lạnh (BQL) tinh trùng người được sử dụng để bảo
tồn khả năng sinh sản của các cá thể trước một số tình huống: các phẫu thuật

có thể ảnh hưởng đến khả năng sinh sản, thắt ống dẫn tinh, hóa trị liệu, liệu
pháp xạ trị điều trị các bệnh ung thư…Gần đây, BQL được sử dụng để lưu trữ
các tinh trùng được hút từ mào tinh hay tinh hoàn để dùng trong HTSS có độ
phức tạp cao.
Cho đến nay, đã có nhiều phương tiện dùng để trữ lạnh tinh trùng được
đề cập đến. Kỹ thuật đông lạnh một lượng nhỏ tinh trùng với tốc độ cực
nhanh bằng cách sử dụng vòng bảo quản lạnh đã được thông báo, giảm thời
gian đông lạnh chỉ còn 5 phút [39],[57]. Levi Setti và cs (2003) đã trữ lạnh
tinh trùng trong màng trong suốt của trứng người có sử dụng môi trường
TEST-Yolk cho tỷ lệ hồi phục của tinh trùng là 73% [43]. Tuy nhiên, kỹ thuật
này có một số hạn chế, ví dụ do phản ứng của màng trong suốt, tinh trùng có
thể bị mắc kẹt dẫn đến giảm tỷ lệ tinh trùng hồi phục sau rã đông, hơn nữa kỹ
thuật này vừa khó vừa mất nhiều thời gian [31].

13
Một số tác giả còn đề cập đến kỹ thuật trữ lạnh tinh trùng bằng dịch
treo nhưng kỹ thuật này thường không thích hợp với các trường hợp bệnh
nhân bị vô tinh, thiểu tinh nặng hoặc bệnh nhân có ít tinh dịch. Bởi vì sau
phương pháp đông lạnh và rã đông truyền thống, sử dụng kỹ thuật ly tâm pha
loãng tinh dịch có thể làm giảm lượng tinh trùng [31].
Năm 2004, Vladimir I. và cộng sự đã phát triển một kỹ thuật mới và
bảo quản lạnh tinh trùng bằng phương pháp thủy tinh hóa không cần chất bảo
quản bằng cách nhúng trực tiếp dịch treo có tinh trùng vào nitơ lỏng [67]. Các
phương pháp truyền thống của thủy tinh hóa đòi hỏi nồng độ chất bảo quản
cao với các hậu quả tác động thẩm thấu và độc hại gây chết tế bào. Kết quả là
các tinh trùng của động vật có vú nhạy cảm với các chất hóa học không thể
được bảo quản thành công bằng phương pháp thủy tinh hóa thông thường.
Trong nghiên cứu của mình, tác giả so sánh độ di động, sự toàn vẹn DNA và
khả năng thụ tinh của tinh trùng giữa hai phương pháp thủy tinh hóa không
chất bảo quản tốc độ nhanh và tốc độ chậm. Kết quả cho thấy: cả hai phương

pháp đều làm giảm 40% độ di động của tinh trùng (p<0,05). So sánh độ di
động của tinh trùng giữa hai phương pháp BQL tác giả thấy sự khác biệt
không có ý nghĩa thống kê [67].
Nghiên cứu tổn thương do lạnh lên chức năng ty thể, độ di động, hình
thái và khả năng sống của tinh trùng, Esteves (2007) đưa ra kết quả: Sau khi
rã đông, tỷ lệ tinh trùng có hình thái bình thường giảm 37% (p=0,001), tất cả
các thông số di động của tinh trùng đều giảm tương tự, sự hấp thu Rhodamine
123 (chất để đánh giá hoạt động của ty thể) trong ty thể tinh trùng giảm 36%
và khả năng sống của tinh trùng giảm 31% [29].
Nghiên cứu của Nguyễn Phương Thảo Tiên (2007) về chất lượng tinh
trùng sau BQL đối với các mẫu tinh dịch bình thường cũng cho kết quả tương
tự. Tác giả cho biết: khả năng di động, khả năng sống của tinh trùng sau BQL

