Bước đầu nghiên cứu sử dụng tế bào gốc trung mô tạo các mảnh ghép mô công nghệ ứng dụng trong y học tái tạo

Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

Nghiên cứu Y học

BƯỚC ĐẦU NGHIÊN CỨU SỬ DỤNG TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ TẠO
CÁC MẢNH GHÉP MÔ CÔNG NGHỆ ỨNG DỤNG TRONG Y HỌC TÁI TẠO
Huỳnh Duy Thảo*, Trần Lê Bảo Hà**, Võ Quốc Vũ*, Trần Công Toại*

TÓMTẮT
Đặt vấn đề: Nghiên cứu ứng dụng tế bào gốc hiện nay đang rất phát triển và đạt được nhiều kết quả khả
quan, từ các nghiên cứu khoa học cơ bản cho đến các ứng dụng lâm sàng trong y học. Nhiều loại tế bào gốc trong
cơ thể đã được nghiên cứu và triển khai ứng dụng. Tuy nhiên, tế bào gốc trung mô thu nhận từ mô trưởng thành
trong cơ thể cho thấy có những ưu điểm nổi bật. Sự kết hợp của tế bào gốc và vật liệu sinh học để tạo ra mô công
nghệ nhằm thay thế và tái tạo mô trong cơ thể là xu hướng phát triển rất nhanh và mạnh trong thời gian gần đây.
Mục tiêu nghiên cứu: Tạo ra các mảnh ghép từ sự kết hợp của tế bào gốc trung mô với các loại vật liệu như
san hô, Gelatin-Alginate và fibrin để tạo ra các mảnh ghép trong điều kiện in vitro.
Phương pháp nghiên cứu: Thí nghiệm thực nghiệm mô tả. Mô mỡ người được thu nhận và sử dụng để
phân lập tế bào gốc trung mô. Sau đó, tế bào gốc trung mô được sử dụng để tạo mảnh ghép bằng cách kết hợp với
các loại vật liệu sinh học.
Kết quả: Tế bào gốc trung mô thỏa mãn theo tiêu chí của ISCT. Các mảnh ghép được tạo ra từ tế bào gốc
trung mô với khung san hô, khung Gelatin-Alginate và Fibrin.
Kết luận: Nhóm nghiên cứu bước đầu đã tạo ra được các mảnh ghép dựa trên công nghê mô, nghiên cứu
này chỉ là bước khởi đầu để triển khai những nghiên cứu tiếp theo.
Từ khóa: Tế bào gốc trung mô, san hô biển, gelatin-alginate, fibrin, mảnh ghép.

ABSTRACT
PRELIMINARY STUDIES USING MESENCHYMAL STEM CELLS
TO CREATE TISSUE ENGINEERED GRAFTS FOR APPLICATIONS
IN REGENERATIVE MEDICINE
Huynh Duy Thao, Tran Le Bao Ha, Vo Quoc Vu, Tran Cong Toai
* Y Hoc TP. Ho Chi Minh * Supplement of Vol. 20 - No 5 - 2016: 5 - 13

Background: Research and application of stem cells is now very developed and achieved many positive
results, from basic research to clinical applications. Many types of stem cells in the body have been studied and
applied in clinical practice. However, the mesenchymal stem cells derived from adult tissues in the body show that
there are outstanding advantages. The combination of stem cells and biomaterials to create new kinds of tissue
engineering to replace and regenerate tissues in the human body has developed very quickly and effectively in
recent times.
Objectives: Generate different types of tissue grafts from a combination of mesenchymal stem cells with
biomaterials like sea coral, Gelatin-Alginate and fibrin in vitro.
Methods: The experiment was performed as described experiments. Human adipose tissue is collected and
used to isolate mesenchymal stem cells. Then, mesenchymal stem cells are used to create tissue graft by combining
with types of biomaterials.
*

Bộ môn Mô – Phôi – Di truyền, ĐH Y Khoa Phạm Ngọc Thạch
Bộ môn Sinh lý Động vật, ĐH Khoa học Tự nhiên TP.HCM

**

Tác giả liên lạc: TS Huỳnh Duy Thảo

ĐT: 01693891481

Email:

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016

5


Nghiên cứu Y học

Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

Results: Mesenchymal stem cells are identified by the standards of ISCT. The tissue graft made from
mesenchymal stem cells with other types of substrates such as coral, Gelatin-Alginate and fibrin.
Conclusion: Our research team has succeeded initially to create tissue graft based on tissue engineering
technology, this research is only the first step to implement the follow-up study.
Keywords: Mesenchymal stem cell, sea coral, gelatin-alginate, fibrin, graft tissue.

