Chọn lọc và nuôi cấy một số chủng tảo dunaliella dọc bờ biển một số tỉnh miền trung nam bộ cho hàm lượng carotenoid cao (tt)

ĐẠI HỌC QUỐC GIA TP. HCM
TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN

VÕ HỒNG TRUNG

CHỌN LỌC VÀ NUÔI CẤY MỘT SỐ CHỦNG TẢO
DUNALIELLA DỌC BỜ BIỂN MỘT SỐ TỈNH
MIỀN TRUNG – NAM BỘ
CHO HÀM LƯỢNG CAROTENOID CAO

Ngành: Sinh lý học Thực vật
Mã số ngành: 62 42 30 05

TÓM TẮT LUẬN ÁN TIẾN SĨ NGÀNH SINH HỌC

Tp. Hồ Chí Minh – Năm 2017


Công trình được hoàn thành tại: Phòng thí nghiệm Công nghệ Tảo, Đại
học Quốc tế, Đại học Quốc gia TP. HCM và Phòng thí nghiệm Sinh lý
Thực vật, Trường Đại học Khoa học Tự nhiên, Đại học Quốc gia TP. HCM

Người hướng dẫn khoa học:
1. HDC: PGS. TS. Bùi Văn Lệ
2. HDP: TS. Trần Ngọc Đức

Phản biện 1: PGS. TS. Trương Thị Đẹp
Phản biện 2: TS. Lê Thị Thúy Ái
Phản biện 3: TS. Đào Thanh Sơn
Phản biện độc lập 1: TS. Nguyễn Thị Thanh Xuân
Phản biện độc lập 2: TS. Lê Thị Thúy Ái

Luận án sẽ được bảo vệ trước Hội đồng chấm luận án cấp nhà nước
họp tại Trường Đại học Khoa học Tự nhiên, ĐHQG - HCM
vào hồi

giờ

ngày

tháng

năm

Có thể tìm hiểu luận án tại thư viện:
1. Thư viện Tổng hợp Quốc gia Tp.HCM
2. Thư viện trường Đại học Khoa học Tự Nhiên-HCM


Chương 1 - MỞ ĐẦU
Dunaliella là vi tảo lục đơn bào, có khả năng chống chịu với các độ
muối khác nhau. Dunaliella đã trở thành một sinh vật mô hình sử dụng cho
nghiên cứu thích ứng muối ở thực vật. Các loài Dunaliella hiện diện trong
các môi trường nước biển, các hồ muối trên khắp thế giới (Oren và Shilo,
1982; Oren, 2005).
D. salina đã được coi là một trong những nguồn β-carotene tốt và quan
trọng nhất trong số các sinh vật quang hợp. Chúng có thể tích lũy βcarotene lên đến 50 mg/g trọng lượng khô trong điều kiện ức chế thích hợp.
(Ben-Amotz và Avron, 1983; Borowitzka, 1989; Boussiba và Vonshak,
1991; Chen 2009).
Carotenoid có một số vai trò quan trọng như giúp tăng cường thị lực của
con người, phòng và trị bệnh như ung thư, viêm loét, chống lão hóa v.v.

Ngoài ra các sắc tố còn được sử dụng trong công nghiệp thực phẩm như
chất phụ gia tạo màu, chất chống oxy hóa, tăng cường hệ miễn dịch (Pisal
và Lele, 2005).
Việt Nam là nước nhiệt đới có tiềm năng biển rất lớn với bờ biển dài
hơn 3200km và các vùng ruộng muối nổi tiếng như Sa Huỳnh, Đề Gi, Ninh
Diêm, Cam Ranh, Long Điền, Cần Giờ... Do đó sự đa dạng sinh học vi tảo,
đặc biệt Dunaliella là rất phong phú. Khả năng tìm, phân lập và xác định
các chủng vi tảo có dinh dưỡng và khả năng tích lũy carotenoid cao dưới
các điều kiện môi trường khác nhau là rất lớn.
Chúng tôi chọn đề tài “Chọn lọc và nuôi cấy một số chủng
tảo Dunaliella dọc bờ biển một số tỉnh miền Trung - Nam Bộ cho hàm
lượng carotenoid cao” nhằm chọn lọc các chủng Dunaliella có khả năng
tổng hợp carotenoid cao trong các điều kiện nuôi cấy khác nhau và làm cơ
sở cho các nghiên cứu khai thác ứng dụng tiếp theo sau này.

--1--


Chương 2 - VẬT LIỆU – PHƯƠNG PHÁP
2.1. Phương pháp thu mẫu
2.1.1. Vị trí thu mẫu
Mẫu tảo được thu ở các vùng ruộng muối và vùng biển các tỉnh Trung
Nam Bộ, gồm tỉnh Quãng Ngãi, Bình Định, Khánh Hòa, Bình Thuận, Bà
Rịa – Vũng Tàu, TP. Hồ Chí Minh.
2.1.2. Phương pháp thu mẫu
Mẫu tảo được thu bằng nhiều phương pháp khác nhau tại các ruộng
muối và vùng biển các tỉnh Trung Nam Bộ.
2.2. Phương pháp phân lập
Mẫu thu được phân lập trên môi trường thạch với độ muối tương ứng
với độ muối tại nơi thu mẫu theo Chitlaru và Pick (1989) tại phòng thí

nghiệm (hình 2.3).
2.3. Phương pháp chọn lọc và định danh Dunaliella
Các chủng tảo sau phân lập được nuôi cấy trên môi trường MD4, 1,5M
đến cạn kiệt dinh dưỡng (khoảng 20 ngày), dịch nuôi và tế bào các chủng
có màu vàng, đỏ hoặc da cam cho thấy có khả năng tích lũy carotenoid.
Xác định Dunaliella dựa trên đặc điểm hình thái, sinh lý, sinh hóa trong
điều kiện ức chế muối 3,5M NaCl (hình 2.5). Đồng thời kết hợp với
phương pháp sinh học phân tử, giải trình tự ITS giúp cho quá trình định
danh chính xác Dunaliella (hình 2.6).
2.4. Các phương pháp phân tích
2.4.1. Quan sát hình thái và sự phát huỳnh quang tế bào
Hình thái tế bào Dunaliella và sự phát huỳnh quang lipid (nhuộm với
Nile Red sau 10 phút) được quan sát dưới KHV quang học Nikon
ECLIPSE Ni-U (X40) ở bước sóng 595 nm.