14
giảm đi có ý nghĩa thống kê (p<0,001) so với trước BQL, tỷ lệ bất thường về
hình thái vi thể tinh trùng tăng lên sau BQL và thời gian BQL càng dài thì
chất lượng tinh trùng càng giảm. Tác giả cũng đề xuất hướng nghiên cứu tiếp
theo về BQL sâu tinh trùng người ở những mẫu tinh dịch bất thường để có thể
đưa ra đánh giá đầy đủ hơn [13].
Đánh giá ảnh hưởng của BQL trên các mẫu tinh trùng bất thường chưa
được đề cập đến nhiều. Năm 2010, Yogev L nghiên cứu ảnh hưởng của BQL
lên sự toàn vẹn DNA của tinh trùng của 34 nam giới có khả năng sinh sản
bình thường và 166 nam giới bị vô sinh, trong đó: 80 trường hợp tinh trùng
bất thường về hình dạng, 32 trường hợp tinh trùng bình thường, 30 trường
hợp nhược tinh-quái tinh và 24 trường hợp bất thường phối hợp thiểu-nhược-
quái tinh. Tác giả cho biết sự toàn vẹn DNA của tinh trùng sau BQL ở các
mẫu tinh dịch bình thường cao hơn đáng kể so với các mẫu tinh dịch bất
thường (p<0,001), các mẫu quái tinh và nhược tinh có các mảnh vỡ nhiễm sắc
nhiều hơn ở nhóm tinh trùng bình thường [69].
Tuy nhiên, theo XW Nie (2010) bảo quản lạnh có thể cải thiện được số

lượng tinh trùng di động tiến tới và tỷ lệ có thai sau khi làm IUI ở mẫu thiểu
tinh và nhược tinh đã được lọc rửa [50]. Việc lọc rửa đã giúp chọn lọc được
những tinh trùng có chất lượng tốt để bảo quản, do đó làm tăng chất lượng
tinh trùng sau bảo quản.
Mục tiêu bảo quản tinh trùng lạnh sâu là tinh trùng sau bảo quản có
chất lượng cao nhất. Theo tiêu chuẩn của Hiệp hội Ngân hàng Mô Hoa Kỳ:
Tỷ lệ tinh trùng di động sau bảo quản phải đạt được ≥ 50% so với tỷ lệ tinh
trùng di động trước bảo quản [59].
Ở Việt Nam, trong những năm gần đây bảo quản tinh trùng người là lĩnh
vực rất phát triển. Tác giả Hồ Mạnh Tường (2000) đã đánh giá độ di động sau
bảo quản so với trước bảo quản bằng chỉ số CSF (Cryosurvival Factor):

15
CSF = % tinh trùng di động sau rã đông : % tinh trùng di động trước
trữ lạnh x 100%.
Tác giả nhận thấy những mẫu tinh dịch có mật độ tinh trùng ≥
50.10
6
/ml và tỷ lệ tinh trùng di động ≥ 50%, chỉ số CSF là 53%. Trong khi đó
những mẫu tinh dịch có mật độ tinh trùng < 50.10
6
/ml và tỷ lệ tinh trùng di
động < 50%, chỉ số CSF là 35,6% [15].
Theo Trần Văn Hanh và cộng sự (2000), những mẫu tinh dịch được
bảo quản sau khi đã lọc rửa có chỉ số CSF là 53,2 % sau bảo quản 3 tháng,
48,1 % sau 6 tháng và 41,5 % sau 12 tháng. Tác giả nhận thấy: Hình thái siêu
cấu trúc của tinh trùng sau bảo quản là bình thường [5].
1.2.4. Sự tổn thƣơng tinh trùng trong quá trình bảo quản lạnh.
Tổn thương tinh trùng trong quá trình trữ lạnh là do hiện tượng tạo
thành các tinh thể đá trong và ngoài tế bào [17]. Hiện tượng này xảy ra trong