ĐẶT VẤN ĐỀ

ĐỐITƯỢNG-PHƯƠNGPHÁPNGHIÊNCỨU

Nghiên cứu ứng dụng tế bào gốc hiện nay
đang rất phát triển và đi vào nhiều lĩnh vực
nghiên cứu, từ các nghiên cứu khoa học cơ bản
cho đến các ứng dụng lâm sàng trong y học.
Nhiều loại tế bào gốc trong cơ thể đã được
nghiên cứu và triển khai ứng dụng. Tuy nhiên,
tế bào gốc trung mô (Mesenchymal Stem Cells –
MSC) thu nhận từ mô trưởng thành như tủy
xương, mô liên kết, tuyến tiêu hóa … hoặc các
phần phụ của thai như máu cuống rốn, cuống
rốn(15) là các tế bào gốc đa tiềm năng, có những
ưu điểm nổi bật và hiệu quả trong lĩnh vực công
nghệ mô(15,8).

Đối tượng nghiên cứu

Do đó, MSC cần phải có một quy trình thu

nhận phù hợp để nhân khốiin vitro trước khi sử
dụng với số lượng lớn tế bào(7) .
Mô ghép nói riêng và vật liệu cấy ghép nói
chung ngày nay được sử dụng khá phổ biến
trong y học. Đối với những bệnh lý dẫn đến tổn
thương mô, khuyết mô thì việc điều trị có thể sử
dụng mô ghép tự thân, mô ghép đồng loại, mô
ghép dị loại, các loại vật liệu ghép sinh học … để
thay thế. Bên cạnh đó, để cải thiện hiệu quả cho
các vật liệu ghép các nhà nghiên cứu tìm cách
đưa các yếu tố sinh học vào mô ghép như tế bào
và các yếu tố hoạt tính sinh học(5,11,9)… Trong đó,
vai trò của tế bào gốc trung mô hiện tại rất được
quan tâm và triển khai nghiên cứu để tạo ra các
mô ghép công nghệ.
Do đó nhóm nghiên cứu của chúng tôi bước
đầu thử nghiệm tạo ra các loại mảnh ghép khác
nhau từ sự kết hợp của tế bào gốc trung mô và
các loại khung nâng đỡ sinh học khác nhau để
đánh giá tiềm năng của các loại mảnh ghép này
trong y học tái tạo.

6

Mô mỡ người được thu nhận từ việc chọc
hút mỡ trong các quy trình phẫu thuật thẩm mỹ.
Mẫu mô được thu nhận từ các người hiến khỏe
mạnh, đồng ý hiến mô để tiến hành nghiên cứu
và có các xét nghiệm âm tính với HIV, HBV,
HCV và VDRL.

San hô tự nhiên (Porites lutea) được thu nhận
từ viện Hải Dương Học Nha Trang.
Máu ngoại vi dùng để tạo giá thể fibrin từ
huyết thanh người.
Gelatin và Alginate được thu nhận từ nguồn
gốc sinh học để tạo giá thể Gelatin-Alginate (GA).

Phương pháp nghiên cứu
Thí nghiệm được thiết kế là phương pháp
thực nghiệm mô tả.

Thu nhận mô mỡ
Mẫu mô được thu nhận trong điều kiện vô
trùng của phòng mổ. Sau đó, mẫu được vận
chuyển nhanh chóng về phòng thí nghiệm.
Phân lập và nuôi cấy tế bào gốc từ mô mỡ
Mô mỡ được cho vào các tube 50ml khoảng
20-30ml dịch mô mỡ cho mỗi tube. Sau đó bổ
sung hỗn hợp enzyme Dispase-Collagenase vào
các tube với tỉ lệ (1 mẫu: 2 enzyme, v/v), mẫu mô
được ủ trong enzyme ở nhiệt độ 370C, trong thời
gian 90 phút. Sau đó, ly tâm thu nhận phần cặn
lắng ở đáy chai. Bổ sung môi trường nuôi cơ bản
vào tube và huyền phù phần cặn lắng ở đáy chai.
Lọc phần dịch tế bào qua phễu lọc tế bào (cell
strainer, BD FalconTM) với đường kính 70 μM.
Sau đó thu phần cặn lắng ở đáy chai và bổ
sung dung dịch ly giải hồng cầu để loại bỏ hồng
cầu còn lẫn tạp. Sau đó, quay li tâm thu phần cặn