--2--


2.4.2. Xác định mật độ tế bào
Mật độ tế bào tảo được đếm trực tiếp bằng buồng đếm hồng cầu. Mật độ
tế bào trong 1 mL được tính theo công thức Guillard và Sieracki (2005).
2.4.3. Xác định tốc độ tăng trưởng đặc hiệu và năng suất tế bào
Mật độ hoặc sinh khối tế bào ở hai thời điểm khác nhau trong quá trình
tăng trưởng của mẫu được dùng để tính tốc độ tăng trưởng đặc hiệu (G: tế
bào/ngày) và năng suất tế bào (P: tế bào x 106/mL/ngày) trong khoảng thời
gian khảo sát (Levasseur và cs.,1993).
2.4.4. Xác định hàm lượng carotenoid tổng và diệp lục tố
Dịch nuôi được ly trích và xác định dựa theo phương pháp của Shaish
và cs. (1992) và Prieto và cs. (2011).
2.4.5. Xác định khả năng chống oxy hóa

Khả năng chống oxy hóa của dịch nuôi được xác định bằng phương
pháp DPPH (1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl) (Romeilah và cs., 2010; Das
và cs., 2011). Khả năng chống oxy hóa (I%) được tính dựa trên khả năng
ức chế của các bức xạ tự do của DPPH theo công thức sau (Yaltirak và cs.,
2009; Albayrak và cs., 2010)
I% = (AĐối chứng – AMẫu)/AĐối chứng x 100
2.4.6. Xác định hàm lượng phenolic tổng
Hàm lượng phenolic tổng được xác định bằng thuốc thử FolinCiocalteau’s phenol (Lim và cs., 2002; Li và cs., 2007; Stankovic, 2011;
Goiris và cs., 2012). Hàm lượng phenolic tương đương với lượng acid
gallic/g (Hemalatha và cs., 2013).
2.4.7. Xác định sinh khối tế bào
Dịch nuôi cấy tảo được lọc qua màng sợi thủy tinh và sấy khô ở 103°C
suốt 6 tiếng hoặc cho đến khi trọng lượng khô không đổi [A (g)]. Trọng
lượng khô này tiếp tục được đốt ở 550oC để tạo tro [B (g)] (khoáng chất).

--3--


Sinh khối [C (g)] là phần khác biệt giữa khối lượng khô và phần khoáng
sau khi đốt (C=A-B) (Zhu và Lee, 1997; Lee và Shen, 2004)
2.4.8. Đánh giá khả năng tích lũy lipid tương đối
Tín hiệu lipid được đọc ở bước sóng kích thích 480/20 nm và bước sóng
lọc 590/35 nm (Cooksey và cs., 1987; Lee và cs., 1998; Chen và cs., 2009;
Chen và cs., 2011; Kou và cs., 2013, Tran và cs., 2014).
2.5. Phương pháp bố trí thí nghiệm
2.5.1. Chọn lọc môi trường tự nhiên bổ sung dinh dưỡng cho tăng
trưởng Dunaliella
Chủng D. bardawil ngoại nhập được sử dụng để nghiên cứu môi trường.
Sáu môi trường MD1, MD2, MD3, MD4, MD5, MD6 với thành phần dinh
dưỡng khác nhau, độ muối 1,5 M NaCl và ánh sáng 50 μmol photon/m2/s

liên tục được sử dụng để tiến hành chọn lọc môi trường.
2.5.2. Bổ sung dinh dưỡng cho môi trường MD4 khi nuôi Dunaliella
Để kéo dài giai đoạn tăng trưởng và tăng sinh khối của tảo, thí nghiệm
bổ sung thành phần dinh dưỡng được thực hiện trên môi trường MD4 được
lựa chọn. D. bardawil được nuôi trên môi trường MD4, 1,5M NaCl, sau 8
ngày nuôi cấy được bổ sung thành phần dinh dưỡng NPK, KNO3, KH2PO4
và kết hợp KNO3 với KH2PO4 với nồng độ khác nhau.
2.5.3. Khảo sát độ muối và ánh sáng cho tăng trưởng của Dunaliella
16 chủng D. salina nội địa, 2 chủng D. salina CCAP 19/18 và D.
bardawil được khảo sát ảnh hưởng ở các độ muối khác nhau (1; 1,5 và 2M)
và cường độ ánh sáng khác nhau (50, 100, 150 µmol photon/m2/s).
2.5.4. Đánh giá sơ bộ hàm lượng carotenoid các chủng Dunaliella
salina nội địa
Thí nghiệm đánh giá sơ bộ hàm lượng carotenoid của 16 chủng D.
salina nội địa và 2 chủng D. salina ngoại nhập được thực hiện theo 2 giai
đoạn: giai đoạn nuôi tăng trưởng và giai đoạn ức chế tích lũy carotenoid.
--4--


2.5.5. Chọn lọc các chủng Dunaliella salina nội địa tích lũy carotenoid
cao, và đánh giá khả năng chống oxy hóa và hàm lượng phenolic
Để tiếp tục chọn lọc những chủng Dunaliella và điều kiện nuôi cấy tối
ưu cho sự tích lũy carotenoid cao, và các thành phần sinh hóa khác, chúng
tôi tiến hành nghiên cứu các điều kiện ức chế gồm dinh dưỡng, ánh sáng
cao và độ muối cao của 8 chủng Dunaliella nội địa được chọn lọc ở trên và
2 chủng Dunaliella ngoại nhập.
2.5.6. Đo cường độ quang hợp và hô hấp tế bào các chủng Dunaliella
salina
Cường độ quang hợp và hô hấp của các chủng D. salina được đo bằng
máy Hansatech trong giai đoạn tăng trưởng của tảo, với 1,5 mL mẫu cho

mỗi lần đo, cường độ ánh sáng 50, 150, 300, 500 và 800 µmol photon/m2/s,
tốc độ khuấy 5 vòng/phút.
2.5.7. Ảnh hưởng của ánh sáng xanh dương lên sự tăng trưởng của
Dunaliella salina
D. salina A9 và 2 chủng Dunaliella ngoại nhập được lựa chọn để khảo
sát ảnh hưởng của ánh sáng xanh dương lên sự tăng trưởng với các cường
độ 30, 50 và 100 µmol photon/m2/s liên tục, với đối chứng (ĐC) ánh sáng
trắng 50 µmol photon/m2/s.
2.5.8. Ảnh hưởng của ánh sáng UV
D. salina A9 và 2 chủng D. salina ngoại nhập được lựa chọn để khảo sát
ảnh hưởng của ánh sáng UV-A lên sự tăng trưởng, tích lũy carotenoid, khả
năng chống oxy hóa, hàm lượng phenolic tổng và tín hiệu lipid tương đối.
2.6. Phân tích dữ liệu
Tất cả dữ liệu được lưu trữ và xử lý với phần mềm Microsoft office
Excel 2010. Phần mềm SPSS (Statistical Program Scientific System) phiên
bản 11.5 dùng cho Windows được dùng để tính độ tin cậy của các giá trị
khác biệt, với xác suất trên 95% (p < 0,05).
--5--