quá trình hạ nhiệt và gọi là hiện tượng shock lạnh. Có thể hạn chế các tổn
thương tinh trùng do lạnh bằng các phương pháp như cải thiện chất lượng tinh
dịch trước BQL, lựa chọn tinh trùng để bảo quản, sử dụng các chất bảo quản
tốt nhất và áp dụng các kỹ thuật làm lạnh - rã đông thích hợp [23].
Verza S Jr (2009) nghiên cứu trên 16 mẫu tinh dịch bình thường và
mẫu thiểu tinh được thực hiện nhiều chu kỳ đông lạnh đã cho kết quả: tinh
trùng đề kháng với tổn thương do lạnh trong quá trình bảo quản và các mẫu
tinh trùng bình thường chịu đựng được quá trình làm lạnh lâu hơn so với mẫu
thiểu tinh trung bình là 2 chu kỳ. Khả năng đề kháng với các tổn thương do
lạnh có liên quan đến chất lượng tinh dịch ban đầu [66].
Nghiên cứu “Ảnh hưởng của ascorbate và catalaza lên tinh trùng trong
quá trình bảo quản lạnh” trên 30 mẫu tinh dịch bình thường, Li Z và cộng sự
(2010) đã chứng minh: bảo quản lạnh gây ra các tổn thương đối với tinh trùng
người có thể thông qua giả thuyết về sự hình thành các gốc oxy hóa (ROS).

16
Việc cung cấp ascorbate và catalaza một cách thích hợp vào môi trường bảo
quản lạnh có thể ngăn chặn sự hình thành ROS [45].
Một giả thuyết mới của Esteves SC (2007), khi bổ sung PF
(Pentoxifylline) vào mẫu thiểu- nhược tinh trước khi làm lạnh đã cải thiện
được phản ứng cực đầu của tinh trùng (9,7% so với 4,8%, p= 0,002) thông
qua việc kích thích các ion ở các tinh trùng được trữ lạnh. Kết quả đã cho thấy
việc điều trị bằng PF đối với các tinh trùng kém chất lượng có thể làm tăng
khả năng thụ tinh của tinh trùng sau khi rã đông [29].
Theo Terai K và cộng sự (2010), có một mối tương quan nghịch giữa độ
di động của tinh trùng và tỷ lệ các chất ức chế di động tinh trùng có trong tinh
tương ở các mẫu tinh dịch nhược tinh (r = - 0,68). Các chất này có thể là
nguyên nhân của một số những rối loạn về di động của tinh trùng sau khi hóa
lỏng tinh dịch [64]. Như vậy, việc lọc rửa tinh trùng trước BQL đối với các
mẫu nhược tinh là cần thiết vì quá trình này sẽ giúp loại bỏ phần lớn các chất

ức chế di động tinh trùng, do đó cải thiện được chất lượng tinh trùng trước
bảo quản lạnh.
Trong những năm gần đây, kỹ thuật trữ lạnh tinh trùng bằng phương
pháp thủy tinh hóa (đông tinh nhanh) đã được nghiên cứu và áp dụng ở nhiều
nơi trên thế giới. Với kỹ thuật này, sự thành công phụ thuộc vào việc loại bỏ
nước trong các tế bào trong quá trình trữ lạnh. Nếu nước còn sót lại trong tế
bào sẽ hình thành nên các tinh thể đá. Chính những tinh thể đá này hoạt động
như “những con dao” và nó sẽ phá hủy bên trong tế bào hoặc “cắt” đứt làm vỡ
màng của tế bào. Như vậy, tinh trùng sẽ khó có khả năng sống sau rã đông.
Để tránh sự hình thành các tinh thể đá, kỹ thuật trữ lạnh tinh trùng bằng
phương pháp thủy tinh hóa có “chất bảo vệ” được thêm vào để thay thế hầu
hết nước có trong tinh trùng. “Chất bảo vệ” sẽ ngăn ngừa hình thành tinh thể
đá, nên tinh trùng sẽ được an toàn trong quá trình trữ lạnh.

