ảnh hưởng của việc bổ sung các hàm lượng glucose khác nhau đến sinh trưởng và tỷ lệ sống của sò huyết giai đoạn giống (anadara granosa)

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THỦY SẢN








NGUYỄN DIỄM KIỀU










ẢNH HƯỞNG CỦA VIỆC BỔ SUNG CÁC HÀM LƯỢNG
GLUCOSE KHÁC NHAU ĐẾN SINH TRƯỞNG VÀ
TỶ LỆ SỐNG CỦA SÒ HUYẾT GIAI ĐOẠN GIỐNG
(ANADARA GRANOSA)

LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP
CHUYÊN NGÀNH SINH HỌC BIỂN










CẦN THƠ, 2013
TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THỦY SẢN









NGUYỄN DIỄM KIỀU

ẢNH HƯỞNG CỦA VIỆC BỔ SUNG CÁC HÀM LƯỢNG
GLUCOSE KHÁC NHAU ĐẾN SINH TRƯỞNG VÀ
TỶ LỆ SỐNG CỦA SÒ HUYẾT GIAI ĐOẠN GIỐNG
(ANADARA GRANOSA)






LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP
CHUYÊN NGÀNH SINH HỌC BIỂN





CÁN BỘ HƯỚNG DẪN
PGS.TS. NGÔ THỊ THU THẢO

CẦN THƠ, 07/2013
i

LỜI CẢM TẠ
Đầu tiên, tôi xin bày tỏ lòng biết ơn sâu sắc đến cô Ngô Thị Thu Thảo
đã dành nhiều thời gian quan tâm giúp đỡ, hướng dẫn và cho tôi những lời
khuyên quý báu trong suốt thời gian thực hiện đề tài và hoàn thành luận văn
tốt nghiệp.
Xin chân thành cảm ơn Ban Chủ nhiệm Khoa Thủy sản, Ban lãnh đạo
Bộ môn Kỹ Thuật Nuôi Hải Sản đã tạo điều kiện thuận lợi để tôi hoàn thành
khóa học và thực hiện luận văn này.
Xin gửi lời cảm ơn đến các bạn lớp Sinh Học Biển khóa 36, các bạn và
các anh chị trong trại thực nghiệm Động vật thân mềm đã khích lệ, nhiệt tình
hỗ trợ và chia sẻ kinh nghiệm thật sự bổ ích để tôi hoàn thành luận văn.
Xin bày tỏ lòng biết ơn sâu sắc đến gia đình và những người thân đã
luôn động viên và tạo điều kiện tốt nhất cho tôi trong suốt quá trình học tập tại
trường.
Cuối lời, xin kính chúc quý thầy cô và các bạn dồi dào sức khỏe, hạnh
phúc và thành công.
Xin chân thành cảm ơn!
Nguyễn Diễm Kiều

ii

TÓM TẮT
Thí nghiệm được thực hiện nhằm đánh giá ảnh hưởng của việc bổ sung
glucose với các hàm lượng khác nhau (0, 50, 75, 100 μg/L) đến sinh trưởng và

tỷ lệ sống của sò huyết giống (Anadara granosa).
Thí nghiệm gồm 4 nghiệm thức (NT) và mỗi NT được lặp lại 3 lần
(NT1: 0 μg glucose/L (đối chứng), NT2: 50 μg glucose/L, NT3: 75 μg
glucose/L và NT4: 100 μg glucose/L). Sò giống có chiều dài: 12,22

0,34 mm
và khối lượng: 0,49

0,01 gam, được bố trí 20 con/bể có thể tích nước 85 lít
và độ mặn được duy trì ở 20‰. Tất cả các NT được cho ăn bằng tảo Chlorella
sp. từ hệ thống nước xanh-cá rô phi cùng với bổ sung chế phẩm sinh học chứa
vi khuẩn Bacillus hàng tuần với liều lượng 0,5mg/L. Sau 75 ngày thí nghiệm,
kết quả cho thấy tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều dài, khối lượng và tỷ lệ
sống của sò có sự khác biệt nhưng không có ý nghĩa thống kê giữa các nghiệm
thức (P>0,05). Chiều dài và khối lượng của sò ở NT bổ sung glucose 50 μg/L
là cao nhất (12,74 mm và 0,53 gam) và tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều
dài và khối lượng cũng cao nhất ở NT này lần lượt là 0,053 và 0,088 %/ngày.
Tỷ lệ sống của sò đạt cao nhất (28%) ở NT bổ sung glucose 75 μg/L. Kết quả
phân tích vi sinh thu được, mật độ vi khuẩn Bacillus đạt cao nhất ở NT bổ
sung glucose 100 μg/L (13240 CFU/mL) đã góp phần hạn chế sự phát triển
của vi khuẩn Vibrio đến mức thấp nhất (270 CFU/mL) so với các nghiệm thức
còn lại.
iii

MỤC LỤC
Trang
PHẦN 1. ĐẶT VẤN ĐỀ
1.1 Giới thiệu 1
1.2 Mục tiêu nghiên cứu 2
1.3 Nội dung nghiên cứu 2

1.4 Thời gian thực hiện đề tài 2
PHẦN 2. LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU
2.1 Đặc điểm sinh học Sò Huyết 3
2.1.1 Phân loại và hình thái cấu tạo của Sò Huyết (Anadara granosa
Linnaeus, 1758) 3
2.1.2 Phân bố và môi trường sống 4
2.1.3 Sinh trưởng 4
2.1.4 Dinh dưỡng 5
2.1.5 Đặc điểm sinh sản 5
2.2 Tình hình nuôi và nghiên cứu sò huyết 6
2.3 Sử dụng chế phẩm sinh học (Probiotics) trong nuôi trồng thủy sản 7
2.4 Ứng dụng của glucose trong nuôi trồng thủy sản 8
PHẦN 3. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
3.1 Thời gian và địa điểm 11
3.1.1 Thời gian 11
3.1.2 Địa điểm 11
3.2 Đối tượng nghiên cứu 11
3.3 Vật liệu nghiên cứu 11
3.3.1 Dụng cụ và trang thiết bị thí nghiệm 11
3.3.2 Hóa chất 11
3.3.3 Nguồn nước thí nghiệm 11
3.3.4 Nuôi tảo Chlorella trong hệ thống nước xanh – cá rô phi 12
3.4 Phương pháp nghiên cứu 12
3.4.1 Bố trí thí nghiệm 12
3.4.2 Các yếu tố môi trường và mật độ vi khuẩn 12
3.4.3 Tỷ lệ sống và tăng trưởng của Sò Huyết 14
3.5 Phương pháp xử lý số liệu 15
iv

PHẦN 4. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

4.1 Các yếu tố môi trường 16
4.2 Tăng trưởng và tỷ lệ sống của sò huyết 19
4.2.1 Tỷ lệ sống của sò huyết 19
4.2.3 Tăng trưởng của sò huyết 20
PHẦN 5. KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT
5.1 Kết luận 23
5.2 Đề xuất 23
TÀI LIỆU THAM KHẢO 24

v

DANH SÁCH HÌNH
Hình 2.1. Sò huyết (Anadara granosa) 3
Hình 3.1. Các bước pha loãng mẫu nước 14
Hình 4.1. Biến động nhiệt độ trong quá trình thí nghiệm 16
Hình 4.2. Biến động hàm lượng NO
2
-
(mg/L) trong quá trình thí nghiệm 17
Hình 4.3. Biến động mật độ vi khuẩn tổng trong nước (CFU/mL) 17
Hình 4.4. Biến động mật độ vi khuẩn Bacillus (CFU/mL) 18
Hình 4.5. Biến động mật độ vi khuẩn Vibrio (CFU/mL) 19
Hình 4.6. Tỷ lệ sống của sò huyết 20
vi

