Khảo sát tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan của cây rau rừng (gynura sp , asteraceae)

.

BỘ Y TẾ
ĐẠI HỌC Y DƯỢC THÀNH PHỐ HỒ CHÍ MINH

BÁO CÁO TỔNG KẾT
ĐỀ TÀI KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ CẤP TRƯỜNG

KHẢO SÁT TÁC ĐỘNG CHỐNG OXY HÓA, BẢO VỆ GAN
CỦA CÂY RAU RỪNG (Gynura sp., Asteraceae)

Mã số:

Chủ nhiệm đề tài: PGS.TS. Đỗ Thị Hồng Tươi

Tp. Hồ Chí Minh, 9/2018

.


.

BỘ Y TẾ
ĐẠI HỌC Y DƯỢC THÀNH PHỐ HỒ CHÍ MINH

BÁO CÁO TỔNG KẾT
ĐỀ TÀI KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ CẤP TRƯỜNG

KHẢO SÁT TÁC ĐỘNG CHỐNG OXY HÓA, BẢO VỆ GAN
CỦA CÂY RAU RỪNG (Gynura sp., Asteraceae)

Mã số:

Chủ nhiệm đề tài: PGS.TS. Đỗ Thị Hồng Tươi

Tp. Hồ Chí Minh, 9/2018

.


.

THÔNG TIN KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU
ĐỀ TÀI KHOA HỌC VÀ CƠNG NGHỆ CẤP TRƯỜNG
1. Thơng tin chung:
- Tên đề tài: Khảo sát tác đợng chống oxy hóa, bảo vệ gan của cây Rau
rừng Gynura sp., Asteraceae
- Mã số:
- Chủ nhiệm đề tài: PGS.TS. Đỗ Thị Hồng Tươi
- Điện thoại: 0908683080

Email:

- Đơn vị quản lý về chuyên môn: Bộ môn Dược lý, Khoa Dược
- Thời gian thực hiện: từ 10/2017 đến 10/2018
2. Mục tiêu:
Khảo sát tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan của Rau rừng Gynura sp.,
Asteraceae
3. Nội dung chính:
- Khảo sát hoạt tính chống oxy hóa in vitro của các cao chiết (cao nước, cao cồn
50%, cao cồn 70%, cao cồn 96%) từ Rau rừng Gynura sp., Asteraceae.

- Khảo sát độc tính cấp của cao chiết tiềm năng.
- Khảo sát tác dụng chống oxy hóa, bảo vệ gan trên mơ hình chuột nhắt trắng
của cao chiết tiềm năng từ Rau rừng.
4. Kết quả chính đạt được (khoa học, đào tạo, kinh tế-xã hội, ứng dụng, ...)
Đề tài xác định được Cao tiềm năng là cao cồn 50% (hiệu suất chiết 26,2%) thể
hiện hoạt tính chống oxy hóa in vitro với EC50 là 615,23 µg/ml. Khi cho uống,
LD50 trên chuột nhắt của cao cồn 50% từ cây Rau rừng là 25,64 ± 1,39 (g/kg).
Cho chuột uống paracetamol 400 mg/kg gây tổn thương gan, làm tăng đáng kể
hoạt tính AST, ALT huyết. Cao Rau rừng ở liều 130 và 260 mg/kg làm giảm
hoạt tính AST, ALT huyết, hàm lượng MDA trong gan, phục hồi GSH so với lô
chứng bệnh. Liều 260 mg/kg cho tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan tốt hơn
liều 130 mg/kg và tương đương với thuốc đối chứng silymarin 100 mg/kg, đưa
mức MDA và GSH trở về như mức sinh lý bình thường. Phân tích đại thể và vi
thể gan cho thấy cao Rau rừng làm giảm tổn thương gan do paracetamol gây ra.
Về mặt khoa học: Gốc tự do sinh ra từ quá trình chuyển hóa như hô hấp tế bào,
hoạt động của hệ CYP… hoặc bên ngoài. Lượng gốc tự do tăng cao vượt khả
năng chống oxy hóa của cơ thể sẽ tấn cơng các thành phần của tế bào, đặc biệt
là màng phospholipid, protein và ADN dẫn đến một số bệnh về gan, ung thư,
tim mạch… Hiện nay, nhu cầu sử dụng các chế phẩm chống oxy hóa, bảo vệ
.


.

gan càng ngày càng tăng. Một số nghiên cứu trên thế giới cho thấy Rau rừng có
tác dụng chống oxy hóa, kháng viêm… Tuy nhiên, ở Việt Nam chưa có nghiên
cứu nào về chống oxy hóa, bảo vệ gan của Rau rừng. Đề tài cho thấy cao cồn
50% từ Rau rừng thể hiện độc tính cấp đường uống trên chuột nhắt với LD50 là
25,64 ± 1,39 g/kg và tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan ở liều cho chuột uống
130 mg/kg và 260 mg/kg tương tự silymarin liều 100 mg/kg. Kết quả này có thể

chuyển giao cho các công ty sản xuất dược phẩm.
Về đào tạo: Đề tài góp phần nâng cao năng lực, hoàn thiện kỹ năng nghiên cứu
về thuốc có nguồn gốc từ dược liệu. Nghiên cứu cũng góp phần vào công tác
đào tạo của Đại học Y Dược TP. Hồ Chí Minh thơng qua hướng dẫn đề tài tốt
nghiệp cho học viên cao học.
Về chính sách: Đề tài đóng góp khoa học cho sự phát triển khoa học của trường.
Về kinh tế xã hội: Kết quả của đề tài góp phần khẳng định tác dụng chống oxy
hóa, bảo vệ gan của cao cồn 50% từ cây Rau rừng với liều cho chuột uống 130
và 260 mg/kg; mở ra triển vọng nghiên cứu và phát triển sản phẩm ứng dụng
trên lâm sàng trong điều trị các bệnh về gan. Đề tài góp phần vào quá trình
nghiên cứu, phát triển nhằm cung cấp thuốc trong nước, giảm chi phí điều trị
cho người bệnh gan, nâng cao thu nhập, đời sống kinh tế của nông dân trồng
dược liệu.

.


.

DANH SÁCH CÁC THÀNH VIÊN THAM GIA NGHIÊN CỨU
ĐỀ TÀI VÀ ĐƠN VỊ PHỐI HỢP THỰC HIỆN
1. Danh sách cá nhân tham gia nghiên cứu đề tài
- PGS.TS. Bùi Mỹ Linh;
- ThS. Trần Thị Nguyệt Ánh
2. Đơn vị phối hợp thực hiện
Khoa Dược – Trường Đại học Buôn Ma Thuột

.

.