17
1.3. NHỮNG NGHIÊN CỨU VỀ BẢO QUẢN LẠNH SÂU CÁC MẪU
TINH TRÙNG ĐÃ ĐƢỢC LỌC RỬA.
1.3.1. Khái niệm về lọc rửa tinh trùng.
Lọc rửa tinh trùng là phương pháp tách tinh trùng khỏi tinh tương, được
sử dụng nhiều trong hỗ trợ sinh sản.
Các phương pháp lọc rửa tinh trùng ban đầu chỉ là kỹ thuật ly tâm để
tách tinh trùng khỏi tinh tương một cách đơn giản. Tuy nhiên, hiệu quả của
các phương pháp này không cao và kỹ thuật chỉ thực hiện được trên tinh dịch
có nhiều tinh trùng di động.
Ngày nay, có nhiều phương pháp lọc rửa tinh trùng đã được ứng dụng.
Các phương pháp này dựa trên các nguyên tắc khác nhau như: di cư, lọc hay
thang nồng độ để tách các tinh trùng có khả năng di động ra khỏi tinh dịch.
Phương pháp lọc rửa tinh trùng hiệu quả là phải thu được nhiều tinh trùng di
động, không gây thương tổn cho tinh trùng hoặc làm mất chức năng sinh lý
của tinh trùng, loại bỏ được tinh trùng chết và các tế bào khác như bạch cầu,

vi khuẩn, độc chất, các gốc oxy hoạt động (ROS)…
1.3.2. Các phƣơng pháp lọc rửa tinh trùng.
Hai phương pháp lọc rửa tinh trùng được áp dụng phổ biến hiện nay là:
phương pháp bơi lên và phương pháp ly tâm dựa vào thang nồng độ.
1.3.2.1. Phương pháp bơi lên:
Năm 1984, Mahadevan và Barker lần đầu tiên mô tả phương pháp này.
Cơ sở của phương pháp bơi lên là tinh trùng có khả năng tự di chuyển nhờ
đuôi. Những tinh trùng có khả năng di động tốt bơi lên môi trường nuôi cấy
phủ phía trên tinh dịch. Lọc rửa tinh trùng theo phương pháp này thu được tỷ
lệ tinh trùng có khả năng di động rất cao (>90%), hơn nữa số lượng tinh trùng
có hình thái bình thường cũng cao và hầu như không còn các tế bào và mảnh

18
vụn khác. Tuy nhiên, nếu lớp tinh dịch quá dày hoặc tinh dịch quá quánh sẽ
làm cho nhiều tinh trùng có khả năng di động tốt ở lớp thấp hơn không thể bơi
lên trên bề mặt của môi trường nuôi cấy và mật độ tinh trùng thu được thấp
hơn. Một hạn chế nữa của phương pháp này là tinh trùng tiếp xúc với các
mảnh vụn và bạch cầu, sẽ chịu nhiều tác động của ROS.
Để loại trừ và giảm thiểu các tác dụng có hại của ROS, phương pháp bơi
lên có thể thực hiện trực tiếp trên tinh dịch đã ly giải. Trong quá trình tiến
hành, tinh dịch đã ly giải được chia làm nhiều phần nhỏ và cho vào từng ống
nhỏ và phủ dung dịch nuôi cấy lên trên. Một số phương pháp bơi lên sử dụng
môi trường nuôi cấy bổ sung đặc biệt cho tỷ lệ tinh trùng di động cao hơn
đáng kể và do đó tỷ lệ có thai lâm sàng cũng cao hơn. Các môi trường nuôi
cấy hay sử dụng là: Sperm Select, IVF (Vitrolife - Thụy Điển), Ferticult (Ferti
Pro - Bỉ). Để tăng tối đa diện tích tiếp xúc giữa môi trường nuôi cấy và tinh
dịch, các ống chứa tinh dịch và môi trường thường đặt nghiêng một góc 45
o