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016


Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016
lắng, bổ sung môi trường nuôi và đếm mật độ tế
bào với dung dịch Trypan blue bằng buồng đếm
Neubauer. Tế bào được nuôi trong chai nuôi T25 cm2 (Corning) và ủ trong tủ nuôi ở nhiệt độ
370C và 5% CO2. Môi trường được thay mới 3
ngày/ 1lần. Mẫu sẽ được cấy chuyền trong
khoảng thời gian từ 7 – 14 ngày từ lúc bắt đầu
nuôi cấy(12,8).

Định danh tế bào gốc trung mô từ mô mỡ
Để định danh các tế bào gốc trung mô
(Mesenchymal Stem Cell – MSC) thu nhận từ mô
mỡ, chúng tôi đánh giá theo tiêu chí của Hội liệu
pháp Tế bào Quốc tế (International Society for
Cellular Therapy – ISCT)(11). Chúng tôi sử dụng
quy trình nghiên cứu đã được thiết lập để phân
lập và định danh MSC(13).

Tạo mảnh ghép từ sự kết hợp của MSC với
các loại vật liệu sinh học
Tạo mô ghép hướng đến tái tạo mô cứng từ san
hô và MSC
MSC sau khi được nhân khối để làm giàu số
lượng sẽ được thu nhận bằng dung dịch
Trypsin-EDTA (Gibco). Dịch tế bào sau khi tách
sẽ được chuyển lên các giá thể san hô bằng
phương pháp quay ly tâm 1000 vòng/phút trong

1 phút (lặp lại 5 lần). Trong nghiên cứu này,
chúng tôi định hướng phát triển mô ghép thành
mô tạo xương. Do đó, mảnh ghép sẽ được nuôi
cấy trong môi trường cảm ứng tạo xương gồm
DMEM/F12, 10% FBS, 10-7M Dexamethasone,
10mM/ml -Glycerol phosphate, 50ng/ml
Ascorbic acid, 10ng/ml FGF9, 10-7M vitamin D2
và kháng sinh(1,18,19).
Mảnh ghép sẽ được theo dõi dưới kính
hiển vi đảo ngược và vào ngày thứ 21 sẽ được
thu nhận và đánh giá bằng các phương pháp
nhuộm mô học và quan sát dưới kính hiển vi
điện tử quét.
Ngoài ra, mảnh ghép sẽ được xử lý trong
dung dịch cố định (Neutral Buffer Formalin

Nghiên cứu Y học

10%) để nhuộm Giemsa và H&E nhằm đánh giá
cấu trúc và sự phát triển của tế bào bên trong
mảnh ghép.
Để xác định các nguyên bào xương (thông
qua sự hoạt động của enzyme alkaline
phosphatase - AP) biệt hóa trên khung san hô từ
các MSC, tiến hành nhuộm mảnh ghép với thuốc
nhuộm Fast Red violet LB salt (sigma) để đánh
giá sự biểu hiện của enzyme này. Đây là một
trong những marker được sử dụng phổ biến để
định danh cho các nguyên bào xương.