Chương 3 –KẾT QUẢ - THẢO LUẬN
3.1. KẾT QUẢ
3.1.1. Chọn lọc môi trường tự nhiên bổ sung dinh dưỡng cho tăng
trưởng Dunaliella
3.1.1.1. Chọn lọc môi trường nuôi cấy
D. bardawil tăng trưởng tốt nhất trên môi trường MD4 với mật độ, sinh
khối tế bào và tốc độ tăng trưởng cao hơn so với các môi trường còn lại

Sinh khối (g/L)

(hình 3.1, 3.2).
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0

MD1
MD2
MD3
MD4
MD5
MD6
0

3

6

9

12 15
Ngày

18

21

24

Hình 3.1. Sinh khối tế bào của D. bardawil nuôi trong sáu môi trường khác

Tốc độ tăng trưởng
(g/L/ngày)

nhau
0,06
0,05
0,04
0,03
0,02
0,01
0
MD1

MD2

MD3
MD4
Môi trường

MD5

MD6

Hình 3.2. Tốc độ tăng trưởng của D. bardawil nuôi trong sáu môi trường
khác nhau
--6--

3.1.1.2. Bổ sung dinh dưỡng cho MD4 khi nuôi Dunaliella
Môi trường MD4 cần tiếp tục tối ưu hóa sinh khối. Do đó NPK, nitơ và
phosphor được bổ sung theo 13 nghiệm thức. Các nghiệm thức bổ sung
dinh dưỡng NPK (0,05 g/L, 0,1 g/L và 0,15 g/l) giúp Dunaliella tăng
trưởng tốt hơn các nghiệm thức còn lại và nghiệm thức 4 (NPK 0,15 g/L)
giúp Dunaliella tăng trưởng tốt nhất (hình 3.7).

Tốc độ tăng trưởng
(tế bào/ngày)

0,1

(b)

0,08

0,06
0,04
0,02
0
Nghiệm thức

Đối chứng
NPK 0,05g/L
NPK 0,1g/L
NPK 0,15g/L
KNO3 0,25g/L
KNO3 0,5g/L

KNO3 0,75g/L
KH2PO4 0,0135g/L
KH2PO4 0,027g/L
KH2PO4 0,0405g/L
Kết hợp 1
Kết hợp 2
Kết hợp 3

Hình 3.7. Tốc độ tăng trưởng sau (ngày 8-18) (b) của D. bardawil trong 13
nghiệm thức bổ sung dinh dưỡng khác nhau
3.1.2. Phân lập và chọn lọc vi tảo lục Dunaliella
Khoảng 200 chủng vi tảo thuần và sạch khuẩn được phân lập trên môi
trường thạch. Dựa trên sự thay đổi màu sắc của dịch nuôi và hình thái tế
bào (màu vàng/cam) sau nuôi cấy cạn kiệt dinh dưỡng tế bào của các chủng
chuyển sang màu vàng/da cam được lựa chọn.
3.1.3. Xác định một số chủng Dunaliella ở Việt Nam
3.1.3.1. Xác định Dunaliella dựa trên hình thái, sinh lý và sinh hóa
Các chủng Dunaliella có thể chia thành 2 nhóm dựa trên kích thước tế
bào và sự tích lũy carotenoid, nhóm 1 (D. sp1) gồm 7 chủng Dunaliella có
kích thước nhỏ từ 4-5 µm chiều rộng và 7-8 µm chiều dài (S, Y, F, H, A, L,
--7--


I) và nhóm 2 (D. sp2) gồm 16 chủng có kích thước lớn hơn từ 10-15 µm
chiều rộng và 12-20 µm chiều dài (J, K, M, N, O, P, Q, R, D, E, G, A9,
A10, A11, A12, A13) và 2 chủng D. salina ngoại nhập (CCAP và
bardawil) (ảnh 3.3).

Ảnh 3.3. Hình thái và kích thước tế bào Dunaliella thuộc hai nhóm: nhóm
1, D. sp1 (a); nhóm 2, D. sp2 (b); D. salina CCAP (c) và D. bardawil (d)

Dựa trên hình thái, khả năng chống chịu với độ muối và tín hiệu lipid
tương đối có thể thấy có ít nhất 3 loài khác nhau: D. salina có tế bào vàng,
mật độ tế bào thấp và tín hiệu lipid trên tế bào cao (nhóm 2, D. sp2 J, K, M,
N, O, P, Q, R, D, E, G, A9, A10, A11, A12, A13); loài có tế bào xanh, mật
độ tế bào cao và tín hiệu lipid trên tế bào thấp (nhóm 1, D. sp1 S, Y, F, H,
A, L) và loài có tế bào xanh, mật độ tế bào cao và tín hiệu lipid trên tế bào
cao (nhóm 3, D. sp1, I) (ảnh 3.4).

--8--


Ảnh 3.4. Hình thái tế bào của 23 chủng Dunaliella được phân lập và 2
chủng D. salina ngoại nhập (CCAP19/18 và D. bardawil) (a) và sự phát
quang của lipid được nhuộm với Nile Red (b), trước (I) và sau (II) khi ức
chế muối 3,5M NaCl
--9--


3.1.3.2. Xác định Dunaliella dựa trên đoạn ADN ITS
Cấu trúc cây phát sinh dựa trên đoạn ITS từ các chủng Dunaliella được
phân lập và một số chủng được công bố trên NCBI cho thấy các chủng
Dunaliella phân chia theo 3 nhóm loài: nhóm A gồm tất cả 16 chủng vàng
(nhóm 2, D. sp2: J, K, M, N, O, P, Q, R, D, E, G, A9, A10, A11, A12, A13)
là Dunaliella salina, nhóm B gồm 1 chủng xanh (nhóm 3, D. sp1: I) là
Dunaliella tertiolecta, nhóm C gồm 6 chủng xanh (nhóm 1, D. sp1: S, Y, F,
H, A, L) là Dunaliella viridis (hình 3.12). Sự phân các nhóm loài này phù
hợp với các đặc điểm hình thái, sinh lý và sinh hóa.
3.1.4. Khảo sát độ muối và ánh sáng cho tăng trưởng của các chủng
Dunaliella salina
Hầu hết các chủng D. salina tăng trưởng tốt ở độ muối 1,5M và cường

độ ánh sáng 50 µmol photon/m2/với tốc độ tăng trưởng tế bào cao hơn ở độ
muối và cường độ ánh sáng khác.
3.1.5. Đánh giá sơ bộ hàm lượng carotenoid của các chủng Dunaliella
salina nội địa
Ức chế kết hợp muối 4M NaCl và ánh sáng 150 µmol photon/m2/s liên
tục sự tăng trưởng, hàm lượng diệp lục tố của hầu hết các chủng D. salina
giảm và hàm lượng carotenoid (hình 3.18), khả năng chống oxy hóa, hàm
lượng phenolic tổng và tín hiệu lipid tăng.