trong thời gian 30-60 phút, ở nhiệt độ 37

o
C. Sau đó, lớp môi trường nuôi cấy
có chứa tinh trùng đã bơi lên được lấy ra một cách cẩn thận từ trên xuống
dưới bằng pipet đã tiệt trùng.
1.3.2.2. Phương pháp ly tâm dựa vào thang nồng độ:
Phương pháp ly tâm dựa vào thang nồng độ ra đời vào những năm 70
của thế kỷ XX. Phương pháp này bao gồm: các thang liên tục và không liên
tục. Với thang liên tục, thang nồng độ sẽ tăng dần từ trên xuống dưới đáy của
ống ly tâm. Trong khi đó, với thang không liên tục thì biên giới giữa các lớp
rõ ràng. Tinh dịch được đặt ở phần trên nhất của ống ly tâm. Sau đó, tiến hành
ly tâm trong vòng 15-30 phút. Trong phương pháp này, tất cả các tế bào theo
lực ly tâm hướng xuống đáy ống. Tuy nhiên, những tinh trùng có độ di động
cao sẽ di chuyển nhanh hơn các tinh trùng không di động hoặc di động kém
nên chúng sẽ lắng xuống tạo lớp cặn mềm ở đáy ống.

19
Trong phương pháp lọc rửa tinh trùng theo thang nồng độ, sản phẩm
Percoll được sử dụng rộng rãi trong một thời gian dài.
Năm 2000, Ding DC. và cộng sự đã khẳng định vai trò của việc lọc rửa
tinh trùng bằng Percoll bằng kết quả nghiên cứu: tổng số tinh trùng di động và
khả năng di động của tinh trùng sau lọc rửa bằng phương pháp thang nồng độ
Percoll cao hơn so với phương pháp bơi lên [26].
Khi nghiên cứu tỷ lệ có thai trên lâm sàng trong phương pháp hỗ trợ
sinh sản IUI, Tsai YC. và cộng sự (2004) thấy không có sự khác biệt về độ di
động của tinh trùng khi sử dụng Percoll và Puresperm, nhưng tỷ lệ có thai trên
lâm sàng lại cao hơn khi sử dụng Percoll (13,8% so với 12,5%) [65].
Ren SS. và cộng sự (2004) khi so sánh các phương pháp chuẩn bị tinh
trùng cho IUI cũng đã đưa ra kết luận: sử dụng Percoll cho tỷ lệ có thai cao
nhất [55].
Theo Sophonsritsuk A (2005), nghiên cứu trên những mẫu thiểu tinh,

việc lọc rửa bằng thang nồng độ Percoll trước khi bảo quản lạnh giúp số
lượng tinh trùng di động sau bảo quản tăng cao hơn so với mẫu tinh dịch tươi
không được lọc rửa [62].
Các nghiên cứu trên đã cho thấy lọc rửa bằng thang nồng độ Percoll sẽ
được ưu tiên lựa chọn hơn đối với các mẫu tinh dịch chất lượng kém.
Tuy nhiên, trong những năm gần đây Percoll đã không còn được sử
dụng do một số tác giả cho rằng Percoll có chứa các chất độc có thể làm
thay đổi màng tinh trùng và làm giảm khả năng thụ tinh của tinh trùng. Do
vậy, việc rửa tinh trùng sau khi tách tinh trùng có sử dụng Percoll là điều
rất cần thiết. Theo Ren SS., khi Percoll không được sử dụng nữa thì
Puresperm là hóa chất dùng thay thế cho Percoll một cách có hiệu quả. Tác
giả cũng cho rằng: bơi lên vẫn là cách tốt nhất cho phương pháp IUI do nó có
khả năng chọn được tinh trùng có độ di động tốt [55].