Tạo mô ghép hướng đến tái tạo mô mềm từ giá
thể G-4A, Fibrin và MSC
MSC được thu nhận và chuyển trực tiếp lên
2 loại giá thể là G-A và Fibrin để tạo ra mảnh
ghép mô mềm. Giá thể G-A và fibrin được tạo ra
theo quy trình nghiên cứu của chúng tôi đã được
thiết lập(13,17,7). Trong nghiên cứu này chúng tôi
định hướng phát triển mô ghép thành mô tạo
mô mở để có thể tái tạo lại các khuyết hỗng mô
mềm trên lâm sàng hoặc trong phẫu thuật thẩm
mỹ, do đó tế bào phát triển trên 2 loại giá thể này
sẽ được nuôi trong môi trường cảm ứng tạo tế
bào mỡ gồm DMEM/F12, FBS (10%),
Gentamycine (50μg/ml), HEPES (15 mm),
NaHCO3 (14nM), Biotin (33μm), D-Panto (17
μm), Human insulin (66nM), Triiodo-Lthyronine (1nM), Humantransferrin (10μg/ml),
Isobutyl-methylxanthin
(0,5
mM),
Hydrocortisone (100 nM) và Dexamethasone (0,1
nM)(10,12,14).
Mảnh ghép được theo dõi dưới kính hiển
vi đảo ngược và vào ngày thứ 21 sẽ được thu
nhận và đánh giá bằng các phương pháp
nhuộm mô học (H&E) và quan sát dưới kính
hiển vi điện tử quét.
Ngoài ra, tế bào cũng được nhuộm Oil Red O
để đánh giá khả năng biệt hóa của MSC thành tế
bào mỡ trên hai loại khung này.

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016

7


Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

Nghiên cứu Y học
KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN

Phân lập và định danh MSC từ mô mỡ
A

Mẫu chứng

10X

10X

B

Alkaline phosphatase
staining

10X

C

Oil red O staining

D

10X

Alcian blue staining

Hình 1.Tiềm năng biệt hóa của MSC.

(A) Tế bào bám dính, tăng trưởng trong chai cấy tạo thành lớp đơn tế bào (mẫu chứng).
(B) MSC cảm ứng biệt hóa thành nguyên bào xương (được nhuộm với marker alkaline phosphatase).
(C) MSC cảm ứng biệt hóa thành tế bào mỡ (được nhuộm Oil Red O).
(D). MSC cảm ứng biệt hóa thành nguyên bào sụn (được nhuộm với alcian blue). Kết quả cho thấy các tế bào gốc phân lập từ
mô mỡ thỏa mãn tiêu chí biệt hóa theo ISCT.

Hình 2. Kết quả phân tích marker dùng để định danh MSC.
hình thái của nguyên bào sợi. Những tế bào này
Các tế bào sau khi phân lập từ mô mỡ bắt
bám dính trên đáy chai nuôi. Sau một tuần nuôi
đầu xuất hiện và bám dính sau hai ngày nuôi cấy
cấy, các tế bào này tăng trưởng và phát triển
trong môi trường nuôi cơ bản. Các tế bào bám
mạnh, tạo thành các cụm trên chai nuôi. Sau 14
dính riêng lẻ, có hình dạng thon, dài giống với

8

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016


Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

ngày nuôi cấy, các tế bào này đạt đến mật độ
phù hợp để cấy chuyền (chiếm khoảng 75-80%
diện tích bề mặt chai nuôi).
Theo tiêu chí của ISCT, các MSC có tiềm
năng biệt hóa được thành nguyên bào xương,
nguyên bào sụn và tế bào mỡ in vitro. Kết quả
biệt hóa MSC thành các tế bào trên được mô tả
trong hình 1.
Ngoài ra, MSC cũng phải biểu hiện được các
marker đặc hiệu là CD73, CD90 và CD105 cũng
như không biểu hiện một số marker âm tính. Kết
quả được đánh giá bằng Flow Cytometry. Kết
quả cho trong hình 2.
Kết quả cho thấy một quần thể tế bào có kiểu
hình: CD45NegCD73+CD90+CD105+thỏa mãn tiêu
chuẩn của ISCT.
Như vậy, với kết quả khảo sát khả năng bám
dính, tiềm năng biệt hóa và sự biểu hiện các
marker bề mặt cho thấy quần thể tế bào nuôi cấy
chính là các tế bào gốc trung mô. Đây là nguồn tế
bào gốc rất quan trọng và đầy tiềm năng cho các
ứng dụng cơ bản cũng như trên lâm sàng.

Tạo mảnh ghép từ sự kết hợp của MSC với
các loại vật liệu sinh học
Tạo mô ghép hướng đến tái tạo mô cứng từ san
hô và MSC
Mẫu san hô có mang các MSC sau khi biệt
hóa thành nguyên bào xương được xử lý và
nhuộm Giemsa, H&E cũng như quan sát dưới

kính hiển vi điện tử quét để đánh giá kết quả.
Bên cạnh đó, chúng tôi tiến hành nhuộm
khối san hô với thuốc nhuộm Fast Red violet LB
salt để đánh giá khả năng MSC biệt hóa thành
nguyên bào xương trên khung san hô, nếu các
MSC biệt hóa được thành các nguyên bào xương
thì các tế bào này sẽ phản ứng lại với thuốc

Nghiên cứu Y học

nhuộm và trong bào tương xuất hiện màu hồng,
do sự hoạt động của enzyme alkaline
phosphatase. Đây là một trong những enzyme
được sử dụng phổ biến để định danh cho các
nguyên bào xương.
Kết quả được mô tả trong hình 3.