--10--


25

Carotenoid (µg/mL)

20
15
10
5
0
Trước ức chế

Sau ức chế

D. salina J
D. salina K
D. salina M
D. salina N
D. salina O

D. salina P
D. salina Q
D. salina R
D. salina A9
D. salina A10
D. salina A11
D. salina A12
D. salina A13
D. salina D
D. salina E
D. salina G
D. salina CCAP
D. bardawil

Hình 3.18. Hàm lượng carotenoid trên thể tích, 8 chủng được chọn (↓) và 2
chủng ngoại nhập trước và sau 24 ngày ức chế kết hợp muối 4M và ánh
sáng 150 µmol photon/m2/s liên tục

3.1.6. Chọn lọc các chủng Dunaliella salina nội địa tích lũy carotenoid
cao
Các tế bào D. salina ở các điều kiện ức chế ánh sáng cao chuyển sang
màu vàng/da cam (tích lũy carotenoid cao), trong khi đó các tế bào ở điều
kiện ức chế N/P và muối 4M vẫn còn màu xanh (tích lũy carotenoid thấp).
Sự tích lũy carotenoid của các chủng D. salina trong các điều kiện ức chế
ánh sáng cao AS500, AS800 và AS500+4M cao hơn so với các điều kiện
ức chế N/P, muối 4M và AS300 (hình 3.22). Ngoài ra, khả năng chống oxy
hóa và hàm lượng phenolic tổng của các chủng D. salina trong điều kiện ức
chế ánh sáng cao AS500, AS800 và AS500+4M cũng cao hơn so với các
điều kiện ức chế N/P, muối 4M và AS300.

--11--


Carotenoid (µg/mL)

60
50
40
30
20
10
0
N/P

Muối AS300 AS500 AS800 AS500
+ 4M
4M
Điều kiện ức chế

D. salina A9
D. salina A10
D. salina E
D. salina G
D. salina J
D. salina N
D. salina O
D. salina P
D. salina CCAP
D. bardawil

Hình 3.22. Hàm lượng carotenoid trên thể tích của các chủng D. salina ở
các điều kiện ức chế khác nhau
3.1.7. Cường độ quang hợp và hô hấp tế bào các chủng Dunaliella
salina
Cường độ quang hợp của hầu hết D. salina tăng khi tăng cường độ ánh
sáng từ 50 - 800 μmol photon/m2/s, tuy nhiên một số chủng D. salina bị
bão hòa (D. salina A9, O và D. bardawil) hoặc ức chế (các chủng còn lại
trừ D. salina P) khi tế bào tiếp xúc ở cường độ ánh sáng cao (hình 3.25).
Cường độ hô hấp tế bào các chủng D. salina A9, A10, E và P cường độ hô
Cường độ quang hợp
(µmol O2/mL/phút)x10-3

hấp cao hơn so với các chủng còn lại
35
30
25
20
15
10
5
0

D. salina A9
D. salina A10
D. salina E
D. salina G
D. salina J
D. salina N
D. salina O
D. salina P

D. salina CCAP
D. bardawil

Cường độ ánh sáng
Hình 3.25. Cường độ quang hợp của các chủng D. salina trên thể tích ở các
cường độ ánh sáng khác nhau.
--12--


3.1.8. Ảnh hưởng của ánh sáng xanh dương lên sự tăng trưởng của
Dunaliella salina
Sự tăng trưởng tối ưu ở các cường độ ánh sáng xanh phụ thuộc vào loài,
D. salina A9 tăng trưởng tốt ở cường độ 50 μmol photon/m2/s, D. salina
CCAP ở 100 μmol photon/m2/s và D. bardawil ở 30 μmol photon/m2/s.
3.1.9. Ảnh hưởng của ánh sáng UV
Tế bào 3 chủng D. salina sau khi ức chế ánh sáng trắng 500 µmol
photon/m2/s riêng rẽ và kết hợp UV-A, tế bào chuyển sang màu vàng (hoặc
da cam), kích thước tế bào lớn hơn và hình dạng thay đổi. Sự tăng trưởng
của D. salina A9 và D. bardawil giảm sau khi bị ức chế. Ngược lại, D.
salina CCAP sự tăng trưởng tăng sau khi ức chế. Hàm lượng carotenoid
(hình 3.32), khả năng chống oxy hóa, hàm lượng phenolic tổng và tín hiệu
lipid tương đối tăng sau ức chế ánh sáng trắng 500 µmol photon/m2/s riêng

Carotenoid (µg/mL)

rẽ và kết hợp UV-A.
50
45
40
35

30
25
20
15
10
5
0

D. salina A9-500
D. salina A9-500+UV
D. salina CCAP-500
D. salina CCAP-500+UV
D. bardawil-500
D. bardawil-500+UV

Ngày 6 - Ngày 9 - sau Ngày 12 trước ức chế ức chế 3 sau ức chế 6
ngày
ngày
Hình 3.32. Hàm lượng carotenoid trên thể tích của D. salina trước và sau
ức chế ánh sáng trắng 500 µmol photon/m2/s riêng rẽ và kết hợp UV 5
W/m2 liên tục
--13--