DANH SÁCH BẢNG
Bảng 3.1. Phương pháp và chu kỳ theo dõi các yếu tố môi trường 13
Bảng 4.1. Các yếu tố môi trường theo dõi 16
Bảng 4.2. Chiều dài và khối lượng của sò thí nghiệm 20
Bảng 4.3. Tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều dài vỏ của sò huyết
(%/ngày). 21
Bảng 4.4. Tốc độ tăng trưởng tương đối về khối lượng của sò huyết (%/ngày). 22

- 1 -

PHẦN 1
ĐẶT VẤN ĐỀ
1.1 Giới thiệu
Từ đầu những năm 80, ngành thủy sản Việt Nam đã có những thay đổi
đáng kể. Đầu tiên là những chính sách về cải thiện tiếp cận thị trường, xúc tiến
xuất khẩu và nâng cao giá trị sản phẩm. Ngành thủy sản được nhìn nhận như
là một ngành kinh tế mũi nhọn và tạo ra hàng triệu việc làm cho lực lượng lao
động cả nước (Bộ Thủy sản, 2001).
Thành công từ sản xuất cá tra đã tạo ra cơ hội để Việt Nam giới thiệu
những loài mới cho thị trường EU. Theo Hiệp hội Chế biến và Xuất khẩu
Thủy sản Việt Nam (VASEP), trong 2 tháng đầu năm 2011, Việt Nam đã xuất
khẩu 4.250 tấn thủy sản có vỏ, trị giá 12,4 triệu USD sang EU, tăng 3% về
lượng và 3,7% về giá trị. EU là nhà nhập khẩu quan trọng nhất của Việt Nam
trong đó giá trị chiếm 68,8% tổng xuất khẩu tương đương 7,5 triệu USD. Xuất
khẩu sang các nước thành viên EU như Tây Ban Nha, Bồ Đào Nha và Italia
đạt giá trị cao, chiếm phần lớn xuất khẩu nhuyễn thể từ Việt Nam.
Sò huyết Anadara granosa là loài có giá trị kinh tế cao được nhiều
nước trên thế giới khai thác tự nhiên và nuôi ở các bãi triều ven biển. Sò huyết
phân bố ở Thái Bình Dương và Ấn độ Dương. Ở Việt Nam, chúng phân bố
trên tất cả các vùng triều ven biển , từ sát bờ tới độ sâu 3-4 m nước, chất đáy
bùn nhẹ hoặc bùn pha cát. Sò Huyết là loài rộng muối, có khả năng thích nghi
với độ mặn biến động lớn từ 10- 35‰, khoảng thích hợp là 20- 25‰. Trước
đây, những người dân ven biển đã biết nuôi ngao sò ở các bãi triều hoặc kênh
rạch trong vùng rừng ngập mặn (Lê Xuân Tuấn và ctv, 2008). Khi sản phẩm
sò huyết được xuất khẩu sang thị trường thế giới như Trung Quốc, Nhật Bản
…thì ngư dân đã tận dụng các bãi triều ven biển để nuôi sò và chúng trở thành
đối tượng kinh tế quan trọng của ngư dân vùng ven biển Nam Bộ. Với biên độ
nhiệt 25-33

o
C, ĐBSCL thích hợp cho việc nuôi sò huyết quanh năm (Dương
Thị Hoàng Oanh và ctv, 2013). Mặt khác, sự có mặt của 09 axit amin không
thay thế như methionine, threonine, lysine, isoleucine, leucine, valine,
arginine, histidine và phenylalanine là ưu điểm của đối tượng này. Trong thịt
của sò huyết có chứa hàm lượng khá cao các nguyên tố vi lượng cần thiết cho
quá trình trao đổi chất như Cu, Fe, Zn, Mn và Ca. Vì vậy, sò huyết là đối
tượng lý tưởng để sử dụng như một loại thực phẩm, dược phẩm cho con người
(Chế Thị Cẩm Hà và cs, 2012).
Trong ương dưỡng ấu trùng thủy sản glucose có tác dụng làm thay đổi
hàm lượng axit hữu cơ tổng cộng trong mô và tạo ra năng lượng góp phần vào
tăng trưởng của đối tượng nuôi. Bên cạnh đó, việc bổ sung glucose vào hệ
thống ương nuôi còn thúc đẩy sự phát triển của hệ vi sinh có lợi cho đối tượng
nuôi, từ đó hạn chế được sự phát triển của những vi sinh gây hại. Do đó, việc
ứng dụng glucose trong nghề nuôi thân mềm là có hiệu quả, đặc biệt với đối
tượng hai mảnh vỏ. Cho nên đề tài: “Ảnh hưởng của những hàm lượng
- 2 -

glucose khác nhau đến tăng trưởng và tỷ lệ sống của sò huyết giống (Anadara
granosa)” được thực hiện.
1.2 Mục tiêu nghiên cứu
Đánh giá ảnh hưởng của việc bổ sung các hàm lượng glucose khác
nhau đến sinh trưởng và tỷ lệ sống của Sò Huyết.
1.3 Nội dung nghiên cứu
Thí nghiệm ương nuôi Sò Huyết giống bằng tảo từ hệ thống nước xanh-
cá rô phi có bổ sung thêm các hàm lượng glucose là 0, 50, 75, 100 μg/L.
1.4 Thời gian thực hiện đề tài
Đề tài được thực hiện từ tháng 10 năm 2012 đến tháng 01 năm 2013.

- 3 -

PHẦN 2
LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU
2.1 Đặc điểm sinh học Sò Huyết
2.1.1 Phân loại và hình thái cấu tạo của Sò Huyết (Anadara granosa
Linnaeus, 1758).
Phân loại sò huyết

Ngành: Mollusca
Lớp: Bivalvia
Bộ: Arcoida
Họ: Arcacea
Giống: Anadara
Loài: Anadara granosa (Linnaeus, 1758)
Tên tiếng Anh: Blood cockle


Hình 2.1. Sò huyết (Anadara granosa)
(www.seashellhub.com/Arcidae/AnadaragranosaPattani.JPG)
Màu sắc: Bên ngoài vỏ có màu trắng, phía dưới lớp sừng có màu vàng
nâu nhạt. Mặt trong vỏ có màu trắng sứ và thường nhuốm vàng ở khoang của
mấu lồi.
Sò huyết Anadara granosa có vỏ rắn chắc, gồ lên và có dạng hình
trứng. Mặt ngoài có gờ phóng xạ phát triển, số lượng từ 18- 20 gờ, trên các
đường gân có những hạt chấm nhỏ. Mép vỏ có nhiều mương sâu tương ứng
với số gờ phóng xạ của mặt ngoài vỏ. Mặt khớp thẳng có nhiều răng nhỏ, vết
cơ khép vỏ sau lớn hình tứ giác, vết cơ khép vỏ trước nhỏ hơn và có hình tam
giác (Nguyễn Chính, 1996).
Trong máu loài này có huyết sắc tố (màu đỏ), vì vậy gọi là sò huyết.