20
Tác giả Đào Thị Thúy Phượng (2004) trong nghiên cứu của mình đã cho
thấy: chất lượng tinh trùng sau lọc rửa bằng Percoll hoặc SilSelect không
khác nhau về tất cả các thông số: mật độ, tỷ lệ sống, độ di động và tỷ lệ hình
thái tinh trùng bình thường. Như vậy, SilSelect có thể thay thế cho Percoll
trong lọc rửa tinh trùng [10].
Ngày nay, có nhiều sản phẩm thay thế Percoll ít gây hại cho tinh trùng
đã được sử dụng trên lâm sàng, như: IxaPrep (Medicult- Đan Mạch), SilSelect
(FertiPro- Bỉ), Puresperm (Thụy Điển)… Các Labo HTSS trong nước thường
sử dụng SilSelect hoặc Sperm Grade để lọc rửa tinh trùng.
Năm 1994, Moretimer D. đã cải tiến phương pháp ly tâm thang nồng độ
thành phương pháp mini thang nồng độ dùng cho các mẫu tinh dịch thiểu tinh,
nhược tinh nặng hoặc mẫu tinh dịch kết hợp thiểu-nhược-quái tinh.
Ngày nay, các phương pháp tách tinh trùng dựa vào chất lượng của tinh
chất. Theo Ariff Bongso (1999), phương pháp bơi lên được áp dụng cho các
trường hợp tinh dịch đồ bình thường hoặc gần bình thường. Theo WHO (2010),

đối với mẫu tinh dịch quá kém (thiểu hoặc nhược tinh) phương pháp ly tâm
thang nồng độ sẽ được ưu tiên sử dụng hơn so với phương pháp bơi lên [68].
1.3.3. Nghiên cứu áp dụng các kỹ thuật lọc rửa tinh trùng trƣớc bảo quản
lạnh sâu tinh trùng ngƣời.
Lọc rửa tinh trùng là kỹ thuật rất quan trọng trong hỗ trợ sinh sản. Việc
đưa ra được phương pháp tối ưu tách tinh trùng để giữ cho tinh trùng có chức
năng nhất trong việc thụ tinh là cần thiết.
Trong nghiên cứu “So sánh chất lượng tinh trùng sau bảo quản lạnh
trong hơi nitơ và trong nitơ lỏng ở mẫu tinh trùng tươi và mẫu tinh trùng đã
lọc rửa”, Saritha K.R. (2001) thấy không có sự khác biệt về tỷ lệ sống của tinh
trùng, tỷ lệ tinh trùng di động sau bảo quản lạnh khi trữ lạnh trong hơi nitơ

21
lỏng hoặc trong nitơ lỏng (p>0,05). Tuy nhiên, các tỷ lệ này giảm đáng kể sau
bảo quản lạnh ở mẫu đã lọc rửa so với mẫu tươi [56].
Năm 2001, nghiên cứu của Donnelly E.T và cộng sự cho kết quả: tỷ lệ
tinh trùng di động tiến tới sau rã đông ở mẫu tinh trùng đã được chuẩn bị bằng
thang nồng độ Percoll hoặc bằng phương pháp bơi lên thấp hơn có ý nghĩa
thống kê so với mẫu tinh trùng tươi và không có sự khác biệt có ý nghĩa thống
kê giữa hai phương pháp lọc rửa: bơi lên và thang nồng độ Percoll. Sự nguyên
vẹn của DNA sau rã đông ở mẫu tinh trùng tươi cũng cao hơn có ý nghĩa
thống kê so với mẫu tinh trùng đã được lọc rửa [27].
Như vậy, tinh trùng tươi đông lạnh dường như đề kháng tốt hơn với
hiện tượng shock lạnh so với tinh trùng đã được lọc rửa và chất lượng tinh
trùng sau rã đông phụ thuộc chủ yếu vào chất lượng mẫu tinh trùng trước khi
bảo quản.
Trong nghiên cứu “Đánh giá khả năng sống của tinh trùng sau rã đông ở
các mẫu thiểu tinh và mẫu bình thường được lọc rửa bằng hai phương pháp
bơi lên và thang nồng độ Percoll trước khi bảo quản lạnh”, Counsel M (2004)
đã kết luận: lọc rửa bằng phương pháp bơi lên đã làm tăng khả năng sống của