3.2. THẢO LUẬN
3.2.1. Chọn lọc môi trường tự nhiên bổ sung dinh dưỡng cho tăng
trưởng Dunaliella
3.2.1.1. Chọn lọc môi trường nuôi cấy
Các số liệu về mật độ tế bào, sinh khối và diệp lục tố của Dunaliella
trong mỗi môi trường thống nhất với nhau (hình 3.1, 3.3). Trong đó môi

trường MD4 được bổ sung NPK tạo sự tăng trưởng tốt nhất cho Dunaliella
(hình 3.2). Môi trường MD4 bổ sung nitrogen và phosphor từ phân bón
NPK giúp tế bào tăng trưởng tốt với tốc độ tăng trưởng và sinh khối cao
sau 14 ngày nuôi cấy. D. bardawil tăng trưởng tốt trong môi trường MD4
(bổ sung phân bón NPK) để tạo ra các chất hữu cơ cao hơn so với các môi
trường còn lại. Nitrogen là dinh dưỡng đa lượng quan trọng cho sự tăng
trưởng và biến dưỡng, là thành phần chính của protein, vật liệu di truyền và
quá trình biến dưỡng lipid, acid béo ở nhiều loài vi tảo (Griffiths và
Harrison, 2009). Ngoài ra nó là thành phần quan trọng tổng hợp diệp lục tố
và các protein của hệ thống quang hợp như LHCII apoprotein. Vì vậy việc
cung cấp nitrogen có ảnh hưởng lên thành phần cấu trúc và sinh lý quang
hợp của vi tảo (Tan và cs., 2016).
Tương tự, phosphor là một yếu tố cần thiết cho sự tăng trưởng của vi
tảo, đặc biệt cho sự hình thành và vận chuyển năng lượng chuyển hóa.
Phosphor hiện diện trong ribosome giàu phosphor nơi mà các protein liên
quan đến quang hợp được tổng hợp. Vì vậy phosphor bị hạn chế sẽ làm
giảm hoạt tính quang hợp dẫn đến tốc độ tăng trưởng giảm (Pudaite, 2015).
Ngoài ra dinh dưỡng vi lượng và đa lượng trong phân bón rất cần thiết cho
sự phát triển của sinh vật phù du (Boyd, 1979; Boney, 1983) chúng giúp
duy trì hàm lượng nitrogen trong môi trường nước (Davies và cs., 2006).
Mặc dù carotenoid không có nitrogen, sự tổng hợp chúng bị ức chế mạnh
trong quá trình thiếu nitrogen. Sự dimer hóa của geranyl-geranyl--14--


pyrophosphate là bước giới hạn tổng hợp carotenoid trong giai đoạn thiếu
nitrogen. Việc tổng hợp chuỗi prenyl ít bị ảnh hưởng bởi thiếu nitrogen
(Lichtenthaler và Verbeek, 1973).
Nhìn chung môi trường nước biển biến đổi bổ sung NPK (MD4) dường
như có nhiều ưu điểm hơn so với môi trường đối chứng (MD1) và các môi
trường khác (MD2,3,5,6) về chi phí sản xuất (phụ lục A2, A6), tăng trưởng

và các thành phần sinh hóa khác như hàm lượng diệp lục tố, carotenoid và
khả năng chống oxy hóa. Vì vậy, phân bón có thể là một thành phần thay
thế tuyệt vời được sử dụng cho nuôi sinh khối vi tảo.
3.2.1.2. Bổ sung dinh dưỡng cho môi trường MD4 khi nuôi Dunaliella
Nitrogen và phosphor là hai dinh dưỡng đa lượng quan trọng cho sự
tăng trưởng và biến dưỡng ở các tế bào tảo. Sự hạn chế của các dinh dưỡng
quan trọng này làm thay đổi con đường biến dưỡng của tế bào. Đối với sự
cạn kiệt nitrogen và phosphor làm thay đổi sự biến dưỡng lipid từ tổng hợp
lipid màng thành dự trữ lipid trung tính. Điều này lần lược làm tăng hàm
lượng lipid trong tảo lục (Juneja và cs., 2013). Vì vậy để duy trì sự tăng
trưởng và tăng sinh khối ở vi tảo cần bổ sung nitrogen và phosphor vào giai
đoạn giới hạn của hai dinh dưỡng này vào môi trường nuôi cấy.
Các nghiệm thức bổ sung phân bón NPK sau 8 ngày nuôi cấy giúp
Dunaliella tăng trưởng tốt và ở nồng độ NPK cao hơn tảo tăng trưởng tốt
hơn (hình 3.6, 3.7). Bổ sung NPK với nồng độ (0,15 g/L) đã không ức chế
sự tăng trưởng, giúp duy trì trong thời gian dài hơn, lên đến 1 tuần sau khi
bổ sung và không có sự khác biệt đáng kể trong tăng trưởng giữa 3 nghiệm
thức bổ sung NPK (hình 3.7bc). Trong điều kiện nồng độ nitrogen cao
trong môi trường vi tảo dự trữ nitrogen ở dạng diệp lục tố và khi nồng độ
nitrogen trong môi trường giảm có sự chuyển dịch nitrogen từ diệp lục tố
vào protein để giúp duy trì sự tăng trưởng của vi tảo (McGlathery và
Pedersen, 1999).
--15--


Hàm lượng diệp lục tố (µg/mL) trong 13 nghiệm thức tăng tương ứng
với tăng trưởng của tế bào D. bardawil. Sự tích lũy carotenoid của D.
bardawil gần như phù hợp với sự tăng trưởng và hàm lượng diệp lục tố
(hình 3.6, 3.7, 3.8, 3.9). Điều này là do các nghiệm thức bổ sung dinh
dưỡng đã không tạo ra điều kiện ức chế tổng hợp carotenoid nào.

Hàm lượng diệp lục tố thấp ở các nhóm Chlamydomonas reinhardtii bị
cạn kiệt nitrogen (N) và nitrogen-phosphor (NP). Sự giảm này là do cạn
kiệt nitrogen ở tảo. Acid 5-aminolevulinic là một tiền chất của diệp lục tố
được tổng hợp từ sự kết hợp giữa succinate và glycin hoặc trực tiếp từ
glutamate. Việc cung cấp hạn chế nitrogen vào các tế bào bị đói N và NP
có thể ảnh hưởng lên khả năng tổng hợp acid amin như glycin và glutamate
của tế bào, làm hạn chế tổng hợp acid 5-aminolevulinic và dẫn đến hàm
lượng diệp lục tố thấp trong tế bào. Tương tự như hàm lượng diệp lục tố,
hàm lượng carotenoid thấp ở các nhóm cạn kiệt N và NP; điều này cho thấy
nồng độ của nitrogen ảnh hưởng lên hàm lượng carotenoid trong tế bào.
Hàm lượng các sắc tố giảm ở các tế bào cạn kiệt N và NP và không giảm ở
tế bào cạn kiệt P, kết quả này cho thấy nitrogen là yếu tố cần thiết cho sự
tổng hợp diệp lục tố và carotenoid (Kamalanathan và cs., 2015).
3.2.2. Xác định các chủng Dunaliella ở Việt Nam
Dunaliella salina là một trong những nguồn sản xuất β-carotene giá trị.
Việc phân lập và xác định chính xác D. salina là rất quan trọng. Marker
phân tử là một công cụ phổ biến cho việc xác định chính xác Dunaliella
(Polle và cs., 2009; Preetha và cs., 2012). Nhiều nghiên cứu cho thấy
Dunaliella tích lũy hàm lượng lipid trung tính cao khi bị ức chế như độ
muối cao, cường độ ánh sáng cao, cạn kiệt dinh dưỡng,…Vì vậy chúng tôi
sử dụng đặc điểm tín hiệu lipid như một dấu hiệu bổ sung để phân biệt D.
salina. Dữ liệu tín hiệu lipid trước và sau ức chế muối giúp xác định D.
salina với sự hỗ trợ của hình thái và khả năng chống chịu độ muối.
--16--