BÁO CÁO TĨM TẮT

KHẢO SÁT TÁC ĐỢNG CHỐNG OXY HĨA, BẢO VỆ GAN CỦA
CÂY RAU RỪNG Gynura sp., Asteraceae
Chủ nhiệm đề tài: PGS.TS. Đỗ Thị Hồng Tươi, Khoa Dược, Đại học Y Dược TP. HCM
Cộng tác viên chính: PGS.TS. Bùi Mỹ Linh; ThS. Trần Thị Nguyệt Ánh
Nơi phối hợp thực hiện: Khoa Dược – Trường Đại học Buôn Ma Thuột
Mở đầu: Rau rừng Gynura sp. được người dân tại một số địa phương sử dụng như
thực phẩm hằng ngày. Để cung cấp cơ sở về tính an tồn và tác dụng dược lý của
dược liệu này tại Việt Nam, đề tài khảo sát tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan của
cây Rau rừng Gynura sp., Asteraceae.
Phương pháp nghiên cứu: Cây Rau rừng được chiết với 4 dung môi khác nhau.
Dựa trên kết quả khảo sát hoạt tính chống oxy hóa in vitro bằng phương pháp
DPPH, chọn cao chiết tiềm năng. Khảo sát độc tính cấp và xác định LD50 của cao
chiết tiềm năng bằng phương pháp Behrens. Khảo sát tác động chống oxy hóa, bảo
vệ gan trên chuột nhắt gây tổn thương gan bằng paracetamol (uống liều 400 mg/kg).
Kết quả: Cao tiềm năng là cao cồn 50% (hiệu suất chiết 26,2%) thể hiện hoạt tính
chống oxy hóa in vitro với EC50 là 615,23 µg/ml. Khi cho uống, LD50 trên chuột
nhắt của cao cồn 50% từ cây Rau rừng là 25,64 ± 1,39 (g/kg). Cho chuột uống
paracetamol 400 mg/kg gây tổn thương gan, làm tăng đáng kể hoạt tính AST, ALT
huyết. Cao Rau rừng ở liều 130 và 260 mg/kg làm giảm hoạt tính AST, ALT huyết,
hàm lượng MDA trong gan, phục hồi GSH so với lô chứng bệnh. Liều 260 mg/kg
cho tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan tốt hơn liều 130 mg/kg và tương đương với
thuốc đối chứng silymarin 100 mg/kg, đưa mức MDA và GSH trở về như mức sinh
lý bình thường. Phân tích đại thể và vi thể gan cho thấy cao Rau rừng làm giảm tổn
thương gan do paracetamol gây ra.
Kết luận: Cao cồn 50% từ Rau rừng thể hiện độc tính cấp đường uống trên chuột
nhắt với LD50 là 25,64 ± 1,39 g/kg và tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan ở liều

cho chuột uống 130 mg/kg và 260 mg/kg tương tự silymarin liều 100 mg/kg.
Từ khóa: Rau rừng, paracetamol, chống oxy hóa, bảo vệ gan.

.


.

ABSTRACT
STUDY ON ANTIOXIDANT AND HEPATOPROTECTIVE EFFECTS
OF Gynura sp., Asteraceae
Introduction: Gynura sp. is used as daily vegetable in some Vietnamese provinces.
The aim of study is to evaluate antioxidant activity and hepatoprotective effect of
Gynura sp., Asteraceae in order to provide the evidences about the safety and
pharmacological effect of this plant.
Methods: Dry plant was extracted with 4 different solvents (96%, 70%, 50%
ethanol and water). Based on the in vitro antioxidant activity of the extracts by
DPPH test, potential solvent was selected. The acute toxicity was evaluated in mice
and LD50 was estimated by Behrens method. The antioxidant and hepatoprotective
effects of Gynura sp. extract was examined in mice induced liver damage by oral
administration at the dose of 400 mg/kg.
Results: The potential solvent is 50% ethanol (rendement of extraction de 26.2%).
This extract expressed acute oral toxicity with value of IC50 of 615.23 g/ml. For oral
acute toxicity of 50% ethanol extract in mice, LD50 was 25.64 ± 1.39 g/kg. The oral
dosages of 130 and 260 mg/kg decreased ALT, AST, MDA levels and increased
GSH compared to pathological group. The antioxidant and hepatoprotective effects
of the dose of 260 mg/kg were better than those of 130 mg/kg; this effect was
similar to that of 100 mg/kg silymarin control with normal MDA and GSH levels as
those of physiological group. Macro-and micro-analyse of liver showed that Gynura
sp. Extract decreased paracetamol - induced liver injury.

Conclusion: The 50% ethanol extract of Gynura sp. had oral acute toxicity in mice
with LD50 of 25.64 ± 1.39 g/kg as well as expressed antioxidant, hepatoprotective
effects at the doses of 130 mg/kg and 260 mg/kg similar to those of 100 mg/kg
silimarin control.
Key words: Gynura sp., paracetamol, antioxidant activity, hepatoprotective effect

.


.

BÁO CÁO TỔNG KẾT ĐỀ TÀI

KHẢO SÁT TÁC ĐỘNG CHỐNG OXY HÓA, BẢO VỆ GAN CỦA
CÂY RAU RỪNG Gynura sp., Asteraceae
Chủ nhiệm đề tài: PGS.TS. Đỗ Thị Hồng Tươi,
Khoa Dược, Đại học Y Dược TP. HCM
Cộng tác viên chính: PGS.TS. Bùi Mỹ Linh; ThS. Trần Thị Nguyệt Ánh
Nơi phối hợp thực hiện: Khoa Dược – Trường Đại học Buôn Ma Thuột
1. ĐẶT VẤN ĐỀ
Gốc tự do sinh ra từ quá trình chuyển hóa như hơ hấp tế bào, hoạt động của hệ
CYP… hoặc bên ngoài. Lượng gốc tự do tăng cao vượt khả năng chống oxy hóa
của cơ thể sẽ tấn công các thành phần của tế bào, đặc biệt là màng phospholipid,
protein và ADN dẫn đến một số bệnh về gan, đái tháo đường, ung thư,… Hiện nay,
nhu cầu sử dụng các chế phẩm chống oxy hóa, bảo vệ gan càng ngày càng tăng.
Rau rừng còn được gọi là Rau rừng Gia Lai, rau Ngọc Nữ Thái (Đà Lạt), có tên
khoa học là Gynura sp., họ Cúc (Asteraceae). Rau rừng là món rau trong bữa ăn
được người dân ưa thích, được phân phối ở nhiều tỉnh thành trong cả nước. Gần
đây, nhiều người dân địa phương tại các tỉnh Gia Lai, Daklak sử dụng cây Rau rừng
để bảo vệ gan, hạ đường huyết. Trên thế giới, các báo cáo về tác dụng sinh học của

một số loài cùng chi Gynura cho thấy dịch chiết ethyl acetat của G. bicolor với hàm
lượng các hợp chất phenol cao có hoạt tính chống oxy hóa mạnh, dịch chiết
methanol có độc tính thấp khơng đáng kể và được xem là an tồn khi nghiên cứu
trên chuột [17]. Nghiên cứu tính chống oxy hóa và hiệu quả ức chế CYP450 trên
các dịch chiết của G. procumbens: khả năng khử DPPH tương ứng với tổng lượng
phenolic trong dịch chiết theo thứ tự dịch chiết methanol > dịch chiết ethanol > dịch
chiết nước. Nghiên cứu cũng cho kết quả khả năng ức chế enzym CYP3A4,
CYP1A2 tương ứng với lượng flavonoid: dịch chiết ethanol > dịch chiết methanol >
dịch chiết nước [9]. Theo nghiên cứu của Chunpeng Wan và cộng sự, dịch chiết từ
lá của G. divaricata có khả năng chống oxy hóa và khử gốc tự do phụ thuộc vào
tổng lượng hợp chất phenolic và flavonoid có trong dịch chiết ở những nhiệt độ
khác nhau [18]. Chih-Chung Wu và cộng sự đã nghiên cứu hoạt tính kháng viêm
1
.