tinh trùng sau rã đông ở cả mẫu bình thường và mẫu thiểu tinh (p<0,01) và
lọc rửa bằng thang nồng độ Percoll đã cải thiện đáng kể khả năng sống của
tinh trùng sau rã đông ở mẫu thiểu tinh (22,4%±1,0, p<0,01) nhưng không
làm tăng khả năng sống ở mẫu bình thường (30,8%±1,8) [24].
Nhiều tác giả cho rằng, nguy cơ lây nhiễm vi sinh vật qua tinh dịch
trong BQL trong nitơ lỏng là rất cao và phương pháp lọc rửa tinh trùng trước
khi bảo quản đã đảm bảo sự an toàn trong HTSS [18],[24],[30].
Theo Saritha K.R (2001), sự lây nhiễm HCV, HIV trong tinh dịch là rất
cao. HCV có thể sống sót trong nitơ lỏng ở -196
o
C và đề nghị lọc rửa tinh
trùng trước bảo quản lạnh, tốt nhất là trữ lạnh bằng hơi nitơ lỏng [56].

22
Trong nghiên cứu về nguy cơ lây nhiễm chéo HCV qua tinh dịch trong
HTSS, Abou-Setta Ahmed M (2004) đã kết luận: Lọc rửa tinh trùng bằng
thang nồng độ Percoll đã loại bỏ được HCV, cytomegalovirus, bạch cầu, tinh
trùng bất thường [18].
Ở trong nước, đã có nghiên cứu của Nguyễn Phương Thảo Tiên (2007)
về chất lượng tinh trùng người sau BQL sâu ở những mẫu tinh dịch bình
thường. Tác giả đã đề xuất hướng nghiên cứu tiếp theo về BQL sâu các mẫu
tinh trùng bất thường [13]. Tuy nhiên, hiện chưa có nghiên cứu nào về vấn đề
này. Nghiên cứu của chúng tôi được phát triển trên cơ sở của những nghiên
cứu trước nhằm đóng góp một tài liệu tham khảo về lĩnh vực BQL sâu các
mẫu tinh trùng bất thường của người.




23

Chƣơng 2
ĐỐI TƢỢNG VÀ PHƢƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

2.1. ĐỐI TƢỢNG.
30 mẫu tinh dịch có tinh dịch đồ bất thường về độ di động của tinh
trùng (mẫu nhược tinh). Các mẫu được bảo quản lạnh sâu (-196
o
C) tại phòng
bảo quản mô, Bộ môn Mô - Phôi học, Trường Đại học Y Hà Nội.
- Tiêu chuẩn lựa chọn:
+ Các mẫu tinh dịch được chọn có:
• Bất thường về độ di động của tinh trùng: di động tinh trùng dưới mức bình
thường theo tiêu chuẩn của WHO 1999 (tỷ lệ tinh trùng di động A+B < 50%).
+ Các mẫu tinh dịch nghiên cứu được lấy từ đối tượng:
• Nam giới trong độ tuổi : 20 đến 50 tuổi.
• Kiêng xuất tinh từ 3 đến 5 ngày.
• Không sốt, không dùng thuốc, không uống rượu tại thời điểm lấy mẫu.
- Tiêu chuẩn loại trừ:
Nghiên cứu của chúng tôi tiến hành trên các mẫu nhược tinh nên để
đảm bảo cho chất lượng của mẫu sau BQL được tốt hơn, để đảm bảo tính
thống nhất của mẫu nghiên cứu, giảm sai số hệ thống, chúng tôi loại trừ ra
khỏi nghiên cứu các mẫu:
• Không đủ điều kiện trong tiêu chuẩn lựa chọn.
• Thể tích tinh dịch < 3ml.
• Mật độ tinh trùng < 40 triệu/ml.
• Tỷ lệ tinh trùng di động tiến tới < 20%.