Tạo mô ghép hướng đến tái tạo mô mềm từ
giá thể G-A, Fibrin và MSC
Tạo mô ghép từ MSC và giá thể fibrin
Các MSC sau khi biệt hóa thành tế bào mỡ
trên giá thể fibrin được xử lý và nhuộm H&E
cũng như quan sát dưới kính hiển vi điện tử
quét để đánh giá kết quả. Tế bào mở được xác
định bằng cách nhuộm với thuốc nhuộm Oil Red
O. Kết quả được mô tả trong hình 4:
Ngoài ra mảnh ghép mô mềm cũng được
đánh giá cấu trúc mô học để xem sự phát triển
và phân bố của tế bào bên trong mảnh ghép
cũng như khảo sát đặc tính bề mặt. Kết quả mô

tả trong hình 5.
Các MSC sau khi biệt hóa thành tế bào mỡ
trên giá thể G-A được xử lý và nhuộm H&E
cũng như quan sát dưới kính hiển vi điện tử
quét để đánh giá kết quả. Tế bào mở được xác
định bằng cách nhuộm với thuốc nhuộm Oil
Red O. Kết quả được mô tả trong hình 6.
Như vậy, với các loại khung nâng đỡ phù
hợp như G-A và Fibrin có thể sử dụng để nuôi
cấy các MSC và cảm ứng phát triển trên khung
để tạo ra được các mảnh ghép công nghệ theo xu
hướng tạo ra các mô mềm. Đây là một trong
những mảnh ghép có thể đáp ứng nhu cầu trong
các phẫu thuật làm đầy các khuyết hổng mô
mềm hoặc trong các phẫu thuật thẩm mỹ dùng
để làm đầy mô mềm.

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016

9


Nghiên cứu Y học

Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

A

B

C

D

Hình 3. Đánh giá khả năng bám dính, phát triển và biệt hóa của các MSC thành nguyên bào xương trên giá thể
san hô. (A). Mẫu san hô được được chụp SEM ở kích thước 200µm, không nuôi tế bào. (B) Mẫu san hô chụp SEM (100µm)
có mang các MSC đã biệt hóa thành nguyên bào xương, các MSC tạo lớp và phát triển bên trong cũng như phía ngoài các hốc
san hô. (C). Nhuộm H&E, tế bào phát triển phân bố bên trong khối san hô. (D). Nhuộm AP, các tế bào dương tính với thuốc
nhuộm chứng tỏ biểu hiện được en zyme AP. Điều này cho thấy các MSC đã biệt hóa được thành nguyên bào xương trên giá
thể san hô.

10

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016


Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

Nghiên cứu Y học

A

B

C

D

Hình 4. Kết quả nuôi cấy và cảm ứng biệt hóa MSC thành tế bào tạo mỡ trên khung fibrin. (A). Tế bào cảm ứng
thành tế bào tạo mỡ in vitro, quan sát dưới kính hiển vi đảo ngược (20X). (B). Tế bào được nhuộm Oil red O trực tiếp trên

khung fibrin (4X). (C) và (D). Tế bào được nhuộm Oil red O lần lượt ở vật kính (20X) và (40X).
C

A

B

Hình 5. Kết quả tạo mảnh ghép mô mềm từ MSC và khung fibrin. (A). Mẫu tế bào phát triển trong khung fibrin in
vitro sau 7 ngày nuôi (20X). (B). MSC được cảm ứng biệt hóa thành tế bào mỡ phát triển trên khung fibrin được nhuộm
H&E tại ngày thứ 7 (20X), kết quả cho thấy tế bào phát triển và phân bố khá đồng đều trong khung fibrin, ngoài ra do MSC
cảm ứng biệt hóa thành tế bào mỡ nên bào tương tế bào khá rộng do tích trữ mỡ khi làm mô học để lại nhiều khoảng trống.
(C). Kết quả chụp SEM đánh giá sự bám dính của tế bào trên khung fibrin. Kết quả quan sát cho thấy tế bào bám dính trên
mạng lưới fibrin khá chặt.