- 4 -

2.1.2 Phân bố và môi trường sống
Sò huyết phân bố ở vùng Ấn Độ-Thái Bình Dương từ đông châu Phi
đến Úc bao gồm: Trung Quốc, Thái Lan, Ấn Độ, Malaysia, Úc, Nhật Bản, Ở
nước ta, Sò Huyết phân bố dọc ven biển nhưng tập trung ở Quảng Ninh, Hải
Phòng, Trà Vinh, Sóc Trăng, Cà Mau, Bến Tre, Kiên Giang, Cà Mau, (Hoàng

Thị Bích Đào, 2003). Trong đó Bến Tre, Kiên Giang là hai tỉnh có phong trào
nuôi sò mạnh nhất cả nước. Năng suất bình quân đạt 60-70 tấn/ha.
Sò huyết phân bố tự nhiên ở các bãi triều nông đến độ sâu 4m với thời
gian phơi bãi từ 6-10 giờ/ngày đêm, có nền đáy là bùn mịn hoặc bùn cát giàu
chất hữu cơ, độ mặn thích hợp từ 20-25‰. Nơi thích hợp nhất cho sò là tuyến
triều thấp. Chúng sống theo kiểu vùi mình trong bùn cát, sò non sống ở mặt
bùn, sò lớn sống sâu dưới bùn từ 1-3 cm.
Sò huyết có thể tồn tại ở rừng ngập mặn, là đối tượng ăn lọc có giá trị
kinh tế cao và giàu dinh dưỡng được chú trọng trong rừng ngập mặn (Nguyễn
Chính, 1996).
Khi nồng độ muối giảm thấp dưới 10‰ nhất là trong mùa lũ, sò sẽ vùi
sâu xuống bùn. Nếu thời gian ngắn nồng độ muối trở lại thích hợp thì sò chui
lên tiếp tục sống bình thường, nếu nồng độ muối thấp kéo dài có thể làm sò
chết.
Solomon et al. (2007) đã nhận định tương tác của các yếu tố nhiệt độ,
độ mặn cao và thời gian phơi bãi kéo dài làm ảnh hưởng đến sự phân bố của
sinh vật bãi triều.
2.1.3 Sinh trưởng
Quá trình phát triển của sò huyết trải qua các giai đoạn ấu trùng tự do
trong nước. Chotrophore (ấu trùng bánh xe) và Verlige (ấu trùng chữ D). Khi
chuyển sang ấu trùng Umbo (ấu trùng đỉnh vỏ) thì chúng bắt đầu sống bám. Sò
ở vùng hạ triều vùi mình trong đáy lâu hơn, thời gian ăn dài hơn nên sinh
trưởng nhanh hơn vùng trung triều. Cơ thể nhỏ tỉ lệ tăng trưởng nhanh. Sò 1
tuổi bình quân chiều dài là 2cm, 2 tuổi là 2,8 cm, 3 tuổi là 3,2 cm đạt kích cở
thương phẩm. Sò lớn nhanh vào 2 năm đầu, sang năm thứ 3 thì chậm dần (Ngô
Trọng Lư, 2004).
Nghiên cứu của Gilbert (1973) cho thấy nhiệt độ ảnh hưởng đến hoạt
động sinh lý và chi phối sinh trưởng đến nhóm Bivalvia, kích thước tối đa và
sinh trưởng giảm, tuổi thọ tăng khi đi từ vĩ độ thấp đến vĩ độ cao. Nhiệt độ
càng thấp thì mùa sinh trưởng càng ngắn, vùng nhiệt độ càng thấp thì chúng

càng tiêu tốn nhiều năng lượng cho quá trình hô hấp hơn là năng lượng cho
sinh trưởng.
Một nghiên cứu khác của MacDonald và Thomson (1988) cho thấy
quần thể sống ở vùng nước sâu có kích cỡ nhỏ hơn vùng nước nông trong
cùng thời gian sinh trưởng.
Tốc độ sinh trưởng và tỷ lệ sống của sò huyết nuôi ở bãi triều (lớp bùn
35-45cm) cao hơn so với nuôi ở hình thức ao (lớp bùn 30-40cm) (Nguyễn
Khắc Lâm, 2003).
- 5 -

Thời gian phơi bãi kéo dài và mật độ thức ăn thấp là những yếu tố ảnh
hưởng xấu đên sinh trưởng của động vật thân mềm (Tomanek và Sanford,
2003 trích dẫn bởi Ngô Thị Thu Thảo, 2012).
2.1.4 Dinh dưỡng
Nhiều loại tảo được sử dụng trong sản xuất giống và ương ấu trùng
động vật hai mảnh vỏ như Chaetoceros gracilis, Tetraselmis suecica,
Thalassiosira pseudonana, Nannochloropsis sp. (Coutteau và Sorgeloos, 1992
dẫn bởi Lý Bích Thủy, 2013).
Theo Purchon (1977) cho rằng thức ăn giai đoạn ấu trùng của nhóm
Bivalvia là vi khuẩn, tảo khuê, mùn bã hữu cơ và nguyên sinh động vật có
kích thước nhỏ khoảng 10μm hoặc nhỏ hơn.
Ngô Thị Thu Thảo (2012) cho biết sò huyết bắt mồi thụ động bằng cách
tạo dòng nước qua mang. Thức ăn chủ yếu của sò là mùn bã hữu cơ chiếm
93% và tảo 7% (trong đó tảo khuê chiếm khoảng 92%) (Nguyễn Ngọc Lâm và
Đoàn Như Hải, 1998 trích dẫn bởi Trương Quốc Phú, 1999).
Nghiên cứu của Lê Trung Kỳ và ctv. (2005), xác định thức ăn thích hợp
cho giai đoạn sống nổi của sò huyết là Nanochloropsis sp. (mật độ cho ăn phù
hợp là 3.000 tb/ml). Còn đối với giai đoạn sống đáy hỗn hợp tảo đơn bào
Nanochloropsis oculata, Chaetoceros sp. và Isochrysis sp. (mật độ 10.000
tb/ml) là thức ăn thích hợp nhất của sò. Theo Nguyễn Trọng Lư (2004) sò 2