.

của dịch chiết ether G. bicolor qua cơ chế ngăn hoạt động của tác nhân NF-κB, qua
đó ngăn cản sản xuất NO và PGE2 ở lipopolysaccharid, làm giảm đáp ứng viêm ở
tế bào RAW 267.7 [20]. G. procumbens được sử dụng trong bài thuốc dân giân ở
Thái Lan để điều trị viêm tại chỗ, bệnh thấp khớp và các bệnh do virus. Dịch chiết
G. procumbens thể hiện hoạt tính kháng viêm trên mơ hình gây viêm tai chuột [9].
Ở Việt Nam, các nghiên cứu về tác dụng sinh học của Rau rừng còn rất hạn chế. Từ
thực tế trên, đề tài thực hiện “Khảo sát tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan của
cây Rau rừng Gynura sp., Asteraceae”.
2. ĐỐI TƯỢNG VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

2.1.

ĐỐI TƯỢNG NGHIÊN CỨU

2.1.1. Dược liệu
Phần trên mặt đất cây Rau rừng (Gynura sp., Asteraceae) được thu hái tại Thành
phố Buôn Ma Thuột, tỉnh Đắc Lắc. Dược liệu đã được xác định tên khoa học là
Gynura nitida DC., có tên Việt Nam là Kim thất láng, thuộc họ Cúc (Asteraceae)
bởi Hoàng Đức Thuận và Bùi Thị Mỹ Linh [6].

Hình 1. Hình ảnh cây Kim thất láng Gynura nitida DC., Asteraceae
Toàn cây Rau rừng được sấy ở 50 - 70 oC đến khô. Xay thành bột thô.
2
.


.

2.1.2. Động vật nghiên cứu
Chuột nhắt chủng Swiss albino, 6 - 7 tuần tuổi, trọng lượng 22 - 25 g do Viện
vaccin và sinh phẩm y tế Nha Trang cung cấp. Chuột đực và cái, khoẻ mạnh, khơng
có biểu hiện bất thường, được ni ổn định trong mơi trường thí nghiệm 3 ngày.
Chuột được ni trong lồng kích thước 25 x 35 x 15 cm (6 chuột/lồng) và cung cấp
thức ăn, nước uống đầy đủ trong thời gian thử nghiệm.
2.1.3. Hóa chất, thuốc thử, thiết bị, dụng cụ
Bảng 2.1. Hóa chất, thuốc thử dùng trong đề tài
STT
1

Hóa chất
Acid thiobarbituric (TBA)

Hãng cung cấp
Sigma-Aldrich

Nước sản xuất
Mỹ

2
3
4
5
6
7
8
9

Acid ascorbic
Silymarin (Légalon®)
Tricloroacetic (TCA)
Natri clorid
Kali clorid
Tris-HCl
Paracetamol
Formaldehyd

Sigma-Aldrich
Madaus
Merck
Guangdong Guanghua
Guangdong Guanghua
Merck

Sanofi-Aventis
Guangdong Guanghua

Mỹ
Đức
Đức
Trung Quốc
Trung Quốc
Đức
Việt Nam
Trung Quốc

10

NaH2PO4

Guangdong Guanghua

Trung Quốc

11
12

Na2HPO4
NaOH

Guangdong Guanghua
Guangdong Guanghua

Trung Quốc

Trung Quốc

Bảng 2.2. Thiết bị, dụng cụ dùng trong đề tài
STT

Dụng cụ

Hãng cung cấp

Nước sản xuất

1

Tủ đông -80 0C

Sanyo

Nhật

2

Tủ đông -20 0C

Toshiba

Nhật

3

Tủ sấy

Gallenkamp

Mỹ

4

Máy vortex genius 3

Ika

Đức

5

Máy đọc ELISA Multiskan

Thermo Electron

Mỹ

6

Máy ly tâm lạnh CT15E

Hitachi

Nhật

7

Máy đo pH Orion

Thermo Scientific

Mỹ

8

Bể siêu âm

Elma

Đức

9

Bếp cách thủy WB-14

Memmert

Đức

3
.


.

2.2.

PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

2.2.1. Chiết xuất dược liệu
Chiết bột dược liệu bằng phương pháp chiết nóng theo tỷ lệ 1 g bột dược liệu với 10
ml dung môi trên bếp cách thủy 90 oC, chiết 3 lần, 30 phút/lần với 04 dung môi
(cồn 96%, cồn 70%, cồn 50%, nước) hoặc với dung môi tiềm năng (được xác định
theo hiệu suất chiết và kết quả khảo sát hoạt tính chống oxy hóa in vitro). Dịch chiết
được bốc hơi dung mơi trên bếp cách thủy ở 50 oC hoặc cô giảm áp thu hồi dung
mơi, thu cao tồn phần, hút ẩm đến khối lượng khơng đổi (trong bình hút ẩm).
2.2.2. Xác định hiệu suất chiết
Hiệu suất chiết được tính theo cơng thức sau: H (%) = M1/M2 x 100%
M1: khối lượng cao dược liệu (gam)
M2: khối lượng dược liệu ban đầu (gam)
2.2.3. Khảo sát chất lượng của cao toàn phần tiềm năng
2.2.3.1. Thử độ tinh khiết
 Xác đinh độ ẩm: phụ lục 279 DĐVN V [1]
 Xác định độ tro:

- Xác định độ tro toàn phần: phụ lục 203 DĐVN V [1].
- Xác định độ tro không tan trong acid: phụ lục 204 DĐVN V [1].
2.2.3.2.

Định tính polyphenol

Dược liệu được chiết bởi cồn 50%, sau đó đun cách thủy trong 2 giờ. Lọc qua giấy
lọc. Dịch lọc được sử dụng cho 3 phản ứng định tính xác định polyphenol [1]:

- Phản ứng với NaOH 20%: cho 3 giọt NaOH 20% vào 2 ml dịch lọc.
- Phản ứng với FeCl3 2%: cho 3 giọt FeCl3 2% vào 2 ml dịch lọc đã pha loãng.

-

Phản ứng với (CH3COO)2Pb 1%: cho 3 giọt (CH3COO)2Pb vào 2 ml dịch lọc.

2.2.3.3.

Định lượng polyphenol

 Nguyên tắc: Định lượng polyphenol bằng phương pháp Folin - Ciocalteu dựa
trên sự khử của tungstat/ molybdat trong thuốc thử Folin - Ciocalteu bởi hợp chất
phenol trong môi trường kiềm tạo ra sản phẩm có màu, đo độ hấp thu ở bước sóng
cực đại của sản phẩm thu được (Boizot et Charpentier, 2006) [16].
 Tiến hành: Hòa tan cao Rau rừng trong nước cất đến nồng độ 50 µg/ml, sau đó lọc
qua giấy lọc. Cho vào ống nghiệm lần lượt 500 µl dịch lọc, 500 µl thuốc thử Folin 4
.