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016

11


Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

Nghiên cứu Y học
Tạo mô ghép từ MSC và giá thể fibrin

C

A

B

Hình 6. Kết quả tạo mảnh ghép mô mềm từ MSC và khung G-A. (A). Mẫu tế bào phát triển trong khung G-A in vitro
sau 7 ngày nuôi (20X). Tế bào được nhuộm Oil Red O để đánh giá sự biệt hóa của MSC thành tế bào mỡ trực tiếp trên khung
G-A, kết quả cho thấy có sự hiện diện của tế bào mỡ trong khung fibrin. (B). MSC được cảm ứng biệt hóa thành tế bào mỡ
phát triển trên khung G-A được nhuộm H&E tại ngày thứ 7 (40X), kết quả cho thấy MSC cảm ứng biệt hóa thành tế bào mỡ
với bào tương tế bào tích trữ giọt mỡ khá nhiều. (C). Kết quả chụp SEM đánh giá sự bám dính của tế bào trên khung fibrin.
Kết quả quan sát cho thấy tế bào bám dính trên mạng lưới G-A khá tốt.

KẾT LUẬN

TÀI LIỆU THAM KHẢO

Với quần thể tế bào gốc thu nhận từ mô mỡ
đã phân lập và nuôi cấy,chúng tôi đã đánh giá
quần thể tế bào này là các tế bào gốc trung mô
theo các tiêu chí quốc tế (ISCT).
Các MSC thu từ mô mỡ có thể tiến hành nuôi
cấy trên các loại giá thể khác nhau. Chúng tôi có
thể tạo ra được các mảnh ghép hướng đến phát
triển thành mô cứng (mô xương) cũng như mô
mềm (mô mỡ). Đây là một trong những bước
nghiên cứu đầu tiên trong điều kiện in vitro để
nhóm nghiên cứu tiếp tục đánh giá in vivo trên
các mô hình động vật thực nghiệm. Đây là một
trong những hướng nghiên cứu theo xu hướng
phát triển của công nghệ mô trên thế giới với
mục tiêu là tạo ra được các mảnh ghép công
nghệ mô để ứng dụng cụ thể vào trong lĩnh vực
y học tái tạo nhằm làm đầy các trường hợp
khuyết hổng mô.
Các nghiên cứu bước đầu cũng đạt được

nhiều kết quả tích cực sẽ là động lực để nhóm
nghiên cứu chúng tôi tiếp tục triển khai những
nghiên cứu tiếp theo sau này.

12

1.

2.

3.

4.
5.

6.

7.

8.

9.

Chen F et al (2007), Segmental bone tissue engineering by
seeding osteoblast precursor cells into titaniummesh-coral
composites scaffolds, Journal of Oral and Maxillofacial Surgery,
36: 822-827.
Chen F, S Chen, K Tao, X Feng, Y Liu, D Lei, T Mao.(2004).
Marrow derived osteoblasts seeded into porous natural coral
to prefabricate a vascularized bone graft in the shape of

human mandibular ramus: experimental study in rabbits.
Journal of Oral and Maxillofacial Surgery, 42:532-537.
Chen F, Tianqiu M, Kai T, Shujun C, Guicong D,
Xiaoming.(2002). Bone graft in the shape of Human
mandibular condyle reconstruction via seeding marrowderived osteoblast into porous coral in a nude mice model. J
Oral Maxillofac Surg, 60:1155-1159.
Coleman SR (2006). Structural fat grafting: more than a
permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118:108S-120S.
Gregory CA (2008), Mesenchymal stem cells: from culture to
clinic, Stem Cell Repair and Regeneration, Imperial College
Press, Singapore, 2: 21-45.
Holmes RE (1979), Bone regenaration within a coralline
hydroxyapatite implant, Plastic and Reconstructive Surgery,
63:626-633.
Huỳnh Duy Thảo (2015), Bước đầu đánh giá hiệu quả keo dán
fibrin tự thân điều trị phẫu thuật mộng thịt trong nhãn khoa,
Tạp chí Y học TP.HCM,
Huỳnh Duy Thảo, Trần Lê Bảo Hà, Lê Thanh Hùng, Võ Quốc
Vũ, Hoàng Kc Hương, Thái Trúc Quỳnh, Trần Công Toại.
Nghiên cứu quy trình thu nhận tế bào gốc trung mô từ mô mỡ
người hướng đến ứng dụng trong lĩnh vực y học. Y Học
TP.HCM, 17(1): 459-466.
Jo A (2009). Comparison neural cell differentiation of human
adipose mesenchymal stem cells derived from young and old
age. Dev Repord. 13:227-237.