tuổi thức ăn phần lớn là tảo khuê sống đáy.
Ngô Thị Thu Thảo và Trương Trọng Nghĩa (2001), đã tiến hành thử
nghiệm ảnh hưởng của các nồng độ muối khác nhau đến tốc độ lọc thức ăn, sự
sinh trưởng, tỷ lệ sống và khả năng chịu đựng stress của sò huyết. Kết quả cho
thấy, tốc độ lọc thức ăn của sò huyết phụ thuộc vào nồng độ muối. Sò huyết
nuôi ở nồng độ muối 15‰ có tỷ lệ lọc tảo nhanh hơn so với 10‰ và 5‰.
Tăng trưởng và tỷ lệ sống của sò nuôi ở 15‰ cũng cao hơn và khác biệt có ý
nghĩa thống kê so với 2 nồng độ muối còn lại.
Theo Khalil (1996) được trích dẫn bởi Lý Bích Thủy (2013) cho rằng
tốc độ lọc của sò Tapes decussates tăng khi mật độ tảo cho ăn tăng. Dương
Thị Hoàng Oanh và ctv (2013), kết luận tốc độ lọc và tỷ lệ cho ăn của sò
Anadara granosa phụ thuộc vào điều kiện môi trường, hàm lượng thức ăn và
loại thức ăn. Tốc độ lọc của sò cao nhất khi sử dụng tảo Tetraselmis làm thức
ăn, đồng thời khi nhiệt độ tăng, mật độ tảo tăng thì tốc độ lọc của sò cũng tăng
lên.
2.1.5 Đặc điểm sinh sản
Tuyến sinh dục của Bivalvia thường phân tính, cũng có một số trường
hợp lưỡng tính. Khi thành thục sinh dục chúng đẻ trứng và tinh trùng vào môi
trường nước, sự thụ tinh xảy ra trong nước. Sự sinh sản có thể xảy ra một hoặc
nhiều lần, thời gian có thể ngắn hoặc dài (một ngày hoặc nhiều tuần) tùy theo
loài, độ chín của tuyến sinh dục và điều kiện môi trường (Quayle và Newkirk,
1989).
- 6 -

Sò huyết là loài phân tính, đẻ trứng, thụ tinh ngoài và khó phân biệt đực
cái bằng mắt thường. Khi thành thục con đực tuyến sinh dục có màu vàng
nhạt, con cái có màu đỏ hồng (Broom, 1985). Sau 1-2 năm tuổi, sò có thể
thành thục sinh dục và tham gia vào quá trình sinh sản đầu tiên.
Theo Hoàng Thị Bích Đào (2001), tỷ lệ đực cái phụ thuộc vào kích cỡ
sò. Sò <36 mm thì tỷ lệ con đực nhỏ hơn con cái, sò >36 mm tỷ lệ con cái nhỏ

hơn con đực. Đối với sò >45mm thì tỉ lệ con cái chiếm ưu thế. Kích thước sinh
sản lần đầu là 15-20mm. Sò có khả năng sinh sản quanh năm nhưng tập trung
vào tháng 3-4 và tháng 8-9. Sức sinh sản tuyệt đối của mội cá thể là 800x10
3

trứng/gam, sức sinh sản tương đối 35,9x10
3
trứng/gam (cả vỏ) hoặc 164x10
3

(phần mềm). Trứng được thụ tinh trong môi trường nước (Dẫn bởi Lê Trung
Kỳ, 2005).
2.2 Tình hình nuôi và nghiên cứu sò huyết
Bộ Nông nghiệp và Phát triển nông thôn Ban hành Quyết định Phê
duyệt Quy hoạch phát triển nghề nuôi đối tượng hai mảnh vỏ hàng hóa tập
trung đến năm 2020. Trong đó, diện tích nuôi sò năm 2015 là 12.160 ha, sản
lượng 63.320 tấn, kim ngạch xuất khẩu 73,95 triệu USD và đến năm 2020,
diện tích nuôi sò 15.100 ha, sản lượng 102.688 tấn, kim ngạch xuất khẩu
154,02 triệu USD.
Năm 1983, Broom nghiên cứu về sự phát triển tuyến sinh dục và sự
sinh sản của sò huyết, đã kết luận rằng tuyến sinh dục của sò huyết không phát
triển cho đến khi sò đạt chiều dài 17,5 mm và sự sinh sản đầu tiên xảy ra khi
sò đạt chiều dài 24-25mm.
Nghiên cứu công nghệ sản xuất giống sò huyết đã thu được 2,7 triệu sò
giống cỡ 4,47 mm (tương ứng tỷ lệ sống 1,88 %) với tổng lượng ấu trùng hình
chữ D là 115,2 triệu. Tỷ lệ sống và tốc độ tăng trưởng trung bình của ấu trùng
chữ D – hậu ấu trùng đỉnh vỏ là 77,17 % và 3,12 %/ngày ở độ mặn 25‰ với
thức ăn là tảo Nanochloropsis sp Giai đoạn từ hậu ấu trùng đỉnh vỏ - sò
giống (90 ngày tuổi kể từ khi xuỗng đáy) khi ương ở độ mặn 20 ‰ và thức ăn
hỗn hợp gồm tảo Nanochloropsis sp., Chaetoceros sp., Isochrysis sp. và

Platymonas sp. cho tỷ lệ sống và tăng trưởng trung bình là 1,88 % và 3,78
%/ngày (Theo La Xuân Thảo và ctv, 2003 dẫn bởi Huỳnh Hàn Châu, 2009).
Nghiên cứu nuôi thử nghiệm sò huyết theo hai hình thức nuôi ao đất và
bãi triều tại Đầm Nại (Ninh Thuận) cho thấy, hình thức nuôi ở bãi triều cho
hiệu quả cao hơn so với nuôi ao (Nguyễn Khắc Lâm, 2003). Trọng lượng sò
khi thu hoạch ở bãi triều 12,5 g/con, tỷ lệ sống 95% và năng suất đạt 3500
kg/ha. Đối với nuôi ao, trọng lượng sò 10 g/con, tỷ lệ sống 75 % và năng suất
1300 kg/ha.
Tạ Văn Phương và Trương Quốc Phú (2006) xác định khả năng thích
ứng của Sò Huyết trong ao nước tĩnh (kết hợp với tôm quảng canh) so với điều
kiện nước chảy (nuôi ở kênh) cho kết quả không có sự khác biệt về tăng
trưởng và chiều dài của sò sau 6 tháng nuôi. Tuy nhiên, mô hình nuôi kết hợp
sò – tôm góp phần làm tăng thu nhập hơn 22 triệu đồng/ha/năm và có khả
năng làm sạch môi trường, hấp thu vật chất hữu cơ lớn 198 kg/ha/năm.
- 7 -

Ngô Thị Thu Thảo và ctv (2011) đã thử nghiệm nuôi kết hợp các mật
độ ốc len khác nhau với sò huyết trong rừng ngập mặn huyện Ngọc Hiển, tỉnh
Cà Mau. Kết quả nghiên cứu cho thấy mô hình nuôi kết hợp sò huyết (10
con/m
2
) và ốc len (20 con/m
2
) trong rừng ngập mặn cho năng suất và hiệu quả
kinh tế cao hơn so với mô hình nuôi kết hợp ở các mật độ ốc len khác, lợi
nhuận đạt cao nhất (21,79 triệu đồng/ha/vụ).
2.3 Sử dụng chế phẩm sinh học (Probiotics) trong nuôi trồng thủy sản
Từ chế phẩm sinh học (probiotics) có nguồn gốc từ tiếng Hy Lạp bao
gồm hai từ “pro” có nghĩa là thân thiện và “biosis” có nghĩa là sự sống. Thay
cho việc tiêu diệt các bào tử vi khuẩn, chế phẩm sinh học được sản xuất với