.

Ciocalteu, 1,5 ml dung dịch Na2CO3 29%, thêm nước cất vừa đủ 5 ml. Lắc kỹ và để
ống nghiệm ở nhiệt độ phòng, tránh ánh sáng trong 30 phút. Đo mật độ quang ở 760
nm. Tiến hành tương tự với dung dịch chuẩn pyrogallol (10 - 50 μg/ml) bằng cách
cho vào dãy ống nghiệm 500 µl dung dịch ở từng nồng độ, sau đó là các thành
phần còn lại. Mẫu trắng bao gồm thuốc thử Folin - Ciocalteu, Na2CO3 29% và
nước cất. Mỗi mẫu được lặp lại 3 lần, lấy giá trị trung bình. Hàm lượng polyphenol
tồn phần trong cao tồn phần được xác định dựa trên phương trình đường chuẩn
pyrogallol thu được. Kết quả được thể hiện bởi đơn vị mg pyrogallol/g cao.
2.2.4. Xác định hoạt tính chống oxy hóa in vitro bằng phương pháp DPPH
Dùng 2 ml dung dịch DPPH (nồng độ 0,2 mM trong methanol) cho vào 2 ml dung
dịch cao thử có nồng độ khác nhau trong methanol. Hỗn hợp được lắc đều và ủ

nhiệt độ phòng trong bóng tối. Đo độ hấp thu sau 30 phút ở bước sóng 517 nm. Mẫu
chứng được tiến hành trong cùng điều kiện nhưng không sử dụng cao. Tiến hành 3
lần, lấy giá trị trung bình. Tính hoạt tính chống oxy hóa (HTCO) theo cơng thức:
HTCO (%) = [(ODchứng - ODthử)/ODchứng] x 100
Trong đó: ODchứng: Độ hấp thu của mẫu chứng; ODthử: Độ hấp thu của mẫu thử
Thông qua phương trình hồi quy lập được, xác định IC50 của mẫu thử.
2.2.5. Khảo sát độc tính cấp đường uống của cao tiềm năng trên chuột nhắt
2.2.5.1. Nguyên tắc
Chuột được nhịn đói ít nhất 12 giờ trước thử nghiệm. Cho chuột uống cùng liều
trong điều kiện ổn định như nhau, theo dõi và ghi nhận cử động tổng quát, biểu hiện
về hành vi, trạng thái lông, ăn uống, tiêu tiểu và số lượng chết của chuột trong vòng
72 giờ theo “Hướng dẫn thử nghiệm tiền lâm sàng và lâm sàng thuốc đông y, thuốc
từ dược liệu” của Bộ Y tế ban hành theo quyết định số 141/QĐ-K2ĐT ngày 27
tháng 10 năm 2015. Nếu sau 72 giờ, chuột khơng có dấu hiệu bất thường hoặc chết,
tiếp tục theo dõi trong vòng 14 ngày [2].
2.2.5.2.

Tiến hành

Thử nghiệm sơ khởi: Cho 10 chuột (50% đực, 50% cái) uống mẫu thử liều duy nhất,
thể tích cho uống 0,2 ml/10 g. Nếu khơng có chuột nào chết thì ghi nhận liều D max.
Nếu tất cả chuột tử vong thì giảm ½ liều. Tiếp tục giảm liều đến khi tìm được liều
tối thiểu gây chết 100% chuột (LD100) và liều tối đa không gây chết chuột nào (LD0).
5
.


.

Thử nghiệm xác định: Chia chuột làm nhiều lô thử nghiệm khác nhau, mỗi lô 10 con

chuột. Chia liều ở các lô theo cấp số cộng khoảng từ LD0 - LD100. Ở những liều gần
LD50, có thể tăng số lượng chuột để sự đo lường chính xác hơn.
Chỉ tiêu đánh giá: Theo dõi trong 72 giờ, ghi nhận biểu hiện độc, mức độ nghiêm
trọng, sự xuất hiện độc, tiến triển và phục hồi của chuột (cử động tổng quát, biểu
hiện về hành vi, trạng thái lông, ăn uống, tiêu tiểu…), số lượng chuột chết/sống ở
mỗi lô, lập bảng số liệu để tính tốn LD50 theo phương pháp Behrens (Bảng 2.1).
Bảng 2.1. Bảng nhập số liệu để xác định LD50
Liều
(1)

Số lượng thực tế

Số lượng tích lũy

Số chết

Số sống

Tổng số

Số chết

Số sống

Tổng số

% chết

(2)

(3)

(4)

(5)

(6)

(7)

(8)

Cột (5) là tổng các số của cột (2) tính đến hàng đó, tính từ trên xuống;
Cột (6) là tổng các số của cột (3) tính đến hàng đó, nhưng tính từ dưới lên;
Cột (7) là tổng của cột (5) và cột (6); Cột (8) là tỷ lệ % giữa cột (5) và cột (7).
Giá trị LD50 được tính theo phương pháp Behrens: LD50 = D1 + [(50-a) x d]/(b-a)
Trong đó:

D1: liều có tỷ lệ phần trăm (%) chết sát dưới 50%;
a: tỷ lệ phần trăm (%) chết sát dưới 50%;
b: tỷ lệ phần trăm (%) chết sát trên 50%;
d: khoảng cách giữa liều có % chết sát dưới 50% và sát trên 50%.

Tính sai số chuẩn của LD50: Vẽ đồ thị biểu diễn % chết tích lũy theo liều. Từ đó,
xác định liều gây chết 16% (LD16) và 84% (LD84).
Sai số chuẩn của LD50 tính theo cơng thức:
Trong đó

Es 

k .s.d
n

s = (LD84 - LD16)/2 là phân phối chuẩn;
Hằng số Behrens k = 0,66;
d: bước nhảy liều giữa 2 liều gần LD50;
n: số chuột trung bình của các nhóm.

Nếu sau 72 giờ, chuột khơng có dấu hiệu bất thường hoặc chết, tiếp tục theo dõi
trong 14 ngày. Chuột chết trong thời gian quan sát, mổ quan sát đại thể xem bất
thường. Những chuột còn sống sau thời gian theo dõi cũng được mổ để xem các
phủ tạng và các cơ quan trong cơ thể có bất thường gì không.
6
.


.