23 chủng Dunaliella bao gồm 16 chủng vàng/cam và 7 chủng xanh
được lựa chọn từ khoảng 200 chủng (ảnh 3.1, 3.2) sau 1 tháng nuôi cạn kiệt
dinh dưỡng. Theo Ben Amotz và cs. (1982), Phadwal và Singh (2003)
những chủng Dunaliella chuyển màu vàng/cam dưới điều kiện cạn kiệt

dinh dưỡng được cho có thể là D. salina do tích lũy carotene. So sánh các
đặc điểm hình thái, kích thước và sự thay đổi màu sắc tế bào sau nuôi cấy
cạn kiệt dinh dưỡng của 23 chủng Dunaliella nội địa và D. salina CCAP
18/19, D. bardawil DCCBC 15, D. viridis của các tác giả có thể đưa ra
nhận định: các chủng Dunaliella nhóm D. sp2 có thể là D. salina và nhóm
D. sp1 không phải là D. salina (ảnh 3.3, 3.4).
Trong điều kiện nuôi cấy 1,5M nhóm D. sp1 tăng trưởng nhanh hơn so
với các chủng nhóm D. sp2. Tuy nhiên nhóm D. sp2 có khả năng chống
chịu độ muối cao tốt hơn so với nhóm D. sp1 thể hiện ở mật độ tế bào ổn
định sau ức chế (ảnh 3.4; hình 3.10, 3.11). Khả năng tăng trưởng này có thể
do đặc tính sinh học của tế bào (Geidervà cs., 1986).
Sự tích lũy lipid của các chủng Dunaliella tăng lên sau ức chế muối
3,5M NaCl. Trong đó, tín hiệu lipid trên tế bào (lipid/tb) của D. salina cao
hơn so với D. viridis và D. tertiolecta (ảnh 3.4; hình 3.11b). Tín hiệu lipid
trên tế bào của các chủng Dunaliella tăng sau ức chế muối phù hợp với các
nghiên cứu trước đó của Chen và cs. (2011).
Trong các điều kiện bất lợi của môi trường như độ muối cao, cường độ
ánh sáng cao, cạn kiệt dinh dưỡng,…carotenoid thứ cấp được tích lũy trong
các cấu trúc đặc biệt có thể nằm ở bên trong stroma của lục lạp (như các
giọt chứa β-carotene ở D. bardawil) và bên ngoài lục lạp (như các hạt
oleosome trong tế bào chất của H. pluvialis). Các cấu trúc chứa carotenoid
thứ cấp được tổng hợp cùng với sự tham gia chủ yếu của lipid trung tính
(Triacylglycerol, TAG) (Solovchenko, 2013).

--17--


Dựa trên kết quả phân tích đoạn ADN ITS cho thấy, nhóm tế bào xanh,
có kích thước nhỏ và tăng trưởng nhanh, có khả năng chống chịu độ muối
thấp được xác định thuộc D. viridis và D. tertiolecta. Trong khi đó, các

chủng Dunaliella vàng/cam, có kích thước lớn hơn và chịu được độ muối
tốt hơn được xác định là D. salina (hình 3.12).
3.2.3. Khảo sát độ muối và ánh sáng cho tăng trưởng của Dunaliella
salina
Độ muối và cường độ ánh sáng là một trong những yếu tố quan trọng
ảnh hưởng đến sự tăng trưởng tối ưu và tích lũy carotenoid của D. salina.
Kết quả cho thấy hầu hết các chủng D. salina tăng trưởng tốt ở độ muối
1,5M NaCl và cường độ ánh sáng 50 µmol photon/m2/s với mật độ tế bào
và tốc độ tăng trưởng đạt cao hơn so với các điều kiện còn lại. Ở các điều
kiện nuôi cấy này có thể giúp tế bào D. salina hấp thu tốt dinh dưỡng từ
môi trường, sự tổng hợp sắc tố quang hợp và hiệu quả hoạt động của bộ
máy quang hợp đạt cao nhất. Tốc độ tăng trưởng của tảo cũng bị ảnh hưởng
bởi tương tác giữa ánh sáng và dinh dưỡng, tỷ lệ carbon thể hiện chức năng
của ánh sáng và dinh dưỡng. Sự tăng trưởng của tảo tăng gắn với việc sử
dụng hiệu quả dinh dưỡng trong môi trường dưới điều kiện ánh sáng thấp
(Juneja và cs., 2013).
Hình 3.13 và 3.14 cho thấy hầu hết các chủng có tốc độ tăng trưởng cao
ở độ muối 1,5M NaCl. Dunaliella có khả năng chịu được độ muối từ dưới
0,5M đến 5M NaCl. Sự đáp ứng tăng trưởng của Dunaliella là sự tương tác
phức tạp với nhiều yếu tố môi trường như nhiệt độ, độ muối và cường độ
ánh sáng (Ben-Amozt, 2009).
Các chủng D. salina tăng trưởng tốt ở cường độ ánh sáng 50 µmol
photon/m2/s, với mật độ tế bào, tốc độ tăng trưởng và năng suất tế bào cao
hơn so với cường độ ánh sáng cao (100 và 150 µmol photon/m2/s) (hình
3.15, 3.16). Đặc biệt, D. salina CCAP sự tăng trưởng khá cao và tốt trên cả
--18--