mục đích kích thích sự gia tăng các loài vi khuẩn có lợi trong ao. Chế phẩm
sinh học lần đầu tiên được Fuller (1989) định nghĩa như sau: thành phần thức
ăn có cấu tạo từ những vi khuẩn sống và có tác động hữu ích lên vật chủ qua
việc làm cải thiện sự cân bằng vi khuẩn đường ruột của nó. Sự nuôi dưỡng các
vi sinh vật hoàn toàn tự nhiên và có tác động tích cực khi được đưa vào điều
kiện ao nuôi.
Trên thế giới đã có khá nhiều các nghiên cứu về việc sử dụng
Probiotics trong nuôi thủy sản. Như Maeda và Liao (1992) đã kết luận hiệu
quả của giống vi khuẩn tách từ bùn trong bể nuôi ấu trùng tôm sú P. monodon.
Tỉ lệ lột xác và sống sót của ấu trùng cao hơn trong các lô thí nghiệm so với
đối chứng. Tại khu vực Châu Á, đã có những báo cáo cho thấy người nuôi tôm
sú ở Philippines sử dụng vi khuẩn và men sản xuất như là các hợp chất hữu cơ
(Primavera và ctv, 1993). Các chủng vi khuẩn sống và các sản phẩm lên men
giàu các men ngoại bào đã được sử dụng trong nuôi trồng thủy sản (Boyd &
Massaut, 1999). Các lý do để sử dụng chế phẩm sinh học bao gồm sự ngăn
ngừa mùi vị lạ, giảm thành phần tảo lục, tảo lam, giảm nitrate, nitrite,
ammonia, và phosphate; tăng oxygen hoà tan và nâng cao khả năng phân huỷ
chất hữu cơ (Boyd, 1995).
Moriarty (1998) và Rengpipat và ctv. (1998) chỉ ra rằng chế phẩm sinh
học có thể có hiệu quả ngăn chặn các loài vi khuẩn phát sáng Vibrio. Cơ chế
can thiệp có thể là sự kết hợp của sự canh tranh giữa các vi khuẩn và các hợp
chất kháng sinh khác nhau do Bacillus spp tạo ra. Nghiên cứu của Graslund et
al., (2003) cho thấy 86% người nuôi tôm ở Thái Lan sử dụng vi sinh vật hữu
ích để cải thiện chất lượng nước và bùn đáy ao nuôi. Trong các trại nuôi tôm
thịt, Ziaei-Nejad et al. (2006) cũng kết luận rằng hệ số chuyển hóa thức ăn, tốc
độ tăng trưởng tuyệt đối và năng suất nuôi trong ao có sử dụng hỗn hợp chế
phẩm vi sinh gồm 5 loại Bacillus (B. subtillis, B. licheniformis, B. polymyxa,
B. laterosporus và B. circulans) cao hơn đối chứng.
Theo một số công trình nghiên cứu gần đây, trong nuôi trồng thủy sản
thì cơ chế hoạt động của Probiotics có thể chia theo các khía cạnh: (1) sản sinh

ra các hợp chất ức chế, (2) cạnh tranh về chất dinh dưỡng, năng lượng, chỗ cư
trú với những vi khuẩn có hại, (3) tăng cường các phản ứng miễn dịch, (4) cải
thiện chất lượng nước (Phạm Thị Tuyết Ngân, 2010).
- 8 -

Năm 2010, Lê Văn Nhiều đã nghiên cứu về hiệu quả của các loại chế
phẩm sinh học dùng trong nuôi tôm sú (Penaeus monodon) thâm canh. Qua thí
nghiệm cho thấy, những nghiệm thức có bổ sung chế phẩm sinh học thì hàm
lượng hữu cơ thấp hơn nghiệm thức không bổ sung chế phẩm sinh học và tỉ lệ
sống của tôm sú ở nghiệm thức có bổ sung chế phẩm sinh học cao hơn nghiệm
thức đối chứng, nghiệm thức bổ sung vi khuẩn Bacillus là cao nhất.
Nghiên cứu của Bùi Thị Thanh Tuyền (2010) về ảnh hưởng của chế
phẩm sinh học trong ương giống Ốc Hương (Balylonia areolata). Kết quả cho
thấy nghiệm thức có bổ sung chế phẩm sinh học thì tỉ lệ sống và tăng trưởng
trọng lượng cao hơn nghiệm thức đối chứng.
Ngoài ra các tác giả như Phạm Thị Tuyết Ngân và Nguyễn Hữu Hiệp
(2011), khoa Thủy sản, trường Đại học Cần Thơ, đã phân lập và chọn lọc được
9 chủng vi khuẩn Bacillus từ ao nuôi tôm sú thâm canh ở tỉnh Sóc Trăng.
Trong đó, một số chủng đã được thử nghiệm và đánh giá hiệu quả xử lý nước
đạt kết quả cao trong qui mô phòng thí nghiệm (Phạm Thị Tuyết Ngân và
Trương Quốc Phú, 2011).
Từ những nghiên cứu trên, việc sử dụng chế phẩm sinh học đã mang lại
hiệu quả trong việc ương giống cũng như nuôi trồng thủy sản. Trong những
năm gần đây Bộ Thủy sản đã cho phép lưu hành sử dụng nhiều chế phẩm vi
sinh, nhiều nơi đã làm quen với với việc sử dụng các chế phẩm vi sinh này và
có kết quả khá tốt. Tuy nhiên cần có một sự đánh giá toàn diện về hiệu quả
kinh tế và phương pháp sử dụng chế phẩm sinh học.
2.4 Ứng dụng của glucose trong nuôi trồng thủy sản
Glucose là loại đường đơn 6 cacbon thường được hòa tan rồi truyền vào
cơ thể. Glucose được hấp thu rất nhanh ở ruột, chuyển hóa thành carbon

dioxide và nước đồng thời giải phóng năng lượng vì vậy nó được sử dụng như
một nguồn năng lượng trong hầu hết các sinh vật, từ vi khuẩn đến con người
nhằm duy trì sự sống và góp phần đáng kể vào tăng trưởng.
Động vật hai mảnh vỏ là loài ăn lọc, cho nên chúng dễ dàng hấp thụ
glucose hòa tan. Uchida và ctv. (2010) đã nghiên cứu ảnh hưởng của việc bổ
sung đường vào hệ thống ương nghêu Philippine (Ruditapes philippinarum).
Với việc bổ sung 3 loại đường khác nhau là Glucose, Maltopentaose và
Pullalan vào hệ thống ương với hàm lượng 10 mg/L và 100 mg/L. Kết quả cho
thấy chỉ có glucose mới được hấp thụ và góp phần vào tăng trưởng của
Nghêu. Bước thứ 2 của thí nghiệm là Nghêu trưởng thành được ngâm trong
hai môi trường nước khác nhau, một môi trường có bổ sung glucose với hàm
lượng 100mg/L và môi trường còn lại không bổ sung glucose. Sau 24 giờ
ngâm cho thấy, nghêu được ngâm trong môi trường có bổ sung glucose có
hàm lượng axit hữu cơ tổng cộng tăng gấp 1,5 lần so với đối chứng (Dẫn bởi
Nguyễn Thị Ly Pha, 2010).
Racher et al., (1989) nhận định rằng glucose khi được hấp thụ vào cơ
thể của động vật thân mềm sẽ chuyển hóa thành pyruvate thông qua con
đường glycolysis, sau đó chuyển thành axit hữu cơ như citrate, succinate,
malate thông qua chu trình acid citric (dẫn bởi Nguyễn Kiều Diễm, 2011).
- 9 -