2.2.6. Khảo sát tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan trên chuột nhắt [13-15]
Chuột được chia ngẫu nhiên thành 5 lô (n = 6):
Lô 1 (sinh lý): cho chuột uống nước cất, thể tích 0,1 ml/10 g
Lơ 2 (chứng bệnh): cho chuột uống nước cất, thể tích 0,1 ml/10 g
Lô 3 (đối chiếu): cho chuột uống thuốc đối chứng silymarin, liều 100 mg/kg.
Lô 4, 5 (cao thử): cho chuột uống cao Rau rừng lần lượt với liều 130 và 260 mg/kg.
Cho chuột uống nước cất, cao thử hoặc thuốc đối chứng vào buổi sáng, liên tục
trong 7 ngày. Tất cả chuột thí nghiệm được cung cấp nước uống và thức ăn dạng
cám viên không giới hạn. Chuột được theo dõi, ghi nhận trọng lượng 3 lần/tuần.
Vào ngày 7, cho chuột nhịn đói 14 giờ trước khi cho chuột uống nước, dung mơi,
cao thử hoặc thuốc đối chiếu. Sau đó 1 giờ, gây độc gan cho chuột (trừ lô 1) bằng
cách cho uống paracetamol liều duy nhất 400 mg/kg pha trong nước cất hoặc nước

cất cho chuột ở lô 1; sau 1 giờ, cho chuột ăn uống lại bình thường. Sau 6 giờ, chuột
được gây mê bằng đá CO2, mổ lấy máu tim xác định hoạt tính ALT (alanin
aminotransferase), AST (aspartat aminotransferase) bằng phương pháp đo động học
enzym và tách gan, ghi trọng lượng gan, định lượng MDA, GSH.
Định lượng malonyl dialdehyd (MDA) và glutathion (GSH) trong gan
Nguyên tắc: MDA là sản phẩm cuối cùng của q trình peroxy hóa lipid tế bào. Một
phân tử MDA sẽ phản ứng với hai phân từ TBA tạo phức màu hồng hấp thu cực đại
ở 532 nm. Phản ứng xảy ra ở pH 2-3, nhiệt độ 90-100 °C trong 10-15 phút. Đo
cường độ của phức màu sẽ tính được hàm lượng MDA trong mẫu.
GSH là chất chống peroxy hóa, thơng qua enzym glutathion peroxidase (GSH-Px)
phân hủy các peroxyd. Thuốc thử Ellman (DTNB hay 5,5-dithiobis-2-nitrobenzoic
acid) có thể phát hiện hợp chất thiol nên thường được dùng để định lượng
glutathion (GSH) thông qua phản ứng tạo glutathion disulfid (GSSG) và acid 2nitro-5-thiobenzoic có màu vàng hấp thụ cực đại ở bước sóng 412 nm.
Sau khi quan sát đại thể, một phần gan được cố định trong formol 10% để nhuộm
hematoxylin-eosin (HE), phân tích vi thể; phần gan còn lại được nghiền đồng thể
trong dung dịch KCl 1,15% theo tỉ lệ 1g:10 ml ở 0-4°C.
Định lượng MDA: Lấy 2 ml dịch đồng thể, thêm 1 ml đệm Tris-HCl 25 mM ủ 37°C
trong 60 phút. Thêm 1 ml acid tricloacetic 10%, ly tâm 15 phút 10000 vòng/phút ở
7
.


.

4°C. Lấy 2 ml dịch trong cho phản ứng với 1 ml acid thiobarbituric 0,8% ở 100 °C
trong 15 phút, đo OD ở bước sóng 532 nm để định lượng MDA.
Định lượng GSH: Lấy 1 ml dịch đồng thể, thêm 2 ml Tris-HCl 25 mM ủ ở 37oC
trong 60 phút. Thêm 1 ml acid tricloroacetic 10%, ly tâm lạnh 15 phút, 10000
vòng/phút. Lấy 1 ml dịch trong cho phản ứng với 1,8 ml đệm phosphat-EDTA và
0,2 ml thuốc thử, ủ ở nhiệt độ phòng 3 phút, đo OD ở 412 nm để định lượng GSH.

Hàm lượng MDA và GSH (nmol/ml dịch đồng thể) được tính theo phương trình hồi
quy của MDA chuẩn (0,275 - 27,324 nmol/ml) hoặc GSH chuẩn (6,25 - 500
nmol/ml). Từ đó, xác định hàm lượng MDA hoặc GSH trong gan (nmol/g protein)
theo công thức: C = Cnmol MDA hoặc GSH/ml dịch đồng thể × 1000/Cprotein.
Định lượng nồng độ protein của mẫu gan bằng phương pháp Bradford [8]
Nguyên tắc: Trong dung dịch thuốc thử Bradford, thuốc nhuộm Coomasie ở dạng
cation tự do, có màu đỏ, hấp thu ánh sáng ở 470 nm. Khi liên kết với protein trong
dịch ly giải tế bào, Coomasie ở dạng anion cho màu xanh, hấp thu ánh sáng ở 590
nm, cường độ màu tỷ lệ với nồng độ protein. Xác định nồng độ protein dựa vào
đường cong chuẩn độ (0-2 mg/ml) của albumin huyết thanh bò.
Tiến hành: Xây dựng đường cong chuẩn độ của BSA: Hòa tan BSA trong dung dịch
KCl 1,15%, pha lỗng ½ để thu dãy nồng độ 2,0 – 0 mg/ml. Pha thuốc thử Bio-Rad:
Hòa tan 50 mg Brilliant Blue G 250 trong 25 ml methanol, thêm 50 ml acid
phosphoric 85% (w/v). Cho từ từ hỗn hợp vào 425 ml nước cất, trộn đều, lọc qua
giấy lọc, bảo quản trong chai màu, tránh ánh sáng ở 4°C. Ly tâm dịch đồng thể gan
(12000 vòng/ phút) 15 phút ở 4°C, lấy dịch trong cho vào eppendorf, pha lỗng tới
độ thích hợp. Trên đĩa 96 giếng, hút 5 µl dịch ly giải dịch trong hoặc BSA cho vào
giếng. Thêm 100 µl thuốc thử Bio-Rad. Ủ ở nhiệt độ phòng 5 phút, lắc rung 2 phút.
Đo OD ở 590 nm. Dựa vào đường cong chuẩn độ của BSA để tính nồng độ protein.
2.2.7. Phương pháp xử lý số liệu
Kết quả được trình bày dưới dạng trung bình ± sai số chuẩn của giá trị trung bình
(Mean ± SEM). Số liệu được phân tích thống kê sử dụng phép kiểm Shapiro-Wilk,
Kruskal-Wallis và Mann-Whitney với phần mềm SPSS 20. Sự khác biệt có ý nghĩa
thống kê khi giá trị p < 0,05.

8
.


.

3. KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN
3.1.

CHIẾT XUẤT DƯỢC LIỆU

3.1.1. Khảo sát chọn dung môi tiềm năng
Chiết bằng phương pháp chiết nóng 15 g bột dược liệu với 04 dung mơi cồn 96%,
cồn 70%, cồn 50% và nước. Hiệu suất chiết xuất được trình bày trong Bảng 3.1.
Bảng 3.2. Hiệu suất chiết của các cao toàn phần
Cao toàn phần thu được từ 15 g dược liệu
Cao toàn phần

Khối lượng cao (g)

Hiệu suất
chiết cao (%)

Cồn 96%

1,22

8,13

Cồn 70%

2,8

18,67

Cồn 50%

3,89

25,93

Nước

3,44

22,93

Kết quả cho thấy dung môi cồn 50% cho hiệu suất chiết cao nhất là 25,93%. Tiếp
theo là dung môi nước > cồn 70% > 96%.
Đề tài tiến hành khảo sát hoạt tính chống oxy hóa (HTCO) in vitro của 04 cao tồn
phần cồn 96%, cồn 70%, cồn 50% và nước ở nồng độ 1000 µg/ml (Bảng 3.2).
Bảng 3.3. Kết quả về hoạt tính chống oxy hóa (HTCO) của các cao tồn phần
Mẫu thử

Hoạt tính chống oxy hóa (%)

Cao tồn phần cồn 96%

20,89

Cao tồn phần cồn 70%

48,21

Cao toàn phần cồn 50%

73,62

Cao toàn phần nước

10,05

Kết quả cho thấy cao cồn 50% Rau rừng có hoạt tính chống oxy hóa cao nhất,
HTCO > 50% ở nồng độ 1000 µg/ml; trong khi các cao còn lại có hoạt tính chống
oxy thấp hơn 50%. Từ đó, khảo sát hoạt tính chống oxy ở các nồng độ khác của cao
cồn 50% để xác định IC50 (Hình 3.1) so với chất acid ascorbic (Hình 3.2). Từ
phương trình đường tuyến tính giữa nồng độ và hoạt tính chống oxy hóa, xác định
IC50 của acid ascorbic và cao cồn 50% Rau rừng lần lượt là 7,27 và 615,23 µg/ml.
Như vậy, cồn 50% là dung mơi cho hiệu suất chiết tốt và có hoạt tính chống oxy
hóa mạnh nhất nên được chọn để chiết cao Rau rừng tiềm năng với khối lượng lớn.
9
.


.

Hình 3.2. Hoạt tính chống oxy hóa (HTCO) của cao tồn phần cồn 50%

Hình 3.3. Hoạt tính chống oxy hóa (HTCO) của acid ascorbic
3.1.2. Chiết xuất cao toàn phần tiềm năng
Khối lượng cao khô chiết được từ 1,0 kg dược liệu là 262 g. Như vậy, hiệu suất
chiết là 26,2%, tương tự như hiệu xuất chiết ở giai đoạn sơ bộ (25,93%). Cao thu
được có thể chất đặc sệt, màu xanh đen đậm, có mùi thơm đặc trưng của dược liệu.

3.2.

KHẢO SÁT CHẤT LƯỢNG CỦA CAO TOÀN PHẦN TIỀM NĂNG

3.2.1. Thử độ tinh khiết
Độ ẩm: Kết quả khảo sát độ ẩm của cao được thể hiện trong Bảng 3.3.
Bảng 3.3. Kết quả độ ẩm của cao Rau rừng
Lần 1
10,93

Độ ẩm (%)
Tiêu chuẩn
Kết luận

Lần 2
10,47

Lần 3
10,84
≤ 20%
Đạt

10
.

Trung bình
10,75


.

Cao Rau rừng đạt tiêu chuẩn về độ ẩm của cao đặc theo Dược điển Việt Nam V [1].
Độ tro: Kết quả khảo sát độ tro toàn phần và độ trong không tan trong acid của cao
cồn 50% từ cây Rau rừng được thể hiện trong Bảng 3.4.
Bảng 3.4. Kết quả độ tro của cao Rau rừng
Tiêu chuẩn Lần 1
Độ tro tồn phần (%)

Lần 2

Lần 3 Trung bình Kết luận

≤ 10

9,15

8,47

8,84

8,82

Đạt

≤6

0,55

0,47

0,69

0,57

Đạt

Độ tro không tan
trong acid (%)

Kết quả cho thấy cao cồn 50% từ cây Rau rừng đạt tiêu chuẩn về độ tro của cao đặc
dược liệu theo tiêu chuẩn của Dược điển Việt Nam IV [3].
3.2.2. Định tính polyphenol
Kết quả định tính polyphenol được ghi nhận trong Hình 3.3.

I

II

III

IV

Hình 3.4. Kết quả định tính polyphenol trong mẫu cao thử
Chú thích:

I: Mẫu thử

II: Mẫu thử + FeCl3 2%

III: Mẫu thử + (CH3COO)2Pb 1%

IV: Mẫu thử + NaOH 20%

Kết quả cho thấy các phản ứng định tính polyphenol đều dương tính. Điều đó chứng
tỏ có sự hiện diện của nhóm polyphenol trong cao cồn 50% từ cây Rau rừng.
3.2.3. Định lượng polyphenol
Hàm lượng polyphenol tồn phần (tính theo pyrogallol) được xác định theo phương
pháp Folin-Ciocalteu. Kết quả được thể hiện trong Hình 3.4.

11
.


.

Hình 3.5. Phương trình đường chuẩn theo nồng độ pyrogallol
Từ phương trình tuyến tính biểu diễn độ hấp thu theo hàm lượng pyrogallol
y = 0,0167x + 0,1825 với R² = 0,9977, đề tài xác định hàm lượng polyphenol toàn
phần trong cao cồn 50% từ cây Rau rừng là 85 mg pyrogallol/g cao.
ĐỢC TÍNH CẤP ĐƯỜNG UỐNG TRÊN CḤT NHẮT

3.3.

Phân tán cao cồn 50% từ cây Rau rừng trong nước cất đến nồng độ tối đa qua được
kim là 1500 mg/ml. Cho chuột thử nghiệm uống đồng lượng cao liều 0,2 ml/10 g
trọng lượng (tương đương 30 g cao/kg). Quan sát thấy chuột thay đổi cử động tổng
quát, giảm di chuyển, thở nhanh trong 2 - 3 phút. Sau 5 phút, chuột có hiện tượng
co thắt thành bụng kéo dài đến 30 phút. Khoảng từ 30 - 60 phút sau khi uống cao,
20% (2/10) chuột co giật và chết, số còn lại di chuyển, ăn cám viên và uống nước
bình thường; tiếp đó trong vòng 72 giờ kể từ khi uống cao, 60% (6/10) chuột chết.
Tiến hành giảm liều và tiếp tục cho chuột uống cao thử, theo dõi trong 72 giờ. Kết

quả cho thấy liều cao nhất không gây chết chuột thử nghiệm (LD0) là 14 g cao/kg.
Tiến hành thử nghiệm xác định LD50: Số lượng chuột chết và sống ở mỗi lơ sau 72
giờ trong thử nghiệm độc tính cấp của cao Rau rừng được trình bày ở Bảng 3.5.
Bảng 3.5. Số lượng chuột chết/sống ở mỗi lô uống cao Rau rừng
Số lượng chuột thực tế
Số lượng chuột tích lũy
Liều
(g/kg)

Số chết

Số sống Tổng số Số chết Số sống Tổng số

14

0

10

10

0

34

34

0

18

2

8

10

2

24

26

7,69

22

3

7

10

5

16

21

23,81

26

5

5

10

10

9

19

52,63

30

6

4

10

16

4

20

80,00

12
.

% chết


.