2 cường độ ánh sáng 50, 100 µmol photon/m2/s (hình 3.16, bảng 3.5). Theo
Liu và Shen (2004) và Mofeed (2015) cường độ ánh sáng là một yếu tố

quan trọng góp phần vào sự sản xuất sắc tố quang hợp, cường độ ánh sáng
cao làm tăng sự tổng hợp diệp lục tố a hơn ở cường độ ánh sáng thấp ở D.
salina. Ở D. viridis hàm lượng diệp lục tố a và carotenoid trên tế bào cao
nhất ở cường độ ánh sáng 50 µmol photon/m2/s và hàm lượng sắc tố này
giảm mạnh khi tăng cường độ ánh sáng. Ở cường độ ánh sáng cao sự tăng
trưởng nhanh hơn vì thế sự tích lũy sắc tố có thể không tăng (Ak và cs.,
2008).
3.2.5. Chọn lọc các chủng Dunaliella salina nội địa tích lũy carotenoid
cao
Tám chủng D. salina nội địa có hàm lượng carotenoid cao khi nuôi cấy
ở điều kiện ức chế cường độ ánh sáng 150 µmol photon/m2/s kết hợp độ
muối 4,0M NaCl được chọn để tiếp tục phân tích hàm lượng carotenoid và
khả năng chống oxy hóa với các điều kiện ức chế khác. Trong đó các điều
kiện ức chế ánh sáng cao AS500, AS800 và AS500+4M sự tích lũy
carotenoid của các chủng D. salina cao hơn so với các điều kiện ức chế
N/P, muối 4M và AS300 (hình 3.22). Kết quả cho thấy ánh sáng là yếu tố
chính ảnh hưởng đến khả năng tích lũy carotenoid của D. salina phù hợp
với các kết quả trước đây về khả năng kích thích tạo carotene của ánh sáng
cũng như sự kết hợp với yếu tố khác như độ muối cao hoặc cạn kiệt dinh
dưỡng đối với Dunaliella và một số tảo khác (Pisal và Lele, 2005; Park và
cs., 2013).
Điều kiện ức chế AS500 D. salina A9 tích lũy carotenoid cao hơn các
chủng nội địa còn lại, đặc tính này có thể do D. salina A9 nhạy cảm hơn
với cường độ ánh sáng cao. Khi tiếp xúc với cường độ ánh sáng cao tế bào
Dunaliella sử dụng con đường tổng hợp carotenoid như một cơ chế bảo vệ
chống lại các tổn thương do ánh sáng (Xu và cs., 2016).
--19--


Các nghiệm thức ức chế kết hợp độ muối cao (4M NaCl) và ánh sáng

cao (500 µmol photon/m2/s) gây ra sự tích lũy carotenoid cao hơn so với
nghiệm thức ức chế muối riêng rẽ (4M NaCl). Tuy nhiên khi so với các
nghiệm thức ức chế ánh sáng cao riêng rẽ (500 hoặc 800 µmol photon/m2/s)
thì hàm lượng carotenoid ở nghiệm thức kết hợp hầu như không có sự khác
biệt rõ rệt. Như vậy kết quả này có thể cho thấy rằng ức chế ánh sáng cao
có khả năng kích thích sự tổng hợp carotenoid ở D. salina tốt hơn so với độ
muối cao. Ngoài ra kết quả cũng cho thấy ở ức chế ánh sáng 800 µmol
photon/m2/s hàm lượng carotenoid của hầu hết các chủng D. salina không
cao hơn so với ức ánh sáng 500 µmol photon/m2/s riêng rẽ và kết hợp độ
muối (4M NaCl). Điều này có thể là do ở cường độ ánh sáng cao 800 µmol
photon/m2/s đã gây ra sự ức chế tổng hợp carotenoid ở các chủng D. salina.
Các nghiên cứu cho thấy sự liên quan của ROS đến cảm ứng tổng
carotenoid. ROS được tạo ra trong các điều kiện ức chế ánh sáng cao hoặc
những điều kiện ức chế khác, đóng vai trò như các chất truyền tín hiệu thứ
2 để hoạt hóa các con đường tổng hợp carotenoid. ROS và các sản phẩm
chuyển hóa của chúng có thể hoạt hóa các enzyme tiền tổng hợp carotenoid
và cảm ứng sự biểu hiện các gen tương ứng (Solovchenko, 2013).
3.2.6. Khả năng chống oxy hóa và hàm lượng phenolic tổng các chủng
Dunaliella salina
Các kết quả cho thấy khả năng chống oxy hóa (hình 3.23) và hàm lượng
phenolic tổng (hình 3.24) của các chủng D. salina ở các điều kiện ức chế
muối và ánh sáng cao hơn so với các điều kiện ức chế khác. Carotenoid là
chất chống oxy hóa mạnh và khử các gốc tự do. Carotenoid thứ cấp
(astaxanthin và ester với acid béo) ở vi tảo có thể khử hiệu quả ROS được
tạo ra trên màng thylakoid vì chúng nằm bên ngoài màng thylakoid.
Carotenoid thứ cấp bảo vệ chống lại sự peroxide hóa lipid dự trữ trong
oleosome và các ngăn khác của tế bào như nhân. Chính vì vậy người ta
--20--

thấy các oleosome chứa carotenoid thứ cấp nằm quanh nhân để tạo ra một
rào cản lý hóa hấp thụ ROS và bảo vệ ADN tránh các tổn thương oxy hóa.
Sự tổng hợp carotenoid chứa oxy ở vi tảo làm giảm nồng độ oxy trong tế
bào và trong các ngăn khác của tế bào. Một yếu tố quan trọng kiểm soát
hình thành ROS trong các điều kiện nuôi cấy bất lợi cũng có thể là chất
nhận electron từ plastoquinone trên chuỗi vận chuyển điện tử ở lục lạp đến
oxidase cuối cùng trong lạp thể (PTOX) thông qua desaturase của con
đường tổng hợp carotenoid. Đồng thời oxy phân tử trong lục lạp được khử
tạo thành H2O, làm giảm khả năng tạo ROS (Solovchenko, 2013).
3.2.7. Cường độ quang hợp và hô hấp tế bào các chủng Dunaliella
salina
Cường độ quang hợp (trên thể tích, tế bào và diệp lục tố) giữa các chủng
D. salina có sự khác biệt: cường độ quang hợp của D. salina A9, O tăng
với sự tăng cường độ ánh sáng từ 50 lên 800 μmol photon/m2/s; D. salina
E, G, J, CCAP cường độ quang hợp đạt cực đại ở 150, 300 μmol
photon/m2/s. Trong khi đó các chủng D. salina A10, N và D. bardawil
cường độ quang hợp giảm khi tăng cường độ ánh sáng từ 50 đến150 μmol
photon/m2/s, sau đó tăng khi tăng cường độ ánh sáng từ 150 đến 500 μmol
photon/m2/s (hình 3.25). Kết quả cho thấy các chủng D. salina khác nhau
có sự khác biệt đáng kể trong đáp ứng với ức chế ánh sáng vì thế độ nhạy
của các chủng này với ánh sáng là khác nhau.
Ánh sáng thiết yếu cho quang hợp, nhưng nếu quá mức sẽ gây tổn
thương nhiều thành phần của bộ máy quang hợp, chủ yếu là PSII, và làm
giảm hiệu năng quang hợp (Bùi Trang Việt, 2016). Khi lục lạp tiếp xúc với
điều kiện ánh sáng cao gây ra những hư hại PSII do ánh sáng và khi tốc độ
hư hại này vượt quá khả năng sửa chữa các tổn hại này thì dẫn đến quang
ức chế và giảm hiệu suất quang hợp (Xu và cs., 2016). Ngoài ra, sự khác
biệt về tốc độ phân chia, thể tích tế bào D. salina CCAP 19/18 và D.
--21--