Năm 2011, Nguyễn Thị Ly Pha đã thử nghiệm nuôi nghêu Meretrix
lyrata giai đoạn giống với các hàm lượng glucose khác nhau: 0, 35, 70 mg/L.
Tỷ lệ sống và sinh trưởng của nghêu đạt cao nhất ở nghiệm thức bổ sung chế
phẩm sinh học và kết hợp với glucose 70 mg/L. Các nghiệm thức có bổ sung
glucose và chế phẩm sinh học cho kết quả tốt hơn. Việc sử dụng chế phẩm
sinh học và glucose đã góp phần tích cực trong cải thiện môi trường bể ương
cũng như hiệu quả trong ương nghêu giống.
Bên cạnh đó, Nguyễn Kiều Diễm (2011) cũng đã thử nghiệm nghiên
cứu trên hàu (Crassostrea iredalei) giai đoạn ấu trùng và giai đoạn giống. Kết

quả chứng minh rằng việc bổ sung glucose và chế phẩm sinh học với liều
lượng 50μg/L và 0,5 mg/L giúp ấu trùng hàu biến thái nhanh hơn, tỷ lệ sống
cao hơn. Ở giai đoạn giống, thì việc kết hợp DHA và glucose trong khẩu phần
thức ăn của hàu có chỉ số độ béo cao hơn và tăng trưởng nhanh hơn.
Lê Thị Thu Anh (2012) đánh giá tác dụng của glucose đến tỷ lệ sống
của nghêu và sò huyết giai đoạn giống trong quá trình vận chuyển và những
ngày đầu sau khi thả nuôi. Thí nghiệm 1 trên đối tượng nghêu đã kết luận, sau
4 ngày vận chuyển tỷ lệ sống cao nhất ở nghiệm thức nước biển 25‰ +
glucose 50 mg/L là 86,7% (nghêu kích thước lớn). Sau 21 ngày nuôi, tỷ lệ
sống của nghêu đều đạt cao nhất ở nghiệm thức nước biển 25‰ + glucose 75
mg/L. Ở thí nghiệm 2 thực hiện trên sò huyết đã cho kết quả, trong quá trình
vận chuyển, sò huyết giống đạt tỷ lệ sống cao nhất khi tưới nước biển 15‰ +
glucose 100 mg/L ở sò nhỏ (91,6%) và 50 mg/L ở sò lớn (36,1%). Sau 21
ngày nuôi sò nhỏ có tỷ lệ sống cao nhất ở nghiệm thức tưới nước biển 15‰
kết hợp glucose 75 mg/L (80,6%). Kết quả cho thấy tưới nước biển kết hợp
với glucose thì nghêu và sò huyết có tỷ lệ sống cao.
Mã Linh Tâm và Ngô Thị Thu Thảo (2013) đã đánh giá ảnh hưởng của
việc bổ sung trực tiếp chế phẩm sinh học và glucose vào trong môi trường
nuôi Artemia franciscana dòng Vĩnh Châu. Kết quả cho thấy, tỉ lệ sống của
Artemia đạt cao nhất (61%) ở nghiệm thức chỉ bổ sung glucose. Chiều dài
Artemia lớn nhất (7,47 mm) trong nghiệm thức bổ sung Bacillus subtillis kết
hợp với glucose. Tỉ lệ bắt cặp của Artemia cũng cao nhất (43%) ở nghiệm
thức này. Bổ sung Bacillus subtillis cùng với glucose đã làm tăng sức sinh sản
của Artemia (48 phôi).
Tác dụng của bổ sung glucose là có thể dễ dàng thay đổi hàm lượng
axit hữu cơ tổng cộng trong mô và tạo ra năng lượng góp phần vào tăng
trưởng của sinh vật. Vì vậy ứng dụng glucose vào nuôi trồng thủy sản nói
chung và nghề nuôi nhuyễn thể nói riêng là có hiệu quả.
Gần đây có một số nghiên cứu về β-glucan (beta-glucan) mà bản chất là
D-glucose trong thành phần cấu tạo đạt được một số thành tựu. β-glucan được

- 10 -

ứng dụng như là chất bổ sung sinh học nhờ vào khả năng kích thích hệ thống
kháng thể, tăng cường hoạt động của các đại thực bào và kích thích tăng tiết
nhiều chất hoạt hóa tế bào giúp tiêu diệt các mầm bệnh xâm nhập từ bên
ngoài, giảm hệ số chuyển đổi thức ăn, kích thích tiêu hóa, phòng các bệnh
đường ruột, nhiễm trùng do vi khuẩn, vi rút ở người và ngay cả ở động vật.
Một nghiên cứu đã đánh giá hiệu quả của việc sử dụng các chất chống
lại virus đốm trắng được thêm vào khẩu phần ăn của tôm he chân trắng
Litopenaeus vannamei. Kết quả cho thấy thời gian chết trung bình của nhóm
đối chứng có sự khác biệt ý nghĩa về mặt thống kê (P<0,05) khi so sánh thời
gian chết trung bình của nhóm tôm cho ăn β-glucan. β-glucan giúp cho tôm
kéo dài tuổi thọ lâu hơn 50% so với nhóm đối chứng. Nghiên cứu này chỉ ra
tiềm năng sử dụng β-glucan để kiểm soát bệnh đốm trắng.
Huỳnh Trường Giang và ctv. (2011) kết luận rằng, β-glucan (hợp chất
có chứa glucose được chiết xuất từ rong biển) có tác dụng tăng cường sức đề
kháng của tôm đối với vi khuẩn gây bệnh thuộc nhóm Vibrio và ngay cả với
virus đốm trắng trên một số loài tôm biển. Điều này đã góp phần đáng kể vào
khả năng chống lại bệnh, tăng trưởng và nâng cao tỷ lệ sống của tôm mà
phương pháp hiệu quả nhất là cho đối tượng thủy sản ngâm trong môi trường
có β-glucan hòa tan.

- 11 -

PHẦN 3
VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
3.1 Thời gian và địa điểm
3.1.1 Thời gian
Từ tháng 10 năm 2012 đến tháng 01 năm 2013.
3.1.2 Địa điểm

Khoa Thủy Sản- Trường Đại học Cần Thơ.
3.2 Đối tượng nghiên cứu
Sò Huyết (Anadara granosa Linnaeus, 1758) có chiều dài 12,22

0,34
mm và khối lượng 0,49

0,01 gam.
3.3 Vật liệu nghiên cứu
3.3.1 Dụng cụ và trang thiết bị thí nghiệm
 Bể xử lý nước: Sử dụng bể composite có thể tích 1m
3
/bể (2 bể).
 Bể nuôi Sò Huyết: Sử dụng bể composite có thể tích 200L/bể (12 bể).
 Bể nuôi tảo: Sử dụng bể composite có thể tích 1m
3
/bể (4 bể).
 Hệ thống sục khí: Ống dẫn khí, van điều chỉnh, đá bọt, máy thổi khí.
 Dụng cụ kiểm tra môi trường: Khúc xạ kế, nhiệt kế, bộ test SERA
(Đức) để kiểm tra các chỉ tiêu môi trường như: pH, N-NO
2
, NH
4
/NH
3
.
 Các dụng cụ khác: Cân điện tử, thước kẹp, máy bơm nước, kính hiển
vi, buồng đếm tảo Neubauer improved, thau, rổ nhựa, vợt,…
3.3.2 Hóa chất
 Hóa chất xử lý nước dùng trong thí nghiệm: Chlorine, Formol, KMnO