Giá trị LD50 xác định theo phương pháp Behrens:
LD50 = D1 + [(50-a) x d]/(b-a) = 22 + [(50 - 23,81) x 4]/(52,63 - 23,81) = 25,64 mg/kg
Đồ thị biểu diễn tỷ lệ phần trăm chết tích lũy (%) theo liều dùng ở Hình 3.5.

Hình 3.6. Đồ thị biểu diễn tỷ lệ chết tích lũy (%) theo liều uống cao Rau rừng
Từ đồ thị, xác định LD16 = 16,07 g/kg và LD84 = 30,67 g/kg.
Phân phối chuẩn s = (LD84 - LD16)/2 = (30,67 – 16,07)/2 = 7,3
Sai số chuẩn của LD50 tính theo cơng thức:
k .s.d

n

Es 

0,66 x7,3x 4 / 10

 1,39

Vậy LD50 của cao cồn 50% từ cây Rau rừng là 25,64 ± 1,39 (g/kg).

Chuột chết trong thử nghiệm và chuột sống sau 14 ngày được mổ, quan sát đại thể
cho thấy khơng có sự thay đổi về đại thể ở tất cả chuột thử nghiệm (Hình 3.6).

Chuột chứng

Chuột uống cao
sống sau 14 ngày

Chuột chết sau
Chuột chết trong
khi uống cao
72 giờ sau khi
30 - 60 phút
uống cao
Hình 3.7. Đại thể chuột ở các lô thử nghiệm
13

.


.

Liều có thể dùng trong các thử nghiệm sinh lý (Ds) ở chuột khơng vượt q 1/10
LD50. Do đó, đề tài chọn liều cho uống của cao 130 mg/kg và 260 mg cao/kg (tương
ứng 1/200 và 1/100 LD50) để khảo sát tác dụng chống oxy hóa, bảo vệ gan in vivo.

3.4. Tác động chống oxy hóa, bảo vệ gan in vivo
3.4.1. Tác động của cao Rau rừng lên hoạt tính enzym gan
Tác động của cao chiết Rau rừng lên hoạt tính enzym gan AST, ALT của chuột bị
gây tổn thương gan bằng paracetamol được trình bày trong Bảng 3.6.

Bảng 3.6. Hoạt tính men gan AST, ALT ở các lơ chuột thử nghiệm
Lô (n = 6)

AST (U/L)

Sinh lý

ALT (U/L)

123,78 ± 6,92

62,78 ± 4,61

5975,22 ± 292,76***

Chứng bệnh

9910,62 ± 446,31***

Silymarin 100 mg/kg

2449,82 ± 635,53***##

Cao Rau rừng 130 mg/kg

4166,92 ± 144,96***##

7508,58 ± 548,42***##

Cao Rau rừng 260 mg/kg

2448,63 ± 459,07***##

3965,93 ± 719,95***##

***

p < 0,001 so với sinh lý

#

4834,17 ± 1222,15***##

p < 0,01 so với chứng bệnh

Kết quả cho thấy hoạt tính AST, ALT của lơ chứng bệnh cao hơn so với lơ sinh lý
có ý nghĩa thống kê (p < 0,001), cụ thể chỉ số AST tăng gấp 48,3 lần, chỉ số ALT
tăng gấp 157,9 lần. Điều này chứng tỏ paracetamol đã gây tổn thương tế bào gan.
Khi điều trị bằng silymarin uống liều 100 mg/kg hoặc cao chiết Rau rừng liều 130
và 260 mg/kg, chuột có giảm hoạt tính AST, ALT có ý nghĩa so với lô chứng bệnh
(p < 0,01). Cụ thể: Ở lô silymarin, AST giảm 2,43 lần và ALT giảm 2,05 lần; ở lô
cao Rau rừng liều 260 mg/kg: AST giảm 2,44 lần và ALT giảm 2,50 lần. Điều này
cho thấy silymarin 100 mg/kg và cao Rau rừng ở cả 2 liều đều có tác dụng bảo vệ
gan, giảm sự tăng hoạt tính enzym gan AST, ALT gây bởi paracetamol. Khi so sánh
giữa lô cao Rau rừng liều 260 mg/kg và thuốc đối chứng silymarin 100 mg/kg cho
thấy hoạt tính AST tương đương nhau, hoạt tính ALT ở lơ cao chiết Rau rừng liều
260 mg/kg thấp hơn nhưng khơng có ý nghĩa thống kê (p > 0,05).
So sánh giữa 2 liều 130 mg/kg và 260 mg/kg của cao chiết Rau rừng, kết quả cho
thấy liều uống 260 mg/kg thể hiện tác động giảm hoạt tính ALT tốt hơn liều 140
mg/kg có ý nghĩa thống kê (p < 0,05); tuy nhiên, sự khác biệt về hoạt tính AST

khơng có ý nghĩa thống kê (p > 0,05).
14
.


.

3.4.2. Phương trình tuyến tính của protein, MDA và GSH chuẩn
Đồ thị mối quan hệ giữa nồng độ protein chuẩn và độ hấp thu trình bày ở Hình 3.7.

Hình 3.8. Liên quan tuyến tính giữa nồng độ protein và độ hấp thu
Nồng độ protein (mg/ml dịch đồng thể) được tính theo phương trình hồi quy tuyến
tính của protein chuẩn: Cprotein (mg/ml) = (OD thử - 0,2541)/0,1704.
Đồ thị mối quan hệ giữa nồng độ MDA chuẩn với độ hấp thu trình bày ở Hình 3.8.

Hình 3.9. Liên quan tuyến tính giữa nồng độ MDA và độ hấp thu của MDA chuẩn
Phương trình đường chuẩn: y = 0,0356x + 0,0912 với R² = 0,9936.
Hàm lượng MDA (nmol/ml dịch đồng thể) được tính theo phương trình hồi quy
tuyến tính của chất MDA chuẩn: C (nmol/ml) = (OD thử - 0,0912)/0,0356.
Suy ra hàm lượng MDA (nmol/g protein): C = Cnmol/ml dịch đồng thể x 1000/ Cprotein.
Đồ thị mối quan hệ giữa nồng độ GSH với độ hấp thu trình bày ở Hình 3.9.
15
.


.

Hình 3.10. Liên quan tuyến tính giữa nồng độ và độ hấp thu của GSH chuẩn
Phương trình đường chuẩn: y = 0,0007x + 0,1431 với R² = 0,9951.
Hàm lượng GSH (nmol/ ml dịch đồng thể) được tính theo phương trình hồi quy

tuyến tính của chất GSH chuẩn: C (nmol/ml) = (ODthử - 0,1431)/0,0007.
Suy ra hàm lượng GSH (nmol/g protein): C = Cmmol/ml dịch đồng thể x 1000/ Cprotein.