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016


Y Học TP. Hồ Chí Minh * Phụ Bản Tập 20 * Số 5 * 2016

10.

11.

12.

13.

14.

15.

16.

17.

Katz AJ, Mesenchymal cell culture: Adipose tissue. In: Atala
A, Lanza R (2002) Method of Tissue Engineering. Academic
Press San Diego.
Le Blanc DM, K, Mueller, I, Slaper-Cortenbach, I, Marini, F,
Krause, D, Deans, R, Keating, A, Prockop, D, and Horwitz, E
(2006), Minimal criteria for defining multipotent
mesenchymal stromal cells, The International Society for
Cellular Therapy position statement. Cytotherapy, 8(4):315–317
Locke M, John Windsor, P. Rod Dunbar (2009), Human
adipose-derived stem cell: isolation, characterization and
application in surgrey, ANZ Surgrey Journal, 79:235-244.
Nguyen Htt, Quan Minh To, Thao Duy Huynh, Toai Cong
Tran, Ha Le Bao Tran (2015), gelatin-alginate sponge: a
potential scaffold for adipose tissue engineering, european jour

nal of biomedical and pharmaceutical sciences, 2(7): 48-53
Pittenger MF, Mackay AM, Beck SC et al (1999). Multilineage
potential of adult human mesenchymal stem cell. Science;
284:143-147.
Sen A et al (2001). Adipogenic potential of human adipose
derived stromal cells from multiple donors is heterogenous. J
Cell biochem. 81:312-319.
Strem BM et al (2005). Multipotential differentiation of
adipose tissue-derived stem cells. The Keio journal of medicine,
54:132-141.
Thái Trúc Quỳnh, Huỳnh Duy Thảo, Võ Quốc Vũ, Nguyễn
Khánh Hòa, Lưu Thị Thu Thảo, Đặng Trần Quân, Trần Công
Toại. Nghiên cứu quy trình tạo keo dán từ huyết tương người.
Tạp chí Y Học Việt Nam. 2014.

18.

19.

20.

21.

22.
23.

Nghiên cứu Y học

Tran Cong Toai, Huynh Duy Thao, Nguyen Phuong Thao,
Ciro Gargiulo and Phan Kim Ngoc, et al (2010). In vitro

culture and differentiation of osteoblasts from human
umbilical cord blood. Cell and Tissue Banking. 11:269-280.
Tran CT, Ciro Gargiulo, Huynh Duy Thao, Huynh Minh
Tuan, Luis Filgueira and D. Michael Strong (2011). Culture
and differentiation of osteoblasts on coral scafford from
human bone marrow mesenchymal stem cells. Cell and Tissue
Banking. 12:247-261.
Trần Giao Hòa, Đỗ Thu Hằng.(2002). Bước đầu đánh giá kết
quả lâm sàng việc sử dụng chế phẩm san hô Việt Nam để
điều trị sang thương trong xương. Tuyển tập cong trình nghiên
cứu khoa học Răng Hàm Mặt, Đại học Y Dược TP.HCM, 131138.
Wolter TP, Von Heimburg D, Stoffels I et al (2005).
Cryopreservation of mature human adipocytes: In vitro
measurement of viability. Ann Plast Surg. 55:408-413.
Zaffe D (2005). Some considerations on biomaterials and bone.
Micron, 36:583–592.
Zuk PA, Zhu M, Ashjian P. et al (2002), Human adipose tissue
is a source of multipotent stem cells, Molecular Biological Cell,
13:4279-4295.

Ngày nhận bài báo:

03/08/2016

Ngày phản biện nhận xét bài báo:

10/08/2016

Ngày bài báo được đăng:

05/10/2016

Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện An Bình năm 2016

13