4
,
Na
2
S
2
O
3
…
 Hóa chất lắng tảo: NaOH, H
2
SO
4
.
 Glucose nguyên chất, men vi sinh INTER- PRO 1.
Thành phần của men vi sinh INTER – PRO 1 gồm có: Bacillus subtilis:
2,0 x 10
6
CFU; Bacillus licheniformis: 1,0 x 10
6
CFU; Bacillus megaterium :
1,0 x 10
6
CFU; Bacillus polymyxa: 1,0 x 10
6
CFU; Nitrosomonas: 1,0 x 10
6

CFU; Nitrobacter:1,0 x 10
6

CFU; Lactobacillus: 2,0 x 10
6
CFU; Amylase:
55.000 UI; Protease: 5.000 UI; Cellulase: 45.000 UI; Lipase: 50.000 UI; Chất
đệm vừa đủ: 1,000 g.
3.3.3 Nguồn nước thí nghiệm
Nước ngọt được lấy từ nguồn nước máy thành phố và nước mặn được
lấy từ ruộng muối Vĩnh Châu, có độ mặn từ 80-100‰. Nước dùng để nuôi Sò
Huyết có độ mặn 20‰ được xử lý bằng chlorine và trung hòa bằng
NatriThiosulphate (Na
2
S
2
O
3
)
.

- 12 -

3.3.4 Nuôi tảo Chlorella trong hệ thống nước xanh – cá rô phi
Cá rô phi vằn (Oreochromis niloticus) được mua ở trại giống Cần Thơ
với kích cỡ 30 – 40 con/kg, mật độ thả nuôi 40 con/ bể 1m
3
. Cá được tắm
formol 10% trong 30 phút, sau đó thuần hóa ở độ mặn 20‰ và thả vào bể nuôi
để gây tảo, mỗi ngày cho cá ăn bằng thức ăn viên có hàm lượng đạm 30%, cho
ăn 2 lần/ngày với liều lượng 3% trọng lượng thân (Trần Công Bình và ctv.,
2004). Sau 5 -7 ngày, tảo Chlorella bắt đầu xuất hiện và phát triển trong bể
nuôi cá. Sau đó thu hoạch tảo bằng phương pháp lắng hoặc ly tâm và đếm mật

độ tảo.
Mật độ tảo được tính bằng công thức:
N (tb/ml) =
64
n
x 10
4

Trong đó: n là tổng số tế bào đếm được trong 64 ô nhỏ của buồng
đếm Improved Neubauer
3.4 Phương pháp nghiên cứu
3.4.1 Bố trí thí nghiệm
Thí nghiệm được tiến hành với 4 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức lặp lại
3 lần.
 Nghiệm thức 1: 0 μg glucose/L (đối chứng)
 Nghiệm thức 2: 50 μg glucose/L
 Nghiệm thức 3: 75 μg glucose/L
 Nghiệm thức 4: 100 μg glucose/L
Bể composite nuôi Sò Huyết có thể tích 200L/bể, sò giống có chiều dài
12,22

0,34 mm và khối lượng 0,49

0,01 gam, mật độ nuôi 20 con/rổ/bể, độ
mặn 20‰ với mức nước được duy trì trong bể là 85 lít. Hệ thống sục khí liên
tục, nước trong bể nuôi được tạo dòng chảy liên tục.
Glucose được cho vào hệ thống bể ương nuôi sò mỗi ngày 1 lần ở một
thời gian trong ngày nhất định. Tất cả các nghiệm thức đều sử dụng men vi
sinh INTER–PRO 1 và thức ăn là tảo Chlorella sp. với liều lượng như nhau.
Tảo Chlorella sp. được lắng ở mật độ 5×10

4
– 10×10
4
tb /ml/ngày cho sò ăn
mỗi ngày 2 lần vào lúc 7h

và 17h.
Thí nghiệm được tiến hành trong 75 ngày.
3.4.2 Các yếu tố môi trường và mật độ vi khuẩn
 Các yếu tố môi trường được thu thập, thời gian và phương pháp xác
định được trình bày trong Bảng 1.



- 13 -

Bảng 3.1. Phương pháp và chu kỳ theo dõi các yếu tố môi trường
Chỉ tiêu Thời gian theo dõi Phương pháp
Nhiệt độ
Độ mặn (‰)
pH
NH
4
+
/NH
3
(mg/L)
NO
2
-

(mg/L)
2 lần/ngày (7h và 13h)
3 ngày/lần
7 ngày/lần
7 ngày/lần
7 ngày/lần
Nhiệt kế thủy ngân
Khúc xạ kế
Test SERA (Đức)
Test SERA (Đức)
Test SERA (Đức)
 Xác định mật độ vi khuẩn tổng cộng, nhóm Vibrio và vi khuẩn Bacillus
sp. trong bể nuôi.
 Men vi sinh INTER–PRO 1 được cho vào hệ thống bể nuôi 1 tuần/ lần
với liều lượng 0,5 mg/L. Sau khi bổ sung men vi sinh, tiến hành thu mẫu nước
vào ngày 1, ngày 3, ngày 5, ngày 7 và thu mẫu trong 2 tuần liên tiếp tương
ứng với 1 chu kỳ thay nước (2 tuần/ lần).
 Thu mẫu nước ở đáy bể, cách mặt nước khoảng 30-40 cm. Mẫu nước
được thu bằng cốc thủy tinh, mỗi nghiệm thức thu 3 lần/3 bể, mỗi bể lấy
khoảng 50 ml nước cho vào Erlen. Sau đó lắc đều và đong 50 ml nước từ
Erlen vào chai nhựa rồi đem đi trữ lạnh và tiến hành phân tích vi sinh trong
vòng 2 giờ.
 Phương pháp xác định mật độ vi khuẩn
Chuẩn bị môi trường NA, môi trường TCBS, môi trường chuyên biệt
cho Bacillus sp. và các ống nghiệm chứa 9 ml nước muối sinh lý đã tiệt trùng
ở 121
o
C trong 20 phút để pha loãng mẫu.
Tại phòng thí nghiệm, mẫu nước được để ở nhiệt độ phòng. Chuyển
1ml mẫu nước từ chai nhựa sang ống nghiệm chứa 9 ml nước muối sinh lý đã

được tiệt trùng, trộn đều bằng máy Vortex, ta được mẫu có độ pha loãng 10
-1
.
Từ mẫu này tiếp tục chuyển 1 ml dung dịch sang ống nghiệm khác chứa 9 ml
nước muối sinh lý, ta được mẫu có độ pha loãng 10
-2
. Tiếp tục pha loãng cho
đến khi đạt được độ pha loãng thích hợp.
Sau khi pha loãng, mỗi mẫu nước chọn 3 độ pha loãng khác nhau,
mỗi độ pha loãng lặp lại 2 lần. Sử dụng micropipette hút 100 μL dung dịch từ
ống nghiệm cho vào các đĩa môi trường NA, TCBS, môi trường chuyên biệt
của Bacillus sp. rồi dùng que tán đều đến khi mẫu khô. Đem ủ ở 28
o
C trong 24
giờ. Sau khi ủ, kiểm tra môi trường nuôi cấy để xác định số khuẩn lạc. Số
khuẩn lạc tổng cộng được đếm trên đĩa petri có số khuẩn lạc > 20 và < 200.
Xác định số lượng khuẩn lạc trong mỗi đĩa môi trường và tính giá trị trung
bình. Mật độ vi khuẩn được tính theo công thức:
CFU/ ml = Số khuẩn lạc × độ pha loãng × 10