bardawil có thể dẫn đến sự khác biệt trong cường độ quang hợp (trên tế
bào) giữa hai chủng (Pack và cs., 2013).
Ánh sáng mạnh làm tổn thương PSI khi chuyển electron vượt quá khả
năng nhận electron của NADP+, dẫn đến sản xuất ROS gây tổn thương PSI
do tác dụng phân hủy protein, lipid và acid nucleic của tế bào (Bùi Trang
Việt, 2016).
3.2.8. Ảnh hưởng của ánh sáng xanh dương lên sự tăng trưởng của
Dunaliella salina
Tảo chứa diệp lục tố a và b nhạy cảm với ánh sáng xanh dương và đỏ.
Nhiều nghiên cứu cho thấy tảo lục tăng trưởng tốt ở điều kiện ánh sáng
xanh dương và đỏ do chúng chứa diệp lục tố a và b nhạy cảm với các bước
sóng ánh sáng này (Singh và Singh, 2015). Sự tăng trưởng của 3 chủng D.
salina tăng mạnh dưới điều kiện ánh sáng xanh dương với mật độ tế bào
cao sau 6 ngày nuôi cấy (hình 3.27). Sự đáp ứng với các cường độ ánh sáng
xanh dương phụ thuộc vào các loài D. salina khác nhau: D. salina A9 tăng
trưởng tốt ở cường độ 50 µmol photon/m2/s (hình 3.27a, 3.28), D. salina
CCAP ở 100 µmol photon/m2/s (hình 3.27b, 3.29) và D. bardawil ở 30
µmol photon/m2/s (hình 3.27c, 3.30).
Ánh sáng xanh dương cần thiết cho sự phân chia tế bào ở tảo C.
reinhardtii. Những nghiên cứu thấy rằng ánh sáng xanh dương và đỏ có thể
giúp tảo tăng trưởng và tổng hợp polysaccharide và có hiệu quả tốt nhất lên
quang hợp của Chlorella (Juneja và cs., 2013). Ánh sáng xanh có thể ảnh
hưởng đến quá trình chuyển hóa của vi tảo mà không làm giảm tốc độ tăng
trưởng của tế bào, hàm lượng diệp lục tố a và cường độ quang hợp cao hơn
(Marchetti và cs., 2013).
3.2.9. Ảnh hưởng của ánh sáng UV
Sau ức chế kết hợp ánh sáng cao 500 μmol photon/m2/s và UV-A (5
W/m2) hình thái và màu sắc tế bào D. salina có sự thay đổi rõ rệt, tế bào
--22--

của 3 chủng D. salina chuyển từ màu xanh sang vàng/da cam, hình trứng
sang hình tròn (đối với D. bardawil) và hình trứng kéo dài (đối với D.
salina A9 và D. salina CCAP) (ảnh 3.10). Những thay đổi này cũng chính
là dấu hiệu cho thấy sự tổng hợp carotenoid của D. salina sau ức chế ánh
sáng cao (hình 3.32) và kết quả phù hợp với các nghiên cứu của Park và cs.
(2013).
Sự tăng trưởng của D. salina A9 giảm sau khi bị ức chế, trong khi đó D.
bardawil tăng sau 3 ngày ức chế sau đó giảm dần. Ở điều kiện ức chế kết
hợp 500 μmol photon/m2/s và UV 5 W/m2 làm giảm sự tăng trưởng mạnh
hơn so với điều kiện ức chế ánh sáng trắng 500 μmol photon/m2/s riêng rẽ.
Ngược lại, D. salina CCAP và D. bardawil sự tăng trưởng tăng sau khi ức
chế (hình 3.31). Bức xạ UV-A không có hoạt tính quang hợp nhưng có ảnh
hưởng lớn đến điều hòa năng suất sinh học trong các hệ thống thủy sinh, có
khả năng ảnh hưởng đến sự đồng hóa các chất dinh dưỡng, quang hợp và
sửa chữa tổn thương do ánh sáng của các phân tử ở tảo (Arts và cs., 2000;
Zhou và cs., 2009). ADN là mục tiêu chính của các bức xạ bước sóng ngắn
ở tảo. Sự hình thành nhiều CPD (cyclobutane–pyrimidine dimer) là những
tổn thương chính khi tiếp xúc với ánh sáng UV-B gây ra sự ức chế quá
trình tái bản của ADN (García-Gómez và cs., 2012).
Hàm lượng carotenoid phụ thuộc vào loài dưới ảnh hưởng ức chế của
ánh sáng UV. UV-A rõ ràng gây ra sự tích lũy lượng lớn β-carotene ở D.
salina. Theo Mogedas và cs. (2009) trong các loại carotenoid, β-carotene là
thành phần chính có hàm lượng cao, tiếp đến violaxanthin và zeaxanthin có
hàm lượng thấp hơn khi tế bào Dunaliella được nuôi cấy trong các điều
kiện ức chế có UV-A. Việc tăng hàm lượng zeaxanthin giúp tế bào đáp ứng
lại với những stress oxy hóa. Zeaxanthin và violaxanthin là các sắc tố chính
liên quan đến chu trình xanthophyll phổ biến ở thực vật bậc cao có vai trò
bảo vệ chống lại những tổn thương do ánh sáng. Zeaxanthin đóng vai trò là

--23--