3.4.3. Tác động của cao Rau rừng lên hàm lượng MDA, GSH gan
Dựa vào phương trình tuyến tính biểu diễn mối quan hệ giữa nồng độ MDA, GSH,
protein và độ hấp thu, tính được nồng độ MDA, GSH trong dịch đồng thể gan chuột
thử nghiệm. Kết quả được trình bày trong Bảng 3.13.
Bảng 3.4. Kết quả khảo sát MDA, GSH trong gan của các lô chuột thử nghiệm
Lô (n = 6)

MDA/g protein

Sinh lý

GSH/g protein

2,96 ± 0,27

Chứng bệnh

14,33 ± 2,09

972,93 ± 39,28

**

153,61 ± 15,09**

Silymarin liều 100 mg/kg

2,63 ± 0,29##

685,81 ± 102,28*##

Cao thử Rau rừng 130 mg/kg

3,92 ± 0,34##

287,26 ± 26,94**##

Cao thử Rau rừng 260 mg/kg

2,39 ± 0,37##

916,20 ± 85,65##

*

p < 0,05 và ** p < 0,01 so với lô sinh lý

##

p < 0,01 so với chứng bệnh

Về hàm lượng MDA sinh ra trong gan, kết quả cho thấy ở lô chứng bệnh tăng 4,84
lần, có ý nghĩa thống kê so với lơ sinh lý (p < 0,01); chứng tỏ paracetamol gây tổn
thương gan có thể qua cơ chế peroxyd hóa màng tế bào gan.
Hàm lượng MDA của lô đối chứng silymarin 100 mg/kg và 2 lô thử uống cao chiết
Rau rừng với liều 130 mg/kg, 260 mg/kg đều thấp hơn có ý nghĩa thống kê so với lô
chứng bệnh (p < 0,01), cụ thể MDA ở 3 lô giảm lần lượt là: 5,45; 3,66 và 5,60 lần.

MDA giữa các lơ khơng khác biệt có ý nghĩa thống kê so với sinh lý (p > 0,05).
16
.


.

Bên cạnh đó, hàm lượng MDA ở lơ cao chiết Rau rừng liều 260 mg/kg thấp hơn có
ý nghĩa thống kê so với liều 130 mg/kg (p < 0,05) và khơng có sự khác biệt so với
thuốc đối chứng silymarin liều 100 mg/kg (p > 0,05).
Về hàm lượng GSH, lô chứng bệnh giảm 6,33 lần có ý nghĩa so với lô sinh lý (p <
0,01); chứng tỏ paracetamol gây độc gan, sinh các gốc tự do, làm giảm GSH gan.
Hàm lượng GSH của lô đối chứng silymarin liều 100 mg/kg và 2 lô thử cao Rau
rừng liều 130 mg/kg, 260 mg/kg cao hơn có ý nghĩa thống kê so với lô chứng bệnh
(p < 0,01), cụ thể GSH tăng lần lượt là: 4,46; 1,87 và 5,96 lần.
So với chuột ở lô sinh lý, hàm lượng GSH gan của chuột ở lô silymarin 100 mg/kg
và cao chiết Rau rừng liều 130 mg/kg lần lượt bằng khoảng 70% và 30% GSH của
chuột sinh lý, thấp hơn có ý nghĩa thống kê (p < 0,05). Tuy nhiên, ở lô cho uống cao
chiết Rau rừng liều 260 mg/kg, hàm lượng GSH gan phục hồi gần trở về mức sinh
lý bình thường (khoảng 94%), sự khác biệt khơng có ý nghĩa thống kê (p > 0,05).
Tác dụng phục hồi GSH gan của cao Rau rừng liều 260 mg/kg khác biệt khơng có ý
nghĩa so với silymarin 100 mg/kg. Tuy nhiên, khi so sánh giữa 2 liều 130 mg/kg và
260 mg/kg của cao chiết Rau rừng, kết quả cho thấy hàm lượng GSH ở lô cao Rau
rừng liều 260 mg/kg cao hơn có ý nghĩa thống kê so với liều 130 mg/kg (p < 0,01).
Như vậy, trong thử nghiệm này, thuốc đối chứng silymarin và cao cồn 50% từ cây
Rau rừng thể hiện được khả năng chống oxy hóa, giúp làm tăng được hàm lượng
GSH gan và giảm lượng MDA sinh ra trong quá trình peroxyd hóa ở gan. Cao chiết
Rau rừng liều 260 mg/kg thể hiện tác động chống oxy, bảo vệ gan tốt hơn so với
liều 130 mg/ngày, giúp lượng GSH trở về gần mức sinh lý của chuột bình thường.
3.4.4. Tác động của cao Rau rừng lên đại thể, vi thể gan

Về đại thể, tất cả chuột sinh lý đều có gan màu đỏ, không phù mề, mặt nhẵn và
mềm mại. Chuột chứng bệnh có gan bạc màu, bề mặt có chấm trắng và sung huyết.
Đa số chuột ở lô Rau rừng liều 130 và 260 mg/kg hoặc silymarin 100 mg/kg có gan
màu đỏ, bề mặt nhẵn, khơng có nổi nốt trắng hoặc sung huyết.
Về vi thể, gan chuột được ngâm trong formol 10%, xử lý, nhuộm HE và phân tích
vi thể tại Khoa Giải phẫu bệnh, Bệnh viện Quận 2, Tp. HCM. Một số đặc điểm của
cấu trúc tế bào gan quan sát dưới kính hiển vi quang học trình bày ở Hình 3.10.

17
.


.

Hoại tử quanh tĩnh mạch trung tâm

Hoại tử tiểu thùy gan

Hình 3.10. Vi thể cấu trúc tế bào gan
Kết quả phân tích vi phẫu gan chuột ở các lơ được tổng kết trong Bảng 3.14.
Bảng 3.14. Bảng kết quả phân tích vi phẫu gan chuột thử nghiệm
Lơ thử nghiệm
Sinh lý (n = 6)
Chứng bệnh (n = 6)
Silymarin 100 mg/kg
(n = 6)
Cao Rau rừng
liều 130 mg/kg
(n = 6)

Cao Rau rừng
liều 260 mg/kg
(n = 6)

Kết quả phân tích vi phẫu gan
6/6 mẫu gan bình thường, khơng viêm hay hoại tử.
4/6 mẫu gan viêm mức độ 8/18 (hoại tử quanh tĩnh
mạch trung tâm 6/6 và trong tiểu thùy gan: 2/4)
2/6 mẫu gan viêm mức độ 6/18 (hoại tử quanh tĩnh
mạch trung tâm 4/6 và trong tiểu thùy gan: 2/4)
3/6 mẫu gan viêm mức độ 8/18
3/6 mẫu gan viêm mức độ 6/18
1/6 mẫu gan viêm mức độ 8/18
1/6 mẫu gan viêm mức độ 7/18 (hoại tử quanh tĩnh
mạch trung tâm 5/6 và trong tiểu thùy gan: 2/4)
2/6 mẫu gan viêm mức độ 6/18
1/6 mẫu gan viêm mức độ 4/18 (hoại tử quanh tĩnh
mạch trung tâm 3/6 và trong tiểu thùy gan: 1/4)
1/6 mẫu gan viêm mức độ 3/18
3/6 mẫu gan viêm mức độ 7/18 (hoại tử quanh tĩnh
mạch trung tâm 5/6 và trong tiểu thùy gan: 2/4)
3/6 mẫu gan viêm mức độ 6/18 (hoại tử quanh tĩnh
mạch trung tâm 4/6 và trong tiểu thùy gan: 2/4)
18

.