- 14 -




1ml 1 ml 1 ml 1 ml

10
-1
10
-2
10
-3
10
-4

Hình 3.1. Các bước pha loãng mẫu nước
3.4.3 Tỷ lệ sống và tăng trưởng của Sò Huyết
Định kỳ 15 ngày tiến hành thu mẫu đo chiều dài và khối lượng của sò
trong bể nuôi để tính tốc độ tăng trưởng:

 Tốc độ tăng trưởng chiều dài tương đối:
SGR
L
(%/ngày) =
2 1
( ) ( )
100
Ln L Ln L
t



Trong đó: L
1
là chiều dài đầu (mm)
L

2
là chiều dài cuối (mm)
t là thời gian nuôi (ngày).
 Tốc độ tăng trưởng khối lượng tương đối:
SGR
W
(%/ ngày) =
2 1
(W ) (W )
100
Ln Ln
t



Trong đó: W
1
là khối lượng đầu (mg)
W
2
là khối lượng cuối (mg)
t là thời gian nuôi (ngày).
 Tỷ lệ sống của sò huyết:
TLS (%) =
2
1
100
N
N


Trong đó: N
1
là số cá thể bố trí ban đầu
N
2
là số cá thể cuối.


Mẫu
nước
9ml 9ml 9ml 9ml
- 15 -

3.5 Phương pháp xử lý số liệu
Sử dụng phần mềm Excel để tính giá trị trung bình, độ lệch chuẩn và vẽ
đồ thị và phần mềm SPSS 16.0 dùng để so sánh thống kê các giá trị trung bình
giữa các nghiệm thức bằng phương pháp one-way-ANOVA và phép thử
Duncan ở độ tin cậy P<0,05.
- 16 -

PHẦN 4
KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

4.1 Các yếu tố môi trường
Trong 75 ngày thí nghiệm, nhiệt độ có xu hướng giảm dần do chuyển
mùa. Nhiệt độ buổi sáng và chiều biến động không quá 3
o
C. Nhiệt độ buổi
sáng dao động từ 26,5 - 29,5

o
C và buổi chiều 29 - 31
o
C. Nhiệt độ trung bình là
28,9
o
C nằm trong khoảng thích hợp cho sự sinh trưởng của sò huyết. Đối
tượng thủy sản sinh trưởng tốt ở nhiệt độ 25-30
o
C (Boyd, 1998). Theo
Boonruang và Janekarn (1983), nhiệt độ thích hợp cho sò huyết Anadara
granosa tăng trưởng tốt nhất ở Phuket và Thái Lan là 25-31,4
o
C và 25-32,8
o
C.
Nghiên cứu của Squires et al. (1975) cho thấy nhiệt độ trong bùn nơi sò
Anadara tuberculosa ở Colombia sống dao động từ 26-37,5
o
C (dẫn bởi Dương
Thị Hoàng Oanh và ctv, 2013).

24
25
26
27
28
29
30
31

32
1 7 15 22 30 37 45 53 60 67 75
Ngày
Nhiệt độ (oC)
Sáng
Chiều

Hình 4.1. Biến động nhiệt độ (
o
C) trong quá trình thí nghiệm
Bảng 4.1. Các yếu tố môi trường theo dõi
Các chỉ tiêu Đối chứng 50 μg glucose/L

75 μg glucose/L

100 μg glucose/L

pH 8,19

0,49
a
8,14

0,42
a
8,04

0,36
a
8,24


0,45
a
NO
2
-
(mg/L) 1,90

1,00
a
1,68

0,87
a
1,55

0,86
a
1,37

0,67
a
NH
4
+
/NH
3
(mg/L) 0,78

0,32

a
0,72

0,26
a
0,68

0,21
a
0,70

0,22
a
Những giá trị trong cùng một hàng có ký tự giống nhau thì khác biệt không ý nghĩa thống kê
(P>0,05).
Nhìn chung, các yếu tố môi trường pH, NO
2
-
, NH
4
+
/NH
3
không có sự
biến động lớn giữa các nghiệm thức. Giá trị pH trung bình là 8,14 nằm trong
khoảng giá trị pH cho phép của thủy sinh vật 6,5-9 (Boyd, 1998). Glucose
được cho vào bể nuôi có thể góp phần làm hạn chế tăng pH trong quá trình thí
nghiệm. Nguyễn Đình Trung (1998) cho biết động vật thân mềm có vỏ không
phân bố ở vùng nước có pH<7. Giá trị NH
4

+
/NH
3
dao động trong khoảng 0,68-
0,78 mg/L. Cũng dựa vào nghiên cứu của Boyd (1998), hàm lượng NH
4
+
/NH
3

thích hợp cho động vật thủy sinh là 0,2-2 mg/L và NO
2
-
không vượt quá 0,3
- 17 -

mg/L. Nhưng trong thí nghiệm, hàm lượng NO
2
-
cao, dao động trong khoảng
1,37-1,90 mg/L và giá trị NO
2
-
ít biến động giữa các nghiệm thức nhưng có sự
biến động lớn, thấp ở tuần đầu (ngày 7, 21, 37, 53, 67) và cao vào tuần cuối
(ngày 15, 30, 45, 60, 75) của chu kỳ thay nước (Hình 4). Các giá trị NO
2
-
và
NH

4
+
/NH
3
ở nghiệm thức đối chứng cao hơn các nghiệm thức có bổ sung
glucose (Bảng 2).
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
7 15 22 30 37 45 53 60 67 75
Ngày
NO2 (mg/L)
NT1 NT2
NT3 NT4

Hình 4.2. Biến động hàm lượng NO
2
-
(mg/L) trong quá trình thí nghiệm
Biến động mật độ vi khuẩn trong nước
Mật độ vi khuẩn tổng trong nước (CFU/mL)
Chế phẩm sinh học được bổ sung định kỳ 1 tuần/lần nên mật độ vi
khuẩn tương đối ổn định. Ở các nghiệm thức mật độ vi khuẩn tổng dao động
trong khoảng 2,52×10
4

– 4,57×10
4
CFU/mL. Theo Anderson (1993) khi nước
sạch thì mật độ vi khuẩn nhỏ hơn 10
3
CFU/mL và môi trường trở nên xấu đi
khi mật độ vi khuẩn tổng vượt quá 10
7
CFU/mL sẽ có hại cho vật nuôi (trích
dẫn bởi Ngô Thị Thu Thảo và Phạm Thị Tuyết Ngân, 2011).
0
2
4
6
8
10
12
1 3 5 7
Ngày
x10^4 (CFU/mL)
NT1 NT2 NT3 NT4

Hình 4.3. Biến động mật độ vi khuẩn tổng trong nước (CFU